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1. Teoria e Prática de
Parasitologia aplicada às
Técnicas de Identificação
de Parasitas
Prof(a)Alessandra

2. Protozoários

4. Giardia lamblia

7.  Amebíase - provocada pela forma patogênica chamada
Entamoeba histolytica ( cisto com até 4 nucleos)
 Giárdiase - causada pelo protozoário flagelado Giardia lamblia.
 Ascarídiase - causada por um nematelminto (vermes cilíndricos
não segmentado), o Ascaris lumbricoides. Um verme de corpo
cilíndrico e extremidades mais finas, que pode chegar até 40 cm
de comprimento. Estes podem ser vistosa olho nu.
 Ancilostomose – causada por nematelmintos, o Ancylostoma
duodenale e o Necator Americanus. Observamos ovos e larvas
no exame de fezes.

8. Esquitossomose – causada pelo verme trematódeo Schistosoma
mansoni, que habita os vasos sanguíneos do fígado e intestino
humano, também conhecida como barriga d'água.
Teníase - provocada pela forma adulta dos platelmintos (vermes de
corpo achatado e de pouca espessura) Taenia sollium (porco) e
Taenia saginata (boi). Pode chegar até 15m de comprimento.
Tricuríase ( Trichiuris Trichiura) - infecção do verme do chicote, um
verme fusiforme nematóide.
Enterobíase - infecção causada pelo verme nematódeo Enterobius
vermicularis, também conhecido como Oxiurus.

9.  O exame de fezes pode ser quantitativo ou qualitativo. Os
métodos quantitativos são aqueles nos quais se faz a contagem
de ovos para a avaliação da carga parasitária, o mais empregado
é o Kato-Katz.
 Os métodos qualitativos são os mais utilizados para a
pesquisa de formas parasitárias. São de três tipos:
 .Sedimentação - os parasitas são concentrados no sedimento
por gravidade (Hoffman) ou centrifugaçãp(Ritchie).
 .Flutuação - os parasitas flutuam por meio de um solução de
densidade diferente da sua.(Faust e Willis).
 .Migração - em que as larvas vivas migram para fora do material
fecal e são coletadas no fundo de m funil ou cálice.

10.  Exame direto de fezes:
 Utiliza-se de no mínimo 2g de fezes, recém coletadas, sem
conservante, num recipiente limpo e seco.
 Colocar na lâmina 1 gota de salina .Colher o material com um
palito de madeira que deve ser mergulhado em diversos
pontos da amostra, de preferência nos locais das fezes que
tiver muco ou sangue. Colocar sobre a gota o material
colhido. Homogeneizar. Cobrir com uma lamínula. Examinar
no microscópio primeiro no aumento de 100x e para
identificação dos parasitas com um aumento de 400x.
 Para auxiliar na melhor identificação de protozoários e
trofozoítos é usada a coloração de hematoxilina férrica.

11. MIF
 Método de centrífugo-sedimentação utilizando mertiolate-
iodo-éter. É indicado na pesquisa de larvas, ovos de helmintos
e cistos de protozoários. Também chamado de Blagg.
 RITCHIE
 Sedimentação por centrifugação. Também conhecido como
processo pelo formol-éter.

12.  A amostra pode ser coletada e refrigerada na geladeira(02 a
08°C), até 03 dias de sua coleta.
 Homogeneizar a amostra com formol a 2,5%, filtrar de 4 a 6
ml da suspensão de fezes em um funil contendo uma gaze
tipo queijo cortada dentro de um tubo cônico
graduado(15ml) de plástico para centrífuga.
 Acrescentar de 4 a 5 ml de éter etílico, tampar com rolha de
borracha. Após agitar vigorosamente, retirar a rolha de
borracha, centrifugar por 2 minutos a 2000 rpm. Forma-se-ão
4 camadas no tubo constituído por: éter, detritos de fezes,
conservante e sedimento, sendo que neste estarão os
trofozoítos e ovos de helmintos.

13.  Com o auxílio de um palito de madeira, deslocar a camada de
detritos da parede do tubo.
 Inverter o tubo para desprezar o líquido, mantendo-o com a
boca voltada para baixo até limpar as paredes do mesmo.
Utilizando um palito de madeira contendo uma compressa
cirúrgica na extremidade.
 Acrescentar no sedimento de 2 a 3 gotas de lugol. Inverter o
tubo em uma lâmina. Cobrir com lamínula e examinar ao
microscópio com o aumento de 400x.

15. 1. Método de Hoffman, Pons & Janer (HPJ),
lutz. (Sedimentação Espontânea das
Fezes)

17.  Fazer uma suspensão de fezes com formol a 2,5%,
homogeneizando bem, filtrar a suspensão para um cálice
cônico(sedimentação) por intermédio de uma peneira de
plástico.
 Desprezar os detritos fecais retidos na peneira, no lixo.
 Completar o volume do cálice com água destilada.
 Deixar essa suspensão em repouso de 2 a 24 horas. Caso o
sobrenadante da suspensão estiver muito escuro após 2
horas, despreza o sobrenadante e completa novamente com
água destilada.
 Fazer a leitura após no mínimo 2 horas de sedimentação, o
ideal seria 24 horas após.

18. Método de FAUST

19.  1- Diluir 10g de fezes em 20ml de água.
 2- Homogeneizar bem.
 3- Filtrar em gaze dobrada em quatro para um tubo de
centrífuga.
 4- Centrifugar por 1 minuto a 2500rpm.
 5- Desprezar o líquido sobrenadante e ressuspender o
sedimento em água.
 6- Repetir as operações 4 e 5 até que o sobrenadante fique
claro.

20.  7- Desprezar o sobrenadante claro e ressuspender o
sedimento com uma solução de sulfato de zinco a 33%,
densidade de 1,18g/ml.
 8- Centrifugar novamente por 1 minuto a 2500rpm.
 9- Os cistos e os ovos leves presentes estarão na
película superficial; a mesma é recolhida com alça de platina,
colocada numa lâmina junto com uma gota de lugol e
coberta com uma lamínula. Deve ser examinado
imediatamente. O sulfato de zinco pode deformar os cistos

21. Método de Baermann Moraes

22.  Baseado no hidro-termo-tropismo positivo das larvas pela
ação da gravidade.
 A amostra de fezes deve ser fresca, sem ser diarreica.
 Coloca-se uma porção de fezes numa gaze tipo queijo
cortada, fazendo uma trouxinha, colocando-a no funil de
vidro com água previamente aquecida a 45°C. O volume de
água deve tampar pelo menos a metade da trouxinha de
fezes.
 Deixar esta ali mergulhada pelo menos por 1 hora.
 O funil de vidro é acoplado a uma mangueira de borracha,
fechada por um grampo. Após 1 hora soltar o grampo, coletar
o líquido num tubo de centrífuga cônico de 15ml, centrifugar
por 2 minutos a 2000rpm. Desprezar o sobrenadante e
observar o sedimento ao microscópio.

23. Método de Rugai
 Colocar água previamente aquecida a temperatura de 40 a 45°C
dentro de um cálice cônico para sedimentação. Fazer uma
trouxinha com mais ou menos 10g de fezes, utilizando gaze tipo
queijo cortada em quatro. Colocar um clipe prendendo a
trouxinha na borda do cálice, de modo que este fique em
contato com a água.
 Deixar em repouso cerca de 90 minutos; as larvas irão para o
fundo do cálice.
 Após esse período introduzir um canudo plástico até o fundo do
cálice. Retirar uma pequena quantidade de sedimento, colocar
numa lâmina, adicionar uma gota de lugol e cobrir com lamínula.
Examinar no microscópio.

24. Pesquisa de Enterobius vermicularis
(Método de Graham)

25.  Deverá preferencialmente ser realizada pela manhã, antes que o
paciente faça qualquer tipo de higiene na região anal.
 Adquira uma fita durex transparente, de largura média, pegue um
pedaço da fita durex e envolva no fundo de um tubo de ensaio
maior, na parte arredondada de fora do tubo, com a parte da cola
para fora.
 Passe esse tubo com a fita durex com a parte da cola nas pregas do
ânus, sem ser necessário introduzir.
 Após isso. ,retire a fita durex do apoio do tubo de ensaio e coloque
numa lâmina com a parte da cola para baixo, de modo a pregar na
mesma, sem deixar enrugar , para que não tenha bolhas que
atrapalharão a leitura.
 Observe no microscópio, se positiva haverá ovos do Enterobius
colados no durex. Isso acontece, porque de noite as larvas
depositam seus ovos na região perianal.

26. Pesquisa de Cryptosporidium

27.  Homogeneizar bem as fezes no próprio frasco de coleta (ele já
contém formol a 10%).
 Coar a suspensão em um funil com gaze, em um tubo cônico de
centrífuga de 15 ml.
 Adicionar 2 ml de éter etílico ou acetato de etila para 08 ml da
suspensão.
 Tampar o tubo com rolha de borracha.
 Agitar vigorosamente até uma completa homogeneização.
 Centrifugar a 2500rpm por 5 minutos.
 Desprezar o sobrenadante.
 Com o sedimento preparar pelo menos 4 lâminas de esfregaço oval,
para corar com a Carbolfucsina de Kynion.
 O Cryptosporidium é um oocisto álcool-ácido resistente.

28. Coloração de Kynion
Cobrir o esfregaço com a Carbolfucsina de Kynion por 5 minutos.
Descorar com álcool etílico 50%
Lavar com água.
Cobrir a lâmina com ácido sulfúrico 1% por 1 minuto.
Lavar com água.
Corar com azul de metileno por 5 minutos.
Lavar com água. Deixar secar.
Ler no microscópio em imersão.
Se positivo o crypto ficará vermelho.

29. Cisto de Isospora belli

30.  A pesquisa de Isospora belli pode ser feita em fezes frescas, até 3 horas de
coleta, usando o método direto, fazendo duas lâminas, uma com 1 gota de
salina e outra com 1 gota de lugol.
 Também pesquisamos o cisto de Isospora utilizando fezes conservadas
em formol 10%, o mesmo frasco com conservante que utilizamos para a
pesquisa de Cryptosporidium.
 Neste caso homogeneizamos as fezes no conservante, colocamos 1 gota
na lâmina com 1 gota de lugol, cobrimos com lamínula 24x32mm e
observamos no microscópio.
 As parasitoses são transmitidas pela ingestão de água e alimentos
contaminados por fezes, que contenham cistos ovos e larvas desses
parasitas. A maior ocorrência dessas doenças é nos países pobres,
subdesenvolvidos, onde falta saneamento básico e tratamento eficiente da
água e esgoto. Além disso, a falta de hábitos de higiene, como lavar as
mãos, principalmente após usar o banheiro; e lavar bem verduras e frutas.

31. Pesquisa de Sangue Oculto
 O aparecimento de sangue oculto nas fezes humanas é frequentemente
associado a doenças gastrointestinais que podem causar câncer colorretal se
não forem tratadas rapidamente e corretamente. Nos estágios iniciais de
doenças como câncer de cólon, pólipos, colites, diverticulites e fissuras podem
não apresentar sintomas visíveis, somente o sangue oculto nas fezes.
 O teste atual é um ensaio imunocromatográfico para a detecção qualitativa de
hemoglobina em amostras fecais humanas. O teste é mais sensível e mais
específico do que o ensaio Guáiaco tradicional. É mais fácil a interpretação do
resultado e, além disso, ao contrário dos ensaios de Guáiaco, a precisão do
teste não é afetada pela dieta dos pacientes.
 O kit para realizar o teste contém uma membrana de nitrocelulose pré-
revestida com anticorpo anti-hemoglobina na região da linha teste do
dispositivo. Ao adicionar a amostra, a hemoglobina presente nas fezes formará
um complexo antígeno-anticorpo com os anticorpos impregnados na
membrana. Ocomplexo antígeno-anticorpo conjugado ao ouro coloidal se
moverá ao longo da membrana até a região da linha teste e dará origem a
uma linha colorida visível.

32.  A presença desta linha colorida na região teste indica um resultado reagente,
enquanto sua ausência indica um resultado não reagente. O teste contém um
controle interno(linha C), que deverá exibir coloração vermelha indicando que o
volume adequado de amostra foi adicionado e a absorção na membrana ocorreu.
Caso a linha controle não apareça, o resultado do teste é considerado inválido e
deverá ser repetido utilizando um novo dispositivo. Coletar as fezes em frasco seco,
de preferência com até 6 horas de coleta (ou conservada em geladeira-2 a 8°C).
 1º Passo: Abra o tubo de coleta de amostra com tampão de extração e, depois
aleatoriamente, coloque o bastão de coleta de amostra fecal em, no mínimo, 3
locais diferentes .
 Feche e aperte a tampa do tubo, agite bem durante cerca de 5 segundos para que
a amostra seja misturada com o tampão de extração.
 2º Passo: Abra a embalagem e remova o dispositivo teste. Coloque o dispositivo
teste em uma superfície limpa e plana.
 3º Passo: Segure o tubo de coleta de amostra na vertical com a ponta voltada para
cimae, em seguida, quebre a ponta. Inverta o tubo de coleta da amostra, mantendo
na posição vertical e transfira 3 gotas da amostra na cavidade de amostra do
dispositivo teste.
 4º Passo: Leia o resultado entre 5 e 10 minutos. Não leia após os 10 minutos.