aula de parasitologia. Parasitologia é a especialidade da biologia que estuda os parasitas, os seus hospedeiros e relações entre eles. Engloba os filos Protozoa (protozoários), do reino Protista e Nematoda (nematódes), annelida (anelídeos), Platyhelminthes (platelmintos) e Arthropoda (artrópodes), do reino Animal. A PARASITOLOGIA é a ciência que estuda o parasitismo. O parasitismo ocorre quando um organismo (parasita) vive em associação com outro organismo (hospedeiro), do qual retira os meios para sua sobrevivência, causando prejuízos – ou seja, doenças – ao hospedeiro durante este processo. Estes organismos podem ser animais, vegetais, fungos, protozoários, bactérias ou vírus. Portanto, para definir o campo da PARASITOLOGIA, o foco não é determinado tipo de organismo ou ambiente, mas a constatação de um comportamento parasitário. Quando a interação é benéfica para ambas as partes, recebe o nome de simbiose, e não faz parte do campo de estudos da PARASITOLOGIA. A diversidade de possíveis objetos de pesquisa, associada à questão médica de transmissão de doenças, faz com que o parasitologista dialogue frequentemente com outras disciplinas, como Biologia Celular, Bioquímica, Biologia Molecular, Imunologia, Genética, Evolução e Ecologia. O surgimento da PARASITOLOGIA como ciência tem seus primeiros registros no século XVII, quando o pesquisador Anton van Leeuwenhoek observou giárdias em suas próprias fezes. Contudo, somente no século XIX houve avanço significativo neste campo, com a identificação e o estudo dos ciclos de vida dos parasitas causadores da malária, da amebíase e da tripanossomíase.

1. PARASITOLOGIA CLÍNICA
Prof.ª CLAUDETH ROCHA
BIOMÉDICA

2. EXAMES PARASITOLÓGIOS DE FEZES - EPF
 O exame parasitológico de fezes (EPF) tem como objetivo diagnosticar os parasitos
intestinais, por meio da pesquisa das diferentes formas parasitárias que são
eliminadas nas fezes.
 O exame macroscópico permite a verificação da consistência das fezes, do odor, da
presença de elementos anormais, como muco ou sangue, e de vermes adultos ou
partes deles.
 O exame microscópico permite a visualização dos ovos ou larvas de helmintos,
cistos, trofozoítos ou oocistos de protozoários. Pode ser quantitativo ou qualitativo.

3. MÉTODO DIRETO
• O exame direto a fresco permite visualizar a motilidade de
trofozoítos dos protozoários em fezes recém emitidas, analisadas
até 30 minutos após a evacuação.
• Para a identificação de cistos de protozoários e larvas de
helmintos, a preparação deve ser corada com lugol.

4. DESCRIÇÃO DO MÉTODO DIRETO
EXAME DIRETO A FRESCO
1.Colocar duas a três gotas de salina a 0,85% em uma lâmina de microscopia.
2.Tocar, com a ponta de um palito, em vários pontos das fezes, transferindo uma
pequena porção destas para a lâmina.
3.Espalhar as fezes, fazendo um esfregaço e examinar com as objetivas de 10x e/ou
40x. A espessura do esfregaço não deve impedir a passagem de luz.
4.Para a identificação de cistos de protozoários e larvas de helmintos, corar a
preparação com lugol. O uso de lamínula é facultativo.

5. OBSERVAÇÕES:
 Esse método apresenta baixa sensibilidade, pois não utiliza um processo
para a concentração das formas parasitárias;
 A quantidade de fezes empregada é muito pequena e o excesso de
detritos pode mascarar as formas parasitárias;
 Estas serão detectadas quando presentes em grande quantidade.
Entretanto, este método pode ser útil para a pesquisa de trofozoítos de
protozoários em fezes diarreicas recém-emitidas (no máximo 30
minutos após);
 É aconselhável examinar, no mínimo, três lâminas de cada amostra.

6. EXAME FÍSICO DAS FEZES
COMPOSIÇÃO DAS FEZES:
75% de água;
 25% de material sólido;
 30% de bactérias;
0 - 20% gorduras;
 02 - 03% proteínas;
 30% de resíduos não digeridos.
COR:
 Castanha Parda - NORMAL
 Esverdeada - VERDURAS
 Amarelada - LÁCTEA.
 Preto - esverdeada - FERRO.
 Negra - Bismuto / Sangue digerido.
 Descoradas - Ausência De Estercobilina (pigmento escuro formado pela digestão da bili)
 Avermelhadas – Sangue não digerido.

7. EXAME FÍSICO DAS FEZES
ODOR:
Produto de Ação Bacteriana.
Patológico: - Rançoso ou butírico.
 Pútrido.
ASPECTO:
Normais - pastosa, homogênea e fina.
• CONSISTÊNCIA:
• Normais - sólidas = 75% de água;
• Moles = 80% de água;
• Líquidas = 90% de água.
REAÇÃO DE pH:
• Normal : 6,9 a 7,2
• VISCOSIDADE:
• Teor de Muco
• Patológico Pouco viscoso = fermentação intestinal;
• Viscosas = colite ( inflamação do colo).

8. Trichomonas vagilis
MÉTODO QUANTITATIVO
 são aqueles nos quais se faz a contagem dos ovos nas fezes, permitindo,
assim, avaliar a intensidade do parasitismo.
 São pouco utilizados, pois a dose dos medicamentos antiparasitária não
leva em conta a carga parasitária e sim o peso corporal do paciente.
OS MAIS CONHECIDOS SÃO:
 O Método de Stoll-Hausheer
 Método de Kato-Katz

9. O MÉTODO DE STOLL-HAUSHEER
Fundamento: Método quantitativo em solução de hidróxido de sódio 0,1 N.
Saponifica a gordura liberando os ovos dos detritos fecais mantendo a suspensão
clara.
Indicação: Quantificação de ovos de helmintos em particular os ovos de casca
fina, como ovos de ancilostomideo, cuja quantificação pelo Método de Kato-Katz
pode ser comprometida.
Em algumas infeções helmínticas, a quantificação pode concluir a carga
parasitária, e consequentemente, a dano sofrida pelo paciente.
Material usado:
Frasco tipo Erlenmeyer, com níveis escritos no gargalo do frasco correspondente a
56 e 60 ml.
Pipetas Stoll ( Pipeta automática) graduadas em 0,075 e 0,15 ml.
Reagentes: Hidróxido de sódio (NAOH) soda cáustica 4g;
Água destilada –deionizada 1000 ml;
Dissolver o NAOH em pequena quantidade de água em Becker de 1 litro.
Completar o volume ( Não é necessário padronizar a solução para contagem de
ovos).

12. MÉTODO KETO KATZ
Fundamento:
Esfregaço espesso de material fecal clarificado pela solução de verde de malaquita,
glicerina e água fenolada.
Indicação:
Estruturas com envoltório bem marcante e rígido, como, ovos de Schistosoma
mansoni, Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura,Taenia, Enterobius vermiculares,
Strongyloides, entre outros.
•

15. MÉTODOS QUALITATIVOS
 São os mais utilizados, demonstrando a presença das formas parasitárias, sem,
entretanto, quantificá-las.
 Muitas vezes o número de formas parasitárias eliminadas com as fezes é pequeno,
havendo necessidade de recorrer a processos de enriquecimento para concentrá-
las.

16. OS PRINCIPAIS PROCESSOS DE ENRIQUECIMENTO
Sedimentação espontânea: método de Hoffman, Pons e Janer, também conhecido
como método de Lutz. Permite o encontro de ovos e larvas de helmintos e de cistos
de protozoários;
Sedimentação por centrifugação: método de Blagg (também conhecido por método
de MIFC), método de Ritchie, Coprotest. Usados para a pesquisa de ovos e larvas de
helmintos, cistos e alguns oocistos de protozoários;
Flutuação espontânea: método de Willis. Indicado para a pesquisa de ovos leves
(principalmente ancilostomídeos);
Centrífugo flutuação: método de Faust. Usado para a pesquisa de cistos e alguns
oocistos de protozoários, permitindo, também, o encontro de ovos leves.
Concentração de larvas de helmintos por migração ativa, devido ao hidrotropismo e
termotropismo po sitivos: método de Baermann-Moraes e método de Rugai.
Indicados para a pesquisa de larvas de Stron gyloides stercoralis.
Além destes, o método de Kato concentra os ovos de helmintos através de filtração.

17. TÉCNICA SEDIMENTAÇÃO ESPONTÂNEA/ HOFFMAN
1- Em um pequeno recipiente (como um copinho de dose, como mostrado na figura acima)
colocar um pouco de água e pequena porção de fezes. Homogeneizar bem com auxílio de um
palito de madeira para obter uma suspensão;
2- Transferir a suspensão de fezes para um copo cônico contendo água (um pouco menos que
a metade do copo), tendo o cuidado de passar previamente por uma peneira para a obtenção
de um filtrado de fezes;
3- Deixar em repouso de 2 a 24 horas;
4- Com o auxílio de uma cânula, retirar pequena porção do sedimento formado e transferir
para uma lâmina. Adicionar uma gota de lugol e analisar em microscópio óptico (objetiva de
10 e 40x).
LUGOL:
Iodo 5%
Iodeto de potássio 10%
Preparado em água destilada.
Conservar em frasco escuro.

19. TÉCNICA SEDIMENTAÇÃO POR CENTRIFUGAÇÃO
É um método mais complexo, útil para a investigação de cistos e oocistos de protozoários e ovos e
larvas de helmintos.
O procedimento tem os seguintes passos:
1. “Colher as fezes recém-emitidas em líquido conservador de MIF.
2. Homogeneizar bem.
3. Filtrar a suspensão de fezes em gaze cirúrgica dobrada em quatro, num copo plástico descartável.
4. Transferir 1 a 2mL de filtrado para um tubo cônico de centrifugação, com
capacidade para 15 mL.
5. Acrescentar 4 a 5 mL de éter sulfúrico e agitar vigorosamente (importante para desengordurar o
material).
6. Centrifugar por 1 mínimo a 1.500rpm.
7. Com o auxílio de um bastão, descolar a camada de detritos da parede do tubo.
8. Inverter o tubo para desprezar o líquido, mantendo-o com a boca voltada pra baixo, até limpar a
parede do mesmo, utilizando um bastão de vidro (ou palito de picolé) contendo algodão na extremidade.
9. Acrescentar ao sedimento gotas de salina e/ou lugol.
10.Inverter o tubo em uma lâmina, deixando escoar todo o sedimento. Se a
quantidade de sedimento for excessiva, utilizar uma pipeta para colhê-lo e preparar as lâminas.
11.Cobrir com lâmina e examinar com as objetivas de 10x e/ou 40x.”

21. TÉCNICA FLUTUAÇÃO ESPONTÂNEA
Consiste na simples aplicação do princípio de que os ovos de parasitas flutuarão em
salina de gravidade específica suficiente e a uma superfície de vidro com a qual entram
em contato. É simples e não exige nenhuma habilidade especial além da capacidade de
reconhecer os óvulos sob o microscópio.
O procedimento tem os seguintes passos:
1- Colocar 10g de fezes em um Becker;
2- Diluir as mesmas em solução saturada de açúcar ou sal (NaCl);
3- Completar o volume com água até a borda do recipiente;
4- Esperar alguns minutos para permitir que os ovos flutuem;
5- Colocar na abertura do recipiente uma lâmina, que deverá estar em contato com o
líquido;
6- Deixar em repouso por 5 minutos;
7- Retirar rapidamente a lâmina, voltando a parte molhada para cima;
8- Levar ao microscópio e examinar com objetiva de 10x e/ou 40x;
9- Se for negativo, uma segunda lâmina é colocada na borda do recipiente e examinado
da mesma forma.

23. TÉCNICA FAUST
1. Com o auxílio do bastão de vidro, você pegará uma porção (cerca de 5g) da amostra de fezes,
colocando-a no becker;
2. Você colocará em seguida a água destilada (10ml) e homogeneizará a amostra, com movimentos
circulares não muito rápidos;
3. Utilizando a gaze dobrada, o coador e um novo becker, você filtrará a amostra, retendo as porções
sólidas;
4. Você colocará a amostra filtrada no tubo apropriado e colocará na centrífuga por 1 minuto em 2500
rpm;
5. Após este tempo, você irá retirar o tubo da centrífuga, descartar o sobrenadante turvo, homogeneizar
o sedimento e repetir o processo (água destilada + centrifugação 45 a 60 segundos a 650 g) até que o
sobrenadante fique límpido;
6. Quando límpido, você irá descartar o sobrenadante, homogeneizar o sedimento e adicionar a solução
de sulfato de zinco (33%, densidade de 1,18 g/ml), colocando novamente o conjunto na centrífuga (45
a 60 segundos a 650 g);
7. Passado o tempo, ao retirar da centrífuga você identificará 3 fases no tubo, uma película superficial,
uma solução intermediária e um sedimento ao fundo;
8. Com a alça de platina, você irá coletar apenas a película superficial, colocando-a na lâmina;
9. Feito isto, você colocará uma gota de lugol e a lamínula por cima, para analisar na microscopia com
objetivas de 10x e/ou 40x.

25. TÉCNICA DE TÉCNICA DE BAERMANN E MORAES
Técnica para pesquisa de larvas de nematoides feita através da atração larvar por água
aquecida, seguida por sedimentação.
Na técnica de Baermann-Moraes, utiliza-se:
tamiz coberto com gaze;
funil de vidro;
Tubo de borracha ou silicone;
pinça de Morh e vidro de relógio para a coleta do material sedimentado para procura das
larvas.
Essa técnica utiliza o aparelho de Baermann, composto por um funil de vidro, com a
haste acoplada a um tubo de borracha.
Para fechar o tubo de borracha utilizou-se a pinça de Morh.

26. TÉCNICA DE TÉCNICA DE BAERMANN E MORAES
Procedimento técnico:
1 - Separar uma parte de amostra fecal fresca.
2 - Colocar um tamiz no interior do funil.
3 - Colocar uma gaze 8 fios com 4 dobras sobre o tamiz.
4 - Adicionar água aquecida 40- 42 º C no funil.
5 - Transferir a amostra fecal para a gaze, de forma que as fezes fiquem em contato com a
água.
6 - Esperar 1 hora.
7 - Abrir a pinça de Morh.
8 - Transferir parte do material sedimentado para um vidro de relógio côncavo.
9 - Fazer leitura em microscópio para a procura de larvas.
10- Após a leitura, o material deve ser descartado em solução de hipoclorito de sódio 1%.

28. ESCOLHA DO MÉTODO
As formas parasitárias variam quanto ao seu peso e sobrevida no meio exterior;
 Não existe um método capaz de diagnosticar, ao mesmo tempo, todas as formas pa-
rasitárias;
Alguns métodos são mais gerais, permitindo o diagnóstico de vários parasitos intestinais,
ou métodos específicos, indicados para um parasito em especial;
Métodos gerais são Método de Hoffman. Na maioria dos pedidos de EPF, a suspeita clínica
não é relatada;
Quando é solicitada a pesquisa de um parasito que exige a execução de um método
específico, tanto este como o método geral devem ser executados;
 Desta forma, o EPF ficará mais completo, pois será feita a pesquisa dos vários parasitos
intestinais e não apenas daquele solicitado;
Tal conduta se justifica pelo fato de vários parasitos intestinais determinarem sintomas
semelhantes.

29. Alguns autores preconizam a execução de vários métodos com cada amostra fecal,
entre eles um método geral, um específico para larvas de helmintos e outro
específico para cistos de protozoários.
Tal procedimento é inviável, seja por quantidade insuficiente de fezes, ou pelo
elevado número de exames a serem realizados por dia.
Relação entre médico e laboratório.
Apesar da automação ser uma realidade em vários setores de um laboratório de
análises clínicas, esta ainda não chegou ao EPF, exigindo uma atenção individual a
cada amostra.
A fim de obter mais qualidade no EFP, devemos sempre ter em mente que:
1. algumas espécies de parasitos só são evidenciadas por técnicas especiais;
 2. um exame isolado, onde o resultado é negativo, não deve ser conclusivo, sendo
recomendável a sua repetição com outra amostra;
 3. A produção de cistos, ovos ou larvas não é uniforme ao longo do dia ou do ciclo do
parasito.

30. COLETA E CONSERVAÇÃO DAS FEZES
Orientar o paciente, a coleta deve ser feita em recipiente limpo e seco e parte das
fezes transferi da para um frasco próprio, de boca larga, bem fecha o e
identificado.
 A identificação deve conter o nome do paciente, idade, data e, se possível, a hora
da coleta. No caso de fezes frescas (sem conservador) a remessa para o laboratório
deve ser imediata.
As instruções sobre como coletar as fezes devem ser claras e passadas ao paciente
por escrito.
E importante verificar se o paciente as entendeu, pois é na coleta adequada da
amostra fecal que se inicia a qualidade do EPF.
Quando solicitada pela clínica médica poderá ser feita a coleta de amostras
múltiplas. O mais recomendado é a coleta de três amostras em dias alternados.
Quando não há possibilidade de remeter as fezes frescas rapidamente ao
laboratório ou então examiná-las logo que cheguem, estas deverão ser mantidas a
baixas temperatu ras (5° a 10° C), para evitar a putrefação, devendo ser exa
minadas o mais rapidamente possível ou no máximo dois a três dias após a
emissão.
As fezes poderão, também ser mantidas em conserva dores, permitindo que o
exame seja realizado semanas após a coleta.

31. APRESENTAÇÃO DOS RESULTADOS
 Todos os parasitos encontrados no EPF deverão ser relatados, sejam eles
patogênicos ou não.
 Deverão ser citados a forma parasitária observada (ovo, larva, cisto, trofozoíto,
oocisto, verme adulto) e o nome científico do parasito, incluindo o gênero e
espécie, sempre que possível.
 Também deverá constar o(s) método(s) executado(s) e a consistência das fezes,
tendo em vista que os métodos rotineiramente empregados não permitem o
encontro de trofozoítos de protozoários em fezes diarreicas.
 Observações sobre o número de amostras colhidas devem ser relatadas.

32. Nome do paciente: Idade: Sexo:
Nome do Médico:
Data:
EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES
Consistência das fezes: dado não disponível (fezes no conservador)
Método empregado: MIFC
Resultado: Não foram encontrados ovos ou larvas de helmintos, nem
cistos ou trofozoítos de protozoários no material examinado.
Observação: Coleta de três amostras em dias alternados.
EXEMPLOS RESULTADOS NEGATIVO

33. EXEMPLOS RESULTADOS POSITIVOS
Nome do paciente: Idade: Sexo:
Nome do Médico:
Data:
EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES
Consistência das fezes: pastosa
Método empregado: Hoffman, Pons e Janer
Resultado:
Ovos de Ascaris lumbricoides
Larvas de Strongyloides stercoralis
Cisto de Giardia lamblia.

34. FIM!!