Este documento descreve os procedimentos para realizar um exame parasitológico de fezes, incluindo a coleta da amostra, métodos de análise e interpretação dos resultados. É destacado que a coleta correta da amostra é essencial para a qualidade do exame e que existem vários métodos para análise, como métodos diretos, de sedimentação e concentração, para detectar diferentes parasitas. O laudo deve fornecer informações de identificação do paciente e dos parasitas encontrados.

1. Exame parasitológico de
fezes.
EFIVEST
Profa. Amanda de Oliveira Gomes

2. Exame parasitológico de fezes
 Barato, de fácil execução e de grande aplicabilidade
clínica.
Segundo a OMS, mais de 2 bilhões de pessoas estão
infectadas com algum tipo de parasita.

 Tipos de exame de fezes
Parasitológico de fezes
Cultura de fezes
Pesquisa de sangue oculto nas fezes
Pesquisa de rotavírus nas fezes

3. ei

4. Coleta
 Coleta das fezes possui relação direta com a qualidade do
exame e eficiência no resultado.
 Defecar em local limpo e seco. Retirar do início, meio e fim da
amostra. Pode ser colhida qualquer evacuação do dia.
Se houver eliminação de muco, pus ou sangue, colocar amostras
que os contenham.
Se houver eliminação de outro material (por ex. vermes ou parte
destes), deve ser colocado em outro recipiente limpo.
Não usar laxante.

O frasco fornecido deve ter boca larga, boa vedação e
capacidade aproximada de 50 mL.




5. Coleta
 Não se deve coletar fezes eliminadas no solo ou vaso
sanitário, pois inviabilizam o exame devido à contaminação
da amostra e consequente alteração no resultado.

A quantidade coletada deve ser de 10 mL


Leve imediatamente a amostra ao laboratório. Caso a coleta tenha
sido à noite, guardar o material na geladeira e não congelar. As
mulheres devem evitar colher as fezes no período menstrual.
Etiquetar adequadamente com nome completo, data e hora da
coleta.

6. Coleta

NÃO utilizar de 2 a 3 semanas antes do exame:
Antiácidos e antidiarreicos que contenham bismuto, magnésio ou cálcio:
formam cristais com os trofozoítos, impedindo sua visualização, destruindo-os
ou mudando sua morfologia.
Laxantes que contenham vaselina ou óleo mineral: pacientes que usam laxantes
de forma crônica devem usar laxantes à base de sódio. A vaselina e o óleo
mineral unem cistos, oocistos e trofozoítos, dificultando sua identificação.
Contraste baritado por via oral: pode destruir as formas trofozoíticas dos
protozoários.
Antibióticos: alteram a flora intestinal de forma transitória, podendo destruir
alguns parasitas.





7. EPF: etapas
 Exame macroscópico:




Consistência das fezes
Odor
Restos alimentares
Presença de elementos anormais (muco ou sangue
e vermes adultos).
Saginata

8. EPF:
 Exame a fresco: análise do sedimento
 Métodos quantitativos: Kato-Katz e Scott-Hausheer






Métodos qualitativos:
Hoffman, Pons e Janer (HPJ)
MIFc
Faust
Baermann Moraes
Método da fita gomada.

10. Método direto



método fácil e barato.
permite visualizar protozoários (trofozoítas e cistos) e helmintos
(ovos, larvas e proglotes).
fezes recém-emitidas (no máximo 30 minutos) e normalmente
diarréicas.




Método:
Colocar 60/70 mg de fezes em uma lâmina de microscopia.
(diluir em salina se necessário)
Cobrir as fezes com lamínula (embebida em solução aquosa de
verde de malaquita a 3% ou lugol).
Examinar ao microscópio

12. Fezes: armazenamento
 Em geladeira: até 3 dias
 Adicionando conservantes:


 Formol a 4%;
MIF: Merthiolate-Iodo-Formol
SAF: acetato de sódio, ácido acético e formol
para protozoários

13. Armazenamento em MIF
 As amostras de fezes são colhidas durante 3 dias
consecutivos ou não (emissões diferentes) em líquido
conservante-MIF.
 Colocar pequenas porções das fezes das 3 emissões
mergulhadas no MIF e manter em local fresco.
 Contra-indicações: laxantes e enemas com utilização
de contrastes.

14. Método quantitativo:
 Análise microscópica
 Contagem da quantitativa de ovos e cistos por
campos visuais ou por lâmina.
 Classificação utilizada por cruzes (+++++)
 Pouco usado na prática

15. Método qualitativo:
HPJ: Hoffman, Pons e Janer
 Método de sedimentação espontânea;
 Permite o encontro de larvas, helmintos e
cistos e protozoários;
 Material: cálice, bastão de vidro, fezes, água
tratada; funil, gaze cirúrgica dobrada em 4,
lâmina e lamínula, Lugol, canudinho ou
pipeta

17. Técnica
 Diluir as fezes em água tratada pelo bastão;
 Coar a solução através de gaze assentada
sobre um funil para um cálice;
 Deixar sedimentar por 2 a 24 horas
 Com o canudinho ou pipeta, depositar uma
gota sobre lâmina e colocar lamínula
 Observar em objetivas de 10 e 40x.

34. Método qualitativo:
Faust


Método de centrífugo-flutuação;
Usado para a pesquisa de cistos de protozoários e
ovos leves;
Material: solução de fezes e água,
sulfato de zinco a 33%,
tubos de centrífuga,
alça de platina,
lâmina e lamínula,
centrífuga,
lugol


35. Faust: técnica
 Coar a solução em tubo de centrífuga e
centrifugar a 2500 RPM
 Desprezar o sobrenadante e completar com
água; centrifugar até ficar claro;
 Adicionar o sulfato de zinco 33% e
centrifugar;
 Com a alça de platina, recolher a película
superficial e depositar em lâmina com Lugol
e observar em objetiva de 10 e 40x

36. Método qualitativo:
Baermann-Moraes
 Método de concentração para identificação de
larvas de helmintos (Strongyloides stercoralis) por
migração ativa.
Propriedades de hidrotropismo e termotropismo
positivos.

 Material: fezes em trouxa de gaze, peneira, água a
45ºC, funil ligado a borracha, pinça de Mohr,
centrífuga, microscópio.
Pré-analítico: as fezes tem que ser recém emitidas
e não se pode colher em frasco contendo MIF ou
outro conservante.


37. Técnica: Baermann-Moraes
 Colocar 10 g de fezes sobre gaze dobrada em
quatro, fazendo uma trouxinha.
Colocar o material sobre um funil, contendo um tubo
de borracha conectado à sua extremidade e
fechado coma pinça de Mohr;
Colocar água pré-aquecida a 45ºC de modo a
emergir as fezes
Deixar 1 hora de repouso




38. Técnica: Baermann-Moraes
 Colher 5 ml, abrindo a pinça em tubo cônico de
centrífuga;
Centrifugar;
Desprezar o sobrenadante;
Depositar em lâmina, corando com lugol e observar
em microscópio ótico, em objetivas de 10 e 40x.




59. Fita gomada: Grahan
 Técnica deve ser realizada ao amanhecer,
antes do paciente fazer higiene anal e repetida
em dias sucessivos, caso dê negativo e a
clínica for fortemente sugestiva.
 Material: abaixador de língua ou tubo de ensaio,
fita durex, microscópio.

60. Técnica: Fita gomada: Grahan
 Colocar uma fita adesiva transparente sobre
o fundo de um tubo de ensaio, com o lado
adesivo para fora.
 Abrir a prega anal e encostar a face adesiva
várias vezes na região perianal.
 Fixar a fita em lâmina
 Observar ao MO.

61.  Oxiúrius fêmeas na pele peri anal

62. Fita gomada

63. MIFc
 Trata-se de técnica de concentração por
centrifugação;
 Material: fezes em suspensão com água ou
MIF; tubo cônico, éter, centrífuga, gaze
montada em pinça, lâmina e lamínula, lugol

103. Laudo: como redigir??
Na apresentação dos resultados do EPF, alguns dados
importantes devem constar para interpretação:
• identificação do paciente
• data
• nome do médico
• consistência das fezes
• formas parasitárias e nomes específicos dos parasitos
encontrados
• métodos executados
• observações

104. Laudo: como redigir??