O documento discute métodos de amostragem e extração de nematoides de raízes, incluindo amostragem ao acaso e sistemática, coleta de radicelas em culturas perenes, e processos como peneiramento, centrifugação e o método de Baermann.

1. UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO
FACULDADE DE AGRONOMIA E ZOOTECNIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRICULTURA TROPICAL
Discente: João Marcos Pereira Novais
Docente: Dr. Giovani de Oliveira Arieira
Disciplina: Nematologia Agrícola
11 de outubro de 2018
Cuiabá – MT 1

2.  No caso dos nematoides fitoparasitas, os
sintomas costumam ser divididos em dois
tipos:
 Diretos
 Reflexos
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3.  Amostragem ao acaso: nesse caso, qualquer local do
campo tem igual probabilidade de ser selecionado para
amostragem.
Amostragem sistemática: as amostras são
coletadas de maneira sistemática, ou seja,
subamostras são retiradas em intervalos iguais e
fixos.
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4.  No caso de raízes das culturas perenes,
recomenda-se coletar preferencialmente as
radicelas (raízes secundária ou terciárias);
 Em sua maioria, fitonematoides tem preferência
por parasitar raízes mais finas;
 Para culturas anuais, deve-se coletar o sistema
radicular inteiro. Retirar ao mesmo tempo, o
solo que está ao redor das raízes.
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5.  Peneiramento:
 Passagem do material a ser analisado através
de peneiras, com adição de água.
 É um método simples, porém, não permite a
obtenção de suspensão aquosa suficiente
pura.
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6.  Esse método geralmente está associado a
outros métodos, sendo, na verdade a primeira
etapa do processo de extração.
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7.  Processo feito para identificação e quantificação de
juvenis para: Pratylenchus, Meloidogyne,
Helicotylenchus, Heterodera e Rotylenchulus.
 Centrifugação (Coolen; D’ Herde, 1972):
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8. Procedimentos:
 Separar 5 g de raízes;
 lavar em água corrente, deixando bem limpa;
 Cortar em pedaços menores (1 cm aproximadamente);
 Bater em um liquidificador de 300 Watts de potência
após adicionar 250 ml de solução de hipoclorito (0,5%);
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9.  Bater as raízes com a solução de hipoclorito por 60
segundos em velocidade baixa;
 Acomodar em uma pia as peneira de 20 e 500 mesh;
 Verter o líquido da amostra sobre as peneiras;
 Lavar bem até retirar a solução do hipoclorito;
 Na peneira de 20 ficará retido todas as impurezas
que serão descartadas;
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10.  Todos os nematóides passará para a peneira de 500
mesh;
 Recolher os nematóides para tubo de ensaio de 50
ml com auxílio de uma pisseta com água;
 Adicionar em cada tubo de ensaio 1 cm3 de caulin
(argila branca);
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11.  Os tubos de ensaio devem ser todos pesados, e ter o
mesmo peso para após serem acomodados na
centrífuga;
 O balanceamento deve ser feito adicionando água;
 Centrifugar durante 5 minutos na velocidade de 1750
rpm;
 Os tubos de ensaio devem ser retirados e
cuidadosamente o sobrenadante deve ser descartado;
 Nas bordas do tubo de ensaio ficam resíduos, estes
devem ser limpos com papel absorvente;
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12.  Adicionar aos tubos de ensaio 50 ml de uma solução
de sacarose (400 gramas de açúcar em 750 ml de
água batidos no liquidificar por 30 segundos);
 Em seguida balancear novamente os tubos para que
todos tenham o mesmo peso;
 Colocar novamente na centrífuga, na mesma rotação,
ou seja, 1750 rpm por 1 minuto apenas;
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13.  Agora o conteúdo sobrenadante deve ser vertido em
uma peneira de 500 mesh, e lavado cuidadosamente
para retirar o excesso de sacarose;
 Este material deve ser colocado em tubo de ensaio que
será levado para a geladeira para descansar,
aguardando 1 hora para se fazer a leitura.
 Os nematoides extraídos podem ser imediatamente
visualizados ou armazenados após morte
(aquecimento a 60º C em banho-maria) e fixação
(adição de 1 ml de formalina a 4% - opcional).
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14.  Extração de ovos de Meloidogyne spp. de
raízes infectadas (Boneti & Ferraz, 1981)
 As raízes infectadas devem ser cortadas em pedaços
de cerca de 1,0 cm de comprimento;
 Tritura-las em liquidificador (recomendado: 600 W de
potência) por 20 segundos a 1 minutos (dependendo da
raiz, com solução de água e hipoclorito de sódio a 1%);
 Passar o material obtido com a trituração das raízes em
peneira de 200 ou 230 Mesh acoplada sobre outra de 500
Mesh;
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15.  Lavar abundantemente com água de torneira e
recolher os ovos recolhidos na peneira de 500 Mesh
com auxílio de pisseta com água;
 Os nematoides extraídos podem ser imediatamente
visualizados ou armazenados após morte
(aquecimento a 60º C em banho-maria) e fixação
(adição de 1 ml de formalina a 4% - opcional).
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16.  Processo de Extração de Cisto em Raiz
 Processo feito para detecção e quantificação de cistos
e ovos de Heterodera glicynes
 Acomodar na pia a peneira de 20 sobre e a de 60
mesh;
 Separar 5 g de raízes e devem ser lavadas
cuidadosamente;
 Movimentando de cima para baixo, com água
corrente, em cima das peneiras, para a retirada
completa dos cistos aderidos nas raízes;
 As raízes devem ser lavadas até que fiquem limpas;
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17.  Na peneira de 20 ficará retido todas as impurezas que
serão descartadas, e na peneira de 60 mesh os cistos
ficaram retidos;
 Após, deve-se recolher cuidadosamente o material que
está na peneira de 60 mesh em um tubo de ensaio de
50 ml com auxílio de uma pisseta com água;
 Levar a amostra para leitura;
 Após a leitura, o conteúdo do tubo de ensaio volta
para a extração, para ser feito o processo de
maceração dos cistos, para contagem de ovos;
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18.  Acomodar peneira de 500 mesh abaixo da 60 mesh, o
conteúdo do tubo é despejado e macerado por 30
segundos, com auxílio de uma borracha, até que os
cistos sejam esmagados e liberados os ovos.
 Após esse processo a amostra pode ser encaminhada
para leitura.
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19.  Método do Funil de Baermann (BAERMANN,
1917)
 Baseia-se na movimentação dos nematoide
associada à ação da gravidade;
 Vantagem: método barato, simples, e a
suspensão de nematóides é limpa;
 Desvantagens: não recupera os nematóides que
encontram imóveis, mortos ou pouco ativo. Um
outro problema é a falta de aeração.
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20.  Colocar o funil no suporte,
como indicado na figura;
 Cortar o material em pedaços
bem pequenos (1mm);
 Enchê-lo com água até chegar a
mais ou menos 1 cm abaixo do
aro;
 Certificar-se que a presilha
feche bem e que o tubo de
borracha não esteja vazando.
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21.  Após um período de 16 a 72
horas, a suspensão de
nematoides pode ser coletada,
abrindo-se o clipe do tubo de
borracha.
 Procedendo a análise em
microscópio para identificar e
quantificar as espécies.
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22. Corporación Bananera Nacional
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23. Obrigado!