Relatorio botanica

CENTRO DE CIÊNCIAS SOCIAIS, SAÚDE E TECNOLOGIA
CURSO DE LICENCIATURA EM CIÊNCIAS NATURAIS/BIOLOGIA
SERES VIVOS II – BOTÂNICA
RAFAELA CARVALHO TIGRE
HENRIQUE MORAIS MENEZES
MORFOLOGIA E ANATOMIA VEGETAL: Cortes histologicos
IMPERATRIZ/MA
2019

HENRIQUE MORAIS MENEZES
MORFOLOGIA E ANATOMIA VEGETAL: Cortes histologicos
Relatório apresentado a disciplina de SERES
VIVOS II - BOTÂNICA, como requisitos para
obtenção de nota, sob orientação do Prof. Dr.
RAFAELA CARVALHO TIGRE
IMPERATRIZ-MA
2019

Sumário
INTRODUÇÃO ....................................................................................................................4
OBJETIVO ...........................................................................................................................5
MATERIAIS.........................................................................................................................5
MÉTODOS...........................................................................................................................6
RESULTADOS E DISCUSSÕES........................................................................................8
CONCLUSÃO ....................................................................................................................20
REFERÊNCIAS .................................................................................................................21
ANEXOS ............................................................................................................................22

1. INTRODUÇÃO
Como os órgãos vegetais são freqüentemente muito reduzidos, para o estudo da
estrutura da planta, seja de suas partes internas como superficiais, utiliza-se uma
importante ferramenta, o microscópio. Para se analisar a planta ao microscópio, é
necessário o preparo de lâminas temporárias, permanentes ou semi permanentes
(WENDER, 2012).
O estudo dos tecidos vegetais é feito a partir de cortes histológicos, podendo ser
plicado a diversos grupos de seres vivos. Na botânica a anatomia vegetal estuda os tecidos,
origem, organização, estrutura e função entre outras características. A histologia das
embriófitas engloba além dos tecidos vegetais a unidade da célula e todo seu agrupamento
morfológico até a formação da planta (RAVEN, 1996).
Os cortes é o principal meio de estudar as características anatômicas e histológicas
dos vegetais, visto que por meio de cada um é possível visualizar as estruturas internas da
célula (Menezes, 2010). Existem três tipos de cortes possíveis para o tecido vegetal,
paradérmico, longitudinal e transversal, o corte paradérmico é horizontal e superficial
permite a observação dos tecidos mais externos, o longitudinal é vertical e total, permite
a visão dos tecidos internos, por fim o corte transversal que é um corte horizontal e total
e por sua profundidade possibilita visualizar tecidos internos (RAVEN, 2011).
Para estudos anatômicos, normalmente, utiliza-se material vegetal coletado à
fresco, entretanto, material seco proveniente de herbário também pode ser utilizado, desde
que se proceda a reversão do processo de herborização. Para preservar o material vegetal
por um tempo maior é realizado a sua fixação logo após a coleta, pois as características
estruturais e a composição química das células se alteram rapidamente em resposta às
modificações do meio (TONIAZZO, 2013).
A técnica histológica visa a preparação dos tecidos destinados à microscopia de
luz, o exame ao microscópio é feito geralmente por luz transmitida, ou seja, a luz deve
atravessar pequeno fragmento do vegetal a ser examinado (Almeida, 2018). Assim, é
necessária a obtenção de fragmentos dos tecidos e coloca-los em lâminas finas e
transparentes. Os tecidos a serem estudados no microscópio devem ser preparados de
modo que sua estrutura original seja preservada ao máximo possível, no entanto, devido
as técnicas utilizadas muitas vezes as células apresentam alterações estruturais
(GONÇALVES, 2007).

Para análises em microscopia com vegetais normalmente se utiliza material
coletado fresco, mas também é utilizado material a seco de herbários em alguns casos,
após a coleta do material é preciso que haja a fixação para que o mesmo não sofra
modificação com o meio (Rizzini, 1976). A observação exige que o material seja o mais
transparente possível, os cortes podem ser feitos a mão livre com o auxílio de lâminas de
barbear ou bisturi, como também com aparelhos especializados.
2. OBJETIVO
Observar as estruturas das células vegetais através de cortes histológicos com
análise em microscopia.
3. MATERIAIS
Pinça
Lâmina de barbear
Laminas de microscopia
Lamínula
Conta-gotas
Placa de Petri
Água destilada
Hipoclorito de sódio
Corante azul de metileno
Microscopio Óptico
Folha de Sansevieria spp.
Folha de Ficus lyrata
Licopersicon esculentum
(Tomate)
Tubérculo de Solanum
tuberosum (Batata inglesa)
Catafilo de Allium cepa
(Cebola)
Pyrus sp.(Pera)
Daucus carota (Cenoura)
Malvavicus sp.(Hibisco)
Folha de Tradescantia sp.
Folha de Begonia sp.
Folha de Ficus elastica
Semente de Ricinus
communis (Mamona)
Anacardium occintale
(Caju)
Caesalpinia pulcherrima
(Barba de barata)
Papaveracea (Papoula)
Luffa opperculata
(Buchinha)
Cyperus rotundus (Tiririca)
Rubiaceae (Ixoria)
Handroanthus serratifolius
(Ipe amarelo)

4. MÉTODOS
Em todos os vegetais foram feitos cortes (transversal, longitudinal e paradérmico)
histologicos para visualização de diferentes estruturas de cada vegetal amostrado.
Antes de começar fazer os cortes na folha é preciso saber qual corte fazer, se será
paradérmico, longitudinal ou transversal, isso vai depender da estrutura que queira
visualizar, com o auxílio de um pequeno pedaço de isopor cortado ao meio coloca-se a
folha de Sansevieria spp. (Espada de São Jorge). Entre os dois pedaços de isopor e então
corta pequenos fragmentos da folha com o uso da lâmina de barbear, o isopor servirá de
apoio para que os fragmentos sejam os menores possíveis, então será possível a
visualização completa no microscópio, ao cortar a folha os fragmentos devem cair
diretamente em uma placa de Petri contendo água destilada, após cortar alguns
fragmentos, com o auxílio de uma pinça faz a coleta de um dos mais transparentes para
colocar na lâmina de microscopia, com o conta-gotas adiciona uma ou duas gotas de
hipoclorito de sódio em cima da amostra espera cerca de 1 minuto e retira a quantidade
de água da amostra, após adere a lamínula, e então leva ao microscópio. Feito isso uma
nova observação é feita usando uma nova amostra ainda do mesmo corte só que dessa vez
usamos o corante azul de metileno, em cada um dos cortes se realiza o mesmo processo
(corte trasnversal, longitudinal e paradérmico), objetiva utilizada foi a de 10x.
Utilizando a folha de Ficus lyrata realizado cortes transversais, e fazendo a
preparação na lâmina de barbear e observação no microscopio seus tecidos, objetiva
utilizada foi a de 10x.
Na Licopersicon esculentum (tomate), foi cuidadosamente retirando um
fragemento da epiderme com auxilio da lâmina de barbear (corte paradérmico) e tambem
para retirada do excesso de tecido obtendo um tecido fino. Com ajuda uma pinça, foi
tranferido para a lâmina histologica, sendo hidradata com uma ou duas gotas de água
destilada e cobrindo pela lamínola, objetiva utilizada foi a de 10x.
Foi utilizado o tubérculo de Solanum tuberosum (batata inglesa) fazendo cortes
transversais com ajuda da lamina de barbear no interior do tubérculo e montando as
lâminas com água e outra com a solução de lugol, este ajuda na vizualização do amido, a
objetiva utilizada foi a de 10x.

Da Allium cepa (cebola) retira-se o catafilo de um bulbo de cebola com a lâmina
de barbear destacar um fragmento de camada mais externa do catafilo, o corte utilizado é
o paradérmico, após colocar o catafilo da cebola na lâmina adiciona água destilada e adere
a lâminula e faz-se a primeira vizualização. Feito isso uma nova observação é feita porém
usando um corante, azul de metileno, a ultima vizualização é feita usando a solução de
lugol. As objetivas usadas foram de 40x para o corte que foi adicionado água e azul de
metileno e 10x para o corte com lugol.
Na Pyrus (pera) foi feito o corte transversal, realizando os precedimentos de
colocar o tecido da fruta da lâmina, porém nesta não usará água, mais diretamente para o
corante azul de metileno, e logo após faz-se uma nova obsservação usando o lugol. As
objetivas usadas foram de 40x e 10x.
No caso da Daucus carota (cenoura) fazendo cortes transversais com a lâmina de
babear e montando as secções com água e a solução de lugol.
Na folha de Malvaviscus sp. (hibisco) foi realizado cortes transversais no pecíolo
da folha, depositando-os numa placa e Pedri média com água destilada. Transferir os
fragmentos cortados para a placa de Pedri pequena, e cobrir com fucsina basica,
evidenciando a lignina (em vermelho) deixando em repouso por 20 segundos. Após esse
tempo, transferir novamente os cortes numa lâmina, pigando u duas gotas de água e
cobrindo com a lamínula, obervando em 10x e 40x.
Na folha de Tradescantia sp. Realizado o corte paradémico para retirada de
fragmentos da epiderme, usando a lâmina de babear, preparando a lâmina histologica
observando no microscópio óptico em 40x (epiderme) e em 100x (aparelho estomático).
Na folha de Begonia sp. Foi realizado cortes transversais no pecíolo da folha, e
depositando na placa de Pedri média com água destilada, já na folha realizou cortes
transversais e paradérmicos, montando a lâmina para observação no microcópio óptico.
Na Ficus elastica realizou cortes transversais na face adaxial da folha, depositando
numa placa de Pedri média com água destilada.
Agora na semente de Ricinus communis realizou cortes transversais com a lâmina
de barbear, motando a secções em água destilada, solução de lugol e azul de metileno
observado em 10x 40x e 100x.

Na ultima prática foi observado dez folhas de diferentes espécies, caracterizando
sua morfologia e fisiologia comparando uma com a outra.
5. RESULTADO E DISCUSSÃO
No corte transversal da Sansevieria sp. (Espada de São Jorge). podemos
observar a epiderme que é a primeira camada da célula, os feixes vasculares que seriam
os pontos escuros da célula e o parêmquima que seriam as células claras. Podemos
observar no corte Longitudinal o feixe vascular é visto lateralmente. Corte Paradérmico
dao para observar a presença da epiderme que seria a primeira camada da célula e a
presença de estômatos.
Após analisados os cortes transversais, longitudinais e paradérmicos de folha de
Sansevieria sp, com corantes distintos, observou-se que cada um dos corantes deixa uma
parte da folha mais visível. Atingindo assim os resultados esperados.
Figura 1: Folha de Sansevieria sp.
Corte transversal Corte longitudinal
Corte paradérmico
Fonte:Autoriaprópria.

Nos cortes feitos na Ficus lyrata podemos observa a epiderme a parte mais escura
na marginal da folha que reveste toda a estrutura primária da planta logo após o
parênquima paliçádico principal tecido responsável pela fotossíntese dos traqueófitas e
mais abaixo o parênquima lacunoso é um dos tecidos foliares de preenchimento,
caracterizado por células isodiamétricas ou braciformes, com poucos cloroplastos. E por
fim os tecidos de condução Xilema e Floema mais centralizados no desenho.
Figura 2: na Ficus lyrata.
Já nos cortes de Licopersicon esculentum (Tomate) foi observadoa parede celular
com os cromoplatstos que dão a pigmentação avermelhada da fruta e plasmodermos são
canais responsáveis pela conexão citoplasmática entre células vizinhas, possibilitando a
troca de moléculas de informação, funcionais, estruturais ou ainda de xenobióticos entre
as células pertencentes a um mesmo grupo. E na parede celular e visto os campo de
pontoações, que se formam durante a deposição da parede secundária, geralmente,
nenhum material de parede é depositado sobre o campo de pontoação primário formando
as pontoações. As pontoações variam em tamanho e detalhes estruturais.

No corte transversal da Tubérculo de Solanum tuberosum (Batata inglesa) foi
vizaulizado a parede celular e o amido, que é um amiloplasto um tipo de leucoplasto que
se localiza dentro do tecido fundamental parênquima, o amido serve como reservatório de
energia e está em grande quantidade em alguns alimentos entre eles a batata inglesa.
No Catafilo de Allium cepa (Cebola) temos um corte paradérmico que nos permite
a vizualização da parede celular e do núcleo da célula quando usamos dois reagentes, o
lugol que ajuda na pigmentação da parede celular, objetiva de 10x, e o azul de metileno
que cora o núcleo, pontos escuros nas extremidades de cada célula.
Figura 3: Licopersicon esculentum.
Figura 4: Tubérculo de Solanum tuberosum
Fonte:Autoriaprópria.Fonte:Autoriaprópria.

Figura 5: Catafilo de Allium cepa.
Neste corte foi possível vizualizar as células pétreas da Pyrus sp.(Pera) que são as
esclereísdes (pontos escuros), um dos tipos de células do esclerênquima que é um tecido
fundamental do vegetal, as esclereídes são constituidas de amido que são substâncias
ergásticas, produtos do metabolimo celular, a parede celular também foi vizualada que o
azul de metileno ajuda a pigmenta-la.
Figura 6: Células pétreas da Pyrus sp.
Na Daucus carota (Cenoura) com corte transversal observou o parênquima são
tecidos formados por células vivas que apresentam paredes finas e grande variedade de
formas e tamanhos. Na cenoura poder ser visto o parênquima amilífero mais encontrados
nas raizes, pode ser encontrado em tubérculos. É também pode haver cromoplastos dando
a pigmentação laranja para a raiz.

Figura 7: Daucus carota.
Na Malvaviscus sp. (Hisbisco) nesse corte foi usado fucsina básica para visualizar
a lignina com uma cor vermelha, uma macromolécula tridimensional amorfa encontrada
nas plantas terrestres, associada à celulose na parede celular cuja função é de conferir
rigidez, impermeabilidade e resistência a ataques microbiológicos e mecânicos aos tecidos
vegetais.
É também ser visto os tecidos de condução xilema e floema, Os feixes vasculares
são do tipo colateral, variando o arranjo e o número ao longo de todo o pecíolo, Ao longo
do pecíolo, pode ser observado canais secretores de mucilagem e resina. la medula. Os
cortes hislogicos realizados no pecíolo revelaram a ocorrência dos seguintes compostos
ergásticos: Drusas de oxalato de cálcio na hipoderme, parênquima fundamental cortical e
medular e no floema; compostos tânicos na epiderme, no colênquima e na forma de
idioblastos no parênquima do periciclo, se ouver cortes histoquimicos podem ser
encontrados também, compostos mucilaginosos na epiderme, hipoderme e nos canais
secretores; compostos alcaloídicos no colênquima e no parênquima fundamental do
córtex; compostos protéicos no colênquima, parênquima fundamental do córtex e no
floema; grãos de amido no parênquima fundamental medular, no floema e no xilema;
compostos resiníferos nos canais secretores.

Figura 8: Malvaviscus sp.
Na Tradescantia sp. na objetiva de 40x foi visto a epiderme mostrando alguns
plastos e 100x o aparelho estomático,(esvedeados) que são estruturas constituídas por um
conjunto de células localizadas na epiderme dos traqueófitos, especialmente na epiderme
inferior das folhas, com a função de estabelecer comunicação do meio interno com a
atmosfera, constituindo-se em um canal para a troca de gases e a transpiração do vegetal.
Figura 9: Tradescantia sp.
Na Begonia sp. no primeiro corte transversal foi visto Colênquima angular -
quando as paredes são mais espessas nos pontos de encontro entre três ou mais células.
No corte paradérmico na folha obteve uma visão geral da epiderme e também o estômato
anisocitico são aqueles que apresentam três células subsidiárias de tamanhos diferentes
circundando-os.

Figura 10: Begonia sp.
Na Ficus elastica no corte transvesal da face adaxial da folha observou-se
cistólitos (carbonato de cálcio) em células epidérmicas (litocistos) da folha de Ficus.
Figura 11: Ficus elastica.
Na semente de Ricinus communis (Mamona) é possível observar um tipo de
vacúolos particular: vacúolos proteicos, que correspondem a grãos de aleurona. Estes
vacúolos são delimitados por um tonoplasto, com suco vacuolar no seu interior. Neste
podemos diferenciar três componentes: a substância fundamental, uma substância
proteica amorfa; o cristalóide, um corpo cristalizado de natureza proteica, e um ou mais
globóides, que constituem inclusões globóides de hexafosfato de inositol.

Figura 12: Semente de Ricinus communis.
Observou-se a amostra Anacardium occintale(Folha de Caju) e constatou-se que
sua momenclatura foliar é caractezada como incompleta, estudo do limbo quanto á forma,
obovoada, quanto á face, superior ventral ou adaxial, quanto á nervação, são folhas
peninérveas, quanto a borda, interiro, quanto ao ápice, retuso, quanto á base, obtusa,
quanto á divisão do limbo, folha simples, tipo de folíolo, paripenada e filotaxia alternada.
Figura 13: Anacardium occintale(Folha de Caju).
Identificou-se na amostra de Caesalpinia pulcherrima (Barba de barata), sua
nomenclatura foliar incompleta, estudo do limbo qunto á forma é chamado orbicular,
quanto á face superior ventral ou adaxial, quanto ao ápice obtusa, sua base, divisão do
limbo, folha simples tipo de folíolo, paripenada, e por último sua filotaxia, diferentes e
distintas.

Figura 14: Caesalpinia pulcherrima (Barba de barata).
Na amostra de Papaveraceae (Papoula), sua nomenclatura foliar incompleta,
estudo do limbo quanto á forma, quanto á face superior ventral ou adaxial, a nervação
com folhas curvinérveas na borda palmatilobado, o ápice cuspidado a base truncada,
divisão do limbo com folhas simples, tipo de folíolo, unifoliolada e filotaxia.
Figura 15: Papaveraceae (Papoula).
Na amostra de Luffa operculata (Buchinha) sua ideificação foliar como
incompleta tem a forma do limbo cordiforme, tem sua face superior ventral ou adaxial, á
nervação peninérveas a borda e palmatilobada com ápice acuminado e sua base hastada
com divisão do limbo com folhas simples de tipo folíolo, unifoliada e apresentando
filotaxia alternada. Possuindo gavinhas, Orgão filamentoso, e qie possui umafunção
exclusiva, servindo para trepar, em outras plantas ou suportes.

Figura 16: Luffa operculata (Buchinha).
Na amostra de Cyperus rotundus (Tiririca) e sua nomenclatura foliar foi
indetificada como séssil, forma do limbo lanceolada, fase superior, ventral ou adaxial, sua
nervação com folhas uninérveas e bordas serrilhado, ápice acuminado e base atenuado,
folhas simples, unifoliada e filotaxia roseteadas.
Figura 17: Cyperus rotundus (Tiririca).
Na amostra de Rubiaceae (Ixoria) sua nomenclatura foliar e incompleta, a forma
do limbo e lanceolada, quanto a face inferior, dorsal abaxial, com nervação uninérveas,
com borda inteira e ápice agudo, base atebuada e divisão do limbo com fohas simples,
folíolo unifoliada e filotaxia verticialda.

Figura 18: Rubiaceae (Ixoria).
No caso da Handroanthus serratifolius (Ipe amarelo) sua nomenclatura foliar
como completa, seu limbo é elítica com faces superior, ventral ou adaxial e nervações
como peninérveas, superfície glabra, suas bordas serrado e ápice pontiagudo base
acunheada, folhas compostas de bifoliodasparipenadas e filotaxia oposta.
Figura 19: Handroanthus serratifolius (Ipe amarelo).
Na amostra de Carica papaya (Mamão) sua nomenclatura foliar como incompleta,
seu limbo simples, com nervações palminérvea, consistência menbranácea, superficie
Glabra e lisa, forma reniforme, ápice cuspidado, a base sagitada.

Figura 20: Carica papaya (Mamão).
Na amostra de Jatropha curcas L. (Pinhão) sua nomenclaura foliar como
inconpleta, limbo com folhas simples, com nervações, palminérvea, consistência
menbranácea, superficie Glabra e lisa, forma deltóide, ápice cuspidado, a base sagitada.
Figura 21: Jatropha curcas L. (Pinhão).
Na amostra de Citrus sinensis (Laranja) Pecíolo alado, limbo com folhas simples,
com nervações, peninérveas, consistência cariacea, superficie Glabra e lisa, forma elítica,
ápice cuspidado, obtusa.

Figura 22: de Citrus sinensis (Laranja).
As partes que formam a folhas são os pecíolos, bainha e limbo, tem uma função
de realizar as rocas gasosas como ambiente, com auda dos estomatos e principalmente a
fotossíntese.Podema ter algumas diferenças das outras pela sua nomenclatura foliar, form
do limbo, face, nervação, consistêcia, superfície, quando a borda, ao ápice base e sua
divisão ou não do folíolos e sua filotaxia. As amostras visualizadas foram caracterizadas
de acordo com Raven, 1996.
6. CONCLUSÃO
Com o término desta experiência foi constatado que as observações em laboratório
são de suma importância para um melhor aprendizado, sabe-se que aulas práticas levam
a uma realidade mais ampla dos conhecimentos que muitas vezes se tem somente nos
livros, cada observação mostra o que as células tem de comum e peculiar, cada uma com
sua própria característica. A forma como os corantes reagem de maneira diferente
evienciando partes específicas da células nos monstram que a composição da célula tem
afinidade com cada um individualmente, como por exemplo na célula da cebola, o azul
de metileno permite vê com mais precisão o núcleo, enquanto o lugol mostra a parede
celular com mais clareza, dentre outras especificidades de cada célula.

7. REFERÊNCIAS
ALMEIDA, E. F. A. et al. DIFERENTES SUBSTRATOS E AMBIENTES PARA
ENRAIZAMENTO 1449 DE MINI-IXORA (Ixora coccinea COMPACTA). Ciênc.
GONÇALVES, E.G.; Lorenzi, H. Morfologia vegetal: organografia e dicionário ilustrado
de morfologia das plantas vasculares. São Paulo: Instituto Plantarum, 2007.
MENEZES, T. P. et al. PRÁTICA DE CORTES HISTOLÓGICOS DE MATERIAL
BIOLÓGICO. 11ª Semana de Iniciação Científica e 2ª Semana de Extensão
UnilesteMinas Gerais. 29/09/2010 a 01/10/2010.
RAVEN P.H.; Evert R. F.; Eichhorn S. E. Biologia Vegetal.7a ed. Editora Guanabara
Koogan S. A., Rio de Janeiro. 2011.
RAVEN, P.H.; EVERT, R.F.; EICHHORN, S.E. Biologia Vegetal. Rio de Janeiro:
Guanabara Koogan, 1996.
RIZZINI, C.T.; Mors, W.B. Botânica econômica brasileira. São Paulo. EPU, Editora da
Universidade de São Paulo, 1976p.
TONIAZZO.F. et al. Técnicas em Histologia Vegetal. Agrotec Lavras. 2013.
WENDER, A.S., et al. Observação de lâminas permanentes com cortes de tecidos
vegetais. DEPARTAMENTO CIÊNCIAS AGRONÔMICAS E AMBIENTAIS. P.6.
2012.

Pratica I
1° A integridade morfológica celular é fundamental para um correto diagnóstico e só é
preservada se forem respeitados os princípios adequados da fixação. Sem uma fixação
adequada, as células sofrem autólise, o que irá dificultar ou impossibilitar a identificação.
2° Dependendo do corte que foi empregado na planta não podemos observar várias
estruturas dando o exemplo se fizemos o corte paradérmico observamos a parede celular
e não os vasos de condução (xilema e floema) no corte transversal
3° Transversal - Corte horizontal e total. Profundo o suficiente para permitir a observação
dos tecidos internos.
Longitudinal - Corte vertical e total realizado ao meio da estrutura em direção vertical.
Permite a visualização de tecidos internos.
Paradérmico - Corte horizontal e superficial, permitindo por isso a observação de tecidos
mais externos.
4° dependendo da estrutura da planta não conseguimos observa com muito nitidez ou
nenhuma, então usamos colorantes químicos, onde eles podem evidenciar (células,
organelas e substancias dentro da célula).
5° Inicialmente realiza-se o corte. É aconselhado se fazer réplicas e escolher os mais
transparentes Depositar o corte em placa de petri com água. Isso perite que o corte não
desidrate Depositar o corte em hipoclorito por 2 min. Assim a limpeza do corte é feita.
Após deve-se retirar o excesso em água. Corar o corte por 2 min. Essa etapa é realizada
com corante específico, seja fucxina (para corar lignina) seja lugol (para corar amido).
Após deve-se depositar o corte na água para tirar o excesso de corante. Depositar o corte
na lâmina; Cobrir o corte com a lamínula, em posição de 45º.
Após este procedimento o corte está pronto para ser observado no microscópio óptico.
6° Epiderme, mesoderme, parênquima paliçádico, parênquima lacunoso tecidos de
condução.
Pratica II
1° Pontuações são zonas menos espessas da parede celular onde só existem lamela média
e parede primária. Elas são formadas durante a formação da parede secundária, de modo
que durante esse processo não são depositados materiais sobre os campos primários de
pontuação, o que dará origem às pontuações.
2° Tem algumas pontuações escuras com algumas bordas bem brancas.

3° Tomate, o lugol apresentou um coloração melhor na visualização no M.O. deixando a
parede celular bem mais visível e o amido.
4° A membrana plasmática, citoplasmática ou plasmalema é a estrutura que delimita todas
as células vivas, tanto as procarióticas como as eucarióticas. Ela estabelece a fronteira
entre o meio intracelular, o citoplasma, e o ambiente extracelular, que pode ser a matriz
dos diversos tecidos. A membrana celular é responsável pela manutenção de uma
substância do meio intracelular, que é diferente do meio extracelular, e pela recepção de
nutrientes e sinais químicos do meio extracelular.
Pratica III
1° Amiloplastos: para a acumulação de amido como substância de reserva. Cloroplastos:
para a fotossíntese. Etioplastos: cloroplastos que não estiveram expostos à luz.
Elaioplastos: para o acúmulo de lipídio. Cromoplastos: para o armazenamento de
pigmentos. Leucoplastos: para a reserva de substâncias.
2° Vai deixar o amido mais evidente, colorindo o mesmo ficando escuro.
3°
4° Encontradas na parede celular e nos vacúolos, além de outros componentes
protoplasmáticos. As mais conhecidas são: amido, celulose, corpos de proteína, lipídios,
cristais de oxalato de cálcio (drusas, ráfides, etc.), cristais de carbonato de cálcio
(cistólitos) e de sílica (estruturas retangulares, cônicas, etc.). Produtos do metabolismo
celular. Podem ser material de reserva ou produtos descartados pelo metabolismo da
célula.
Pratica IV
1° Meristema fundamental forma o parênquima que são células de preenchimento, estão
presentes em grande quantidade no córtex e na medula de raízes e caule. É onde fica boa
parte das celular fotossintetizantes da planta parênquima clorofilado.
2° Podemos identificar o parênquima de acordo com sua função em três tipos parênquima
de preenchimento clorofilado e reserva.
3° É a camada mais superficial da planta, a que está diretamente em contato com o
exterior, estando acima da periderme e da mesoderma. É um tecido epitelial
multiestratificado, formado por várias camadas de células justapostas.
4° Periderme conjunto de tecidos com crescimento secundário formado pelo súber
compostas por celular mortas, felogênio meristema lateral da periderme que produz o
súber, feloderme armazena substancias e felema dá a proteção mecânica da planta.
5° O colênquima pode ser classificado de acordo com a forma de seu espessamento em:
colênquima angular, colênquima lamelar, colênquima lacunar e colênquima anular.
No colênquima angular, as células são espessadas na região dos ângulos, onde se
encontram três ou mais células. Possuem pouco espaço intercelular. É o tipo de
colênquima mais comum.

No colênquima lamelar, também chamado de tangencial ou em placa, o espessamento
ocorre nas paredes tangenciais. Sua ocorrência é pouco comum.
No colênquima lacunar, o espessamento ocorre nas paredes que delimitam espaços
intercelulares relativamente grandes.
No colênquima anular, o espessamento apresenta-se circular, mais uniforme. Também é
um tipo bastante frequente.
6° Sendo composto majoritariamente por células mortas na maturidade, o esclerênquima
é um tecido de sustentação dos vegetais composto por diversos tipos celulares. O
esclerênquima tem função de sustentação de órgãos vegetais que já cessaram seu
alongamento e resistência e proteção de sementes e frutos.
7° O xilema é um tecido de condução encontrado no corpo da planta em crescimento
primário e secundário. O xilema é chamado de primário quando é formado a partir do
procâmbio (tecido meristemático primário) e é chamado de secundário quando é formado
a partir do câmbio vascular (meristema secundário ou lateral).
O floema primário da mesma forma que o xilema primário é formado a partir do
procâmbio (meristema primário) no crescimento primário da planta. É diferenciado em
protofloema (se forma primeiro) e metafloema (se diferencia mais tardiamente). O floema
secundário deriva do câmbio vascular, no crescimento secundário.
8° O floema primário é encontrado em plantas em crescimento primário(altura) e é
originado da atividade do procâmbio. Já o floema secundário, encontrado em plantas em
crescimento secundário(espessura), é originado da ação do câmbio vascular. Assim como
o xilema secundário, o floema secundário diferencia-se do primário por organizar-se nos
sistemas radial e axial.

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