Apostila praticas de morfo vegetal 012008

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DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA FLORESTALDEPARTAMENTO DE ENGENHARIA FLORESTALDEPARTAMENTO DE ENGENHARIA FLORESTALDEPARTAMENTO DE ENGENHARIA FLORESTAL
DISCIPLINA DE MORFOLOGIA VEGETALDISCIPLINA DE MORFOLOGIA VEGETALDISCIPLINA DE MORFOLOGIA VEGETALDISCIPLINA DE MORFOLOGIA VEGETAL
APOSTILA DE PRÁTICAS DEAPOSTILA DE PRÁTICAS DEAPOSTILA DE PRÁTICAS DEAPOSTILA DE PRÁTICAS DE
MORFOLOGIA VEGETALMORFOLOGIA VEGETALMORFOLOGIA VEGETALMORFOLOGIA VEGETAL
PROF. ADRIANA SALAMONIPROF. ADRIANA SALAMONIPROF. ADRIANA SALAMONIPROF. ADRIANA SALAMONI
2008200820082008

Prof. Adriana Salamoni Página Morfologia Vegetal - P2
1. INTRODUÇÃO – PREPARANDO O MATERIAL BOTÂNICO:
O estudo interno das estruturas dos vegetais é feito observando-se os cortes finos de tecido vegetal
em microscópio óptico. Portanto, lembre-se que são necessários cuidados redobrados com este
equipamento para sua conservação.
Quanto ao material vegetal, normalmente utiliza-se o material vegetal coletado a fresco, com a
possibilidade de utilização de material herborizado após sua hidratação. Para a conservação do material
vegetal são utilizadas soluções fixadoras, que promovem a morte das células e sua preservação estrutural
em estado próximo do material fresco. As principais substâncias fixadoras são formol, o álcool, iodo,
bicromato de potássio e os ácidos: acético, pícrico crômico e ósmico. A escolha do uso de soluções
depende dos objetivos do trabalho a ser realizado. Atenção para evitar o contato das soluções fixadoras com
a pele, pois a maioria das substâncias citadas é tóxica.
Para que a luz possa atravessar o tecido a ser estudado, os cortes feitos devem ser suficientemente
finos e transparentes. Utiliza-se regularmente o micrótomo para obtenção de cortes finos, mas para
realização dos cortes neste equipamento, o material vegetal deve estar devidamente desidratado e incluído
em um suporte (mais comum: parafina). Podemos também realizar cortes à mão livre, com auxilio de uma
lâmina de barbear e um suporte (isopor, pecíolo de embaúba, medula do caule de sabugueiro). O corte deve
ser imediatamente transferido para um recipiente contendo água destilada. Os cortes realizados devem ser
o mais finos possível, possibilitando a observação das estruturas vegetais.
Tipos de secções: em anatomia vegetal são observadas estruturas vegetais através de secções
delgadas levadas ao microscópio óptico, que permite somente observações bidimensionais. Faz-se
necessária a observação de vários planos de corte. Os planos utilizados para secção são:
Transversal - perpendicular ao maior eixo do órgão.
Longitudinal radial - paralelo ao maior eixo do órgão partindo do centro do órgão.
Longitudinal tangencial - paralelo ao maior eixo do órgão partindo de um plano paralelo à
superfície do mesmo.
Paradérmico - principalmente utilizado para o estudo de folhas, sendo paralelo à superfície.
Durabilidade dos cortes
Quanto à duração, os cortes podem ser provisórios ou permanentes. Nos provisórios, o líquido de
inclusão utilizado é a água, glicerina (diluída 30-50%) ou corante. Nas montagens permanentes utiliza-se o
Bálsamo do Canadá ou resinas sintéticas. Em nossas aulas utilizaremos lâminas com cortes provisórios
confeccionados pelos alunos durante o período da aula prática, portanto os procedimentos descritos são os
adequados à obtenção desse tipo de material. A confecção das lâminas semi-permanentes é feita com
lâmina e lamínula e esses meios duram algumas horas (água) ou dias (glicerina). A lutagem é efetuada com
esmalte de unha incolor.

Clareamento dos cortes
A célula vegetal contém inúmeras substâncias que possuem cor, dentre elas os pigmentos. Para facilitar
a observação das estruturas, vários métodos de coloração podem ser empregados, entretanto para que
sejam eficientes, é necessário que os tecidos estejam livres de outras cores.
O clareamento dos cortes é feito utilizando solução de hipoclorito de sódio comercial (em geral 20%) ou
cloral hidratado. O transporte dos cortes para a solução de hipoclorito deve ser feito com o auxílio de estilete
e não com pincel, para não danificar suas cerdas. Transferir os cortes em seguida para outro recipiente com
água destilada e enxaguar abundantemente. Com o objetivo de corrigir o pH para que não haja interferência
na eficácia do corante, passar os cortes em solução de ácido acético diluído, enxaguando em água em
seguida.
Coloração dos cortes
O uso de corantes é necessário para evidenciar as estruturas celulares, resultando em maior facilidade
para observação. Alguns reagentes são empregados para a definição do tipo de substância encontrada em
alguns tipos de células. Alguns corantes e reagentes:
Azul de toluidina: corante metacromático, reage com paredes lignificadas corando-as de azul
esverdeado e com paredes celulósicas corando-as em roxo.
Fucsina básica e azul de astra (dupla coloração): A fucsina básica cora em vermelho a lignina e o
azul de astra cora a celulose de azul.
Azul de metileno: é um corante vital, ou seja, não mata a célula, por isso é recomendado para
observação de material vivo, também é utilizado para corar mucilagem.
Sudan III: reagente para substâncias apolares, oleosas ou cerosas (compostos graxos de cadeia
longa), que impregnam a parede celular, como a suberina e a cutina. Também cora óleos armazenados no
interior da célula; sua coloração vai do amarelo-alaranjado ao vermelho.
Lugol: proporciona a reação do iodo com os amilos, resultando em uma coloração azul-negra ou
marrom escuro.
A técnica de seccionamento: é muito variável e seus detalhes somente podem se adquiridos na
prática. Entretanto algumas regras básicas, que auxiliam o trabalho do principiante, devem ser seguidas:
- utilizar somente navalhas novas;
- igualar a superfície do objeto a ser cortado;
- orientar a secção de acordo com a posição do tecido a ser observado;
- a navalha deve passar com igual pressão sobre toda a superfície do material, retirando assim
secções delgadas e o mais homogêneo possível;
- se o órgão a ser seccionado é frágil deve ser utilizado um suporte, como por exemplo, um isopor
resistente;
- fazer um número grande de secções para que se possa selecionar as mais delgadas;
A) CONFECÇÃO DE LÂMINAS SEMI-PERMANENTES SEM COLORAÇÃO:
- colocar uma gota de água ou glicerina sobre a lâmina;
- com o auxílio de pincel ou estilete transferir a secção da placa para a lâmina;
- ao cobrir com a lamínula encostar um dos lados da mesma no bordo da gota, esperar que essa se
espalhe ao longo da lamínula e descer levemente para evitar a formação de bolhas de ar;
- retirar o excesso d’água com papel filtro.
B) CONFECÇÃO DE LÂMINAS SEMI-PERMANENTES COM CLARIFICAÇÃO E COLORAÇÃO:
- passar as secções da placa com água para a placa com hipoclorito diluído e deixar até o material
ficar alvejado;
- transferir as secções clarificados para a água, trocando-a várias vezes até eliminar todo o
hipoclorito, fazendo então uma troca com água acidulada e novamente água;
- passar as secções para uma placa com corante e deixar o tempo suficiente para corarem sem que
as mesmas fiquem muito claras ou muito coradas; se a coloração for dupla, passe sempre as secções
primeiro no corante para a lignina e depois para a celulose;
- lavar a secção corada rapidamente na placa com água;
- seguir os passos do item “a”.
2. DESENHOS EM ANATOMIA VEGETAL:
O desenho permite que você relembre as suas observações com mais facilidade. Além disso,
desenhando, você estará identificando e interpretando as características que compõem uma estrutura
complexa, formada por diferentes células e estruturas. Os desenhos em anatomia vegetal não devem ser
“obras de arte”, mas devem representar o material observado com os seus detalhes. Por isso:
Represente o material que está sendo observado o mais fiel possível. Se a parede é espessa,
desenhe com um traço mais grosso (Veja exemplo na Figura 1).

Inclua os detalhes das células individuais, como forma, conteúdo, etc. Identifique sempre as
estruturas e faça uma breve descrição do material. Não faça desenhos minúsculos, cujos detalhes serão
difíceis de serem observados. Desenhe um número menor de células, mas com maior riqueza de detalhes.
Não esqueça de identificar o material, indicar o aumento e o corante (quando possível) utilizados. Estas
informações são necessárias para a correta interpretação do material estudado. Não há necessidade de
você desenhar todo o campo observado. Desenhe um detalhe que represente adequadamente o que está
sendo estudado. Caso você queira ter uma idéia do todo, faça um desenho esquemático (Veja exemplo na
Figura 2).
Os tecidos vegetais podem ser representados da seguinte maneira (de acordo com Metcalfe &
Chalk):
3. MANUSEIO DO MICROSCÓPIO:
3.1 O Equipamento
O aspecto externo do microscópio evoluiu continuamente acompanhando o progresso da pesquisa
biológica. Apesar dessa evolução, os modelos modernos ainda possuem muito em comum com os
instrumentos antigos no que diz respeito a sua configuração exterior e peças essenciais, mas possuem uma
óptica e partes elétricas mais sofisticadas.
Os microscópios modernos compõem-se das seguintes partes essenciais:
Partes elétricas Partes mecânicas Partes ópticas
Lâmpada Base oculares
Fio elétrico/tomada braço e platina objetivas
Interruptor tubos de encaixe condensador com diafragma
Potenciômetro botões macro e micrométricos diafragma de campo e lâmpada
revólver para encaixe de objetivas prisma
Charriot e presilha mecânica
Figura 2. Desenho esquemático do caule, em estrutura
primária, de uma dicotiledônea. Os feixes vasculares
estão representados por círculos menores, sendo o
floema por pontilhado e o xilema por traços verticais.
Figura 1. Desenho esquemático de
uma folha, evidenciando um
estômato. Observe o traço mais
espesso da camada abaixo da
epiderme, denominada hipoderme
(neste caso!).
Câmara sub-estomática
Parênquima paliçádico
Estômato
cutícula
Epiderme
Hipoderme
Parênquima
Epiderme
Colênquima
Esclerênquima
Felema ou súber
Xilema
Floema

3.2. Ampliação
A ampliação do microscópio é dada pela ação das objetivas e oculares sobre a luz que atravessa o
material. A ampliação nominal é dada pelo valor gravado na lateral da objetiva multiplicado pelo valor
gravado no aro da ocular. As oculares normalmente apresentam aumentos de 5x, 8x, 10x 12x. As
ampliações das objetivas geralmente são de 5x, 10x, 20x, 40x, 60x e 100x. Assim, as ampliações máximas
que nossos microscópios apresentam são de cerca de 1200x. Ampliações maiores podem ser obtidas com o
uso de lentes intermediárias chamadas optovares que ficam entre a ocular e a objetiva e podem aumentar
1,5 ou 2 vezes, de maneira que a maior ampliação em microscopia óptica é ao redor de 2000x. Ampliações
maiores são obtidas em microscópio eletrônico.
Quanto maior a ampliação, menor é o diâmetro da objetiva, conseqüentemente, menor é a
quantidade de luz que passa, portanto com ampliações maiores a observação é mais escura.
Para o uso da objetiva de 100x (também chamada de objetiva de imersão) há a necessidade de se
colocar uma gota de óleo de cedro entre a lamínula e a objetiva, e por esse motivo ela não deve ser usada
em preparações provisórias. Também por esse motivo ela será pouco utilizada em nossas aulas, pois o óleo
deve ser removido das lentes com solventes orgânicos (xilol, clorofórmio) ou a lente pode ser danificada.
3.3. Instruções de Uso:
1. Conserve seu microscópio sempre limpo e em ordem, a fim de que não tenha sempre que procurar ou
limpar alguma coisa;
2. Após o uso cubra-o, pois a poeira é o maior inimigo do microscópio;
3. Transporte o microscópio com as duas mãos, pelo braço e pelo pé ao mesmo tempo, nunca pelos
parafusos do mecanismo macro e micrométrico.
4. Para focalizar a preparação, mova a mesa sempre de cima para baixo, nunca de baixo para cima. Não
force o mecanismo micrométrico, quando está no fim. Mantenha-o sempre no meio, para permitir
movimentos em ambas as linhas verticais.
5. Não desmonte as objetivas, nem o mecanismo micrométrico.
6. Qualquer problema avise o responsável pelo laboratório.
3.4. Procedimento de uso:
•••• Para iniciar o uso:
- Coloque o aparelho sobre a mesa na posição mais cômoda para sua observação;
- Verifique se o interruptor encontra-se na posição de desligado e ligue o aparelho na tomada;
- Verifique se o potenciômetro encontra-se na posição de menor potência e só então ligue a lâmpada;
- Verifique se a objetiva de menor aumento está posicionada no revólver;
- Posicione a lâmina com o material sobre a platina, movendo o braço que prende a lâmina com cuidado;
- Olhando lateralmente, abaixe o tubo, até que a lente frontal da objetiva de menor aumento esteja cerca
de 1 cm distante da lâmina. Só então olhe pela ocular e levante vagarosamente o tubo, pelo mecanismo
macrométrico de forma a assegurar que a lâmina não tocará nas objetivas.
- Mova o charriot até que o material a ser observado esteja no centro da platina iluminado;
- Mova o botão macrométrico lentamente de forma a aproximar o material da objetiva, observando pela
ocular quando se forma uma imagem.
- Ajuste o foco com o botão micrométrico;
- Observe o material sempre com uma mão no botão do charriot e outra no parafuso micrométrico.
•••• Para mudar de aumento
- para mudar a ampliação, gire o revólver e posicione a objetiva de aumento um pouco maior;
- em seguida, mova o parafuso micrométrico até obter foco ou o parafuso macrométrico muito
lentamente, se for necessário.
• Para desligar
- afaste a platina da objetiva;
- posicione o revolver na objetiva de menor aumento;
- diminua a iluminação e só então desligue a lâmpada;
- desligue o aparelho da tomada;
- cubra o microscópio.

Material: jornal
Procedimento:
- Corte um pedaço de jornal, com cerca de 3mm x 3mm, que inclua pelo menos uma letra. Se possível
use um pedaço que esteja impresso em um lado apenas. Ponha o papel no centro da lâmina, com as
letras voltadas para cima e sobre ele acrescente uma gota de água e a lamínula. A lamínula deve
encostar na gota de água por apenas um dos bordos (45 graus) e então ser acomodada de forma
gradual sobre a gota de água;
- Coloque a preparação de maneira que a letra fique no centro da abertura da platina;
- Olhando lateralmente, abaixe o tubo, até que a lente frontal da objetiva de menor aumento esteja cerca
de 0,5cm distante da lâmina. Só então olhe pela ocular e levante vagarosamente o tubo, pelo
mecanismo macrométrico, até que a imagem esteja no campo visual.
Observação do resultado:
A. Compare a posição da imagem da letra quando vista pela ocular e quando vista diretamente. Como ela
aparece?
B. Olhando pela ocular, mova a lâmina da direita para a esquerda vagarosamente. Em que sentido a
imagem se move?
C. Afaste a lâmina de você. Em que sentido a imagem se move?
D. Passe agora para a objetiva de aumento máximo. O que você observa na objetiva de maior aumento?
PRÁTICA 1 – CORTES À MÃO LIVRE:
Objetivo: Treinamento na obtenção de cortes à mão livre, preparações histológicas e esquematização das
estruturas observadas no microscópio. Caracterizar os tipos celulares.
Material: Caule de Coleus sp.
Procedimento:
I. Faça cortes transversais finos do caule.
II. Coloque os cortes em placa de petri/vidro de relógio com água e transfira os melhores para a lâmina
com uma gota de água, cubra com lamínula.
III. Observe ao microscópio, desenhe os diferentes tipos de células, incluindo tricomas tectores e
glandulares.
Material: bulbo de cebola
I. Retirar uma película da cebola.
II. Colocar em um vidro de relógio com o corante azul de metileno.
III. Montar a lâmina com uma gota de água e cobrir com lamínula.
IV. Observe e desenhe as células coradas, o núcleo visível e a parede celular.
aumento:
aumento:

PRÁTICA 2 – CÉLULA VEGETAL E EPIDERME:
Objetivo: reconhecer diferentes plastos. Identificar o tecido de revestimento, bem como, todas as estruturas
a ele relacionadas.
Material 1: fruto de pimentão vermelho e verde (Capsicum sp.)
Procedimento: fazer cortes finos, montar lâmina com água, cobrir com lamínula.
Observar e desenhar: cromoplastos vermelhos e cloroplastos em células do parênquima.
Material 2: ramos de Euphorbia (coroa-de–cristo)
Procedimento: Montar uma lâmina com gotas do material (látex), adicionar uma gota de lugol e cobrir com a
lamínula.
Observar e desenhar: grãos de amido.
Material 3: Folha de Tradescantia
Procedimento: fazer finas secções paradérmicas da face inferior da folha (abaxial); montar lâmina com
água.
Observar e desenhar: Idioblastos contendo antocianinas e estômatos.
Material 4: Folha de gramínea
Procedimento: fazer finas secções paradérmicas da face inferior da folha (abaxial); montar lâmina com
água.
Observar e desenhar: células epidérmicas e estômatos.
AULA 3 – TECIDOS FUNDAMENTAIS - PARÊNQUIMA:
Objetivo: Evidenciar os diferentes tipos de parênquima. Identificar e caracterizar colênquima e
esclerênquima.
Material 1: tubérculo de batata (Solanum tuberosum)
Procedimento: fazer cortes finos, corar com lugol e cobrir com lamínula.
Observar e desenhar: amiloplastos em células do parênquima de reserva (amilífero).
Material 2: Folha de Tillandsia.
Procedimento: Efetuar secções transversais da lâmina foliar. Preparar lâmina com água.
Observar e desenhar: na epiderme, os tricomas tectores escamiformes. Parênquima clorofiliano homogêneo
e aqüífero.
Material 3: Pecíolo de Musa sp (bananeira).
Procedimento: Realizar secções transversais finas do pecíolo, selecionando principalmente a região dos
septos. Montar o material em uma lâmina com água e cobrir com lamínula.
Observar e desenhar: parênquima aerífero e cristais.
AULA 4 – TECIDOS FUNDAMENTAIS (PARÊNQUIMA, COLÊNQUIMA E ESCLERÊNQUIMA):
Objetivo: Evidenciar os diferentes tipos de parênquima. Identificar e caracterizar colênquima e
esclerênquima.
Material 1: Folha de Pinus sp., monocotiledônea ou dicotiledônea.
Procedimento: Efetuar secções transversais da lâmina foliar. Preparar lâmina com água.
Observar e desenhar: parênquima clorofiliano plicado, homogêneo, paliçádico e/ou lacunoso. No Pinus,
epiderme, hipoderme, estômatos, canais resiníferos.
Material 2: Folha de Phormium (linho-da-Nova-Zelândia)
Procedimento: fazer cortes transversais, corar com azul de toluidina, lavar e montar lâmina com água,
cobrindo com lamínula.
Observar e desenhar: fibras esclerenquimáticas (formato e características da parede).
AULA 5 - MORFOANATOMIA DE RAIZ E CAULE:
Objetivo: Conhecer a anatomia e a estrutura geral da raiz e do caule, diferenciando os grupos vegetais,
bem como os estágios de crescimento.
Material 1: Caule de Impatiens (beijinho).

Procedimento: Efetuar finas secções transversais do caule. Depositar as secções em placa de Petri com
água. Montar em lâmina com um gota de água, cobrir com lamínula e observar no microscópio.
Observar e desenhar a estrutura geral do caule, identificando e caracterizando todos os tecidos presentes.
Material 2: Caule de abóbora (Cucurbita sp.), chuchu (Sechium edule) ou de mamona (Ricinus communis)
Procedimento: Fazer cortes transversais, colocar em água, corar com azul de toluidina, lavar, cobrir com
lamínula e observar ao microscópio.
Observar o xilema e o floema primários. Desenhar os tipos celulares presentes.
AULA 6 – MORFOANATOMIA DE FOLHA:
Objetivo: analisar e reconhecer a organização estrutural de folhas de mono e dicotiledôneas.
Procedimento: Efetuar finas secções transversais das folhas fornecidas. Depositar as secções em placa de
Petri com água. Montar em lâmina com uma gota de água, cobrir com lamínula e observar no microscópio.
Material 1: folha de monocotiledônea.
Observar e desenhar: Epiderme adaxial parênquima clorofiliano homogêneo, feixes vasculares paralelos,
epiderme abaxial.
Material 2: folha de dicotiledônea.
Observar e desenhar: Epiderme adaxial, parênquima clorofiliano paliçádico e lacunoso, nervura principal
com os vários tipos celulares, epiderme abaxial.
AULA 7 – MORFOANATOMIA DE FLOR:
Objetivo: Analisar e reconhecer a organização estrutural das flores, assim como suas variações
morfológicas.
Material 1: Flores diversas.
Observar e desenhar: estrutura morfológica de cada flor (pétalas, sépalas, androceu e gineceu).
Material 2: grãos de pólen.
Procedimento: Desagregar as amostras de grãos de pólen com água. Montar lâmina com água.
Observar ao microscópio. Desenhar.
AULA 8 – SEMENTE:
Objetivo: Reconhecer os diversos componentes da semente, tanto em nível morfológico quanto anatômico.
Material: sementes diversas em início de germinação. Plântulas.
AULA 9 – FRUTO:
Objetivo: Reconhecer e caracterizar os aspectos anatômicos e morfológicos do fruto e suas variações.
Material: frutos diversos.

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