hansen

1. LABORATÓRIO DE BACILOSCOPIA
Jorge Ewerton dos Santos Sales
Valdinei Mendonça Santarém
Rodolfo Kennedy Palheta da Sillva
Adalberto Arouca
Jorge Ewerton dos Santos Sales
Valdinei Mendonça Santarém
Rodolfo Kennedy Palheta da Sillva
Adalberto Arouca

2. FLUXOGRAMA DA SALA DE
COLETA

3. FLUXOGRAMA DO LABORATÓRIO
E BACILOSCOPIA

4. HANSENÍASE
A Hanseníase é uma doença infecciosa
crônica de evolução lenta provocada pelo
Mycobacterium leprae, uma bactéria intracelular
obrigatória que parasita principalmente as células de
Schwann, formadoras das bainhas de mielina dos
neurônios/axônios do sistema nervoso periférico.
HANSENÍASE
A Hanseníase é uma doença infecciosa
crônica de evolução lenta provocada pelo
Mycobacterium leprae, uma bactéria intracelular
obrigatória que parasita principalmente as células de
Schwann, formadoras das bainhas de mielina dos
neurônios/axônios do sistema nervoso periférico.

5. Células de Schwann

6. Mycobacterium leprae
G.A. Hansen em 1873.
Bastonete retos ou ligeiramente encurvados (1,5
a 8 c de comprimento por 0,2 a 0,3 c de largura);
imóvel, não formador de esporos, microaérofilo, gram
positivo e BAAR.
Parede Celular:
Ác. Micólico - Após a coloração com a fucsina de Ziehl
não descora pela lavagem com álcool
ácido a 1%.
Glicolipídio Fenólico–1 (PGL-1) – Antígeno exclusivo.
Mycobacterium leprae
G.A. Hansen em 1873.
Bastonete retos ou ligeiramente encurvados (1,5
a 8 c de comprimento por 0,2 a 0,3 c de largura);
imóvel, não formador de esporos, microaérofilo, gram
positivo e BAAR.
Parede Celular:
Ác. Micólico - Após a coloração com a fucsina de Ziehl
não descora pela lavagem com álcool
ácido a 1%.
Glicolipídio Fenólico–1 (PGL-1) – Antígeno exclusivo.

7. GENOMA
Stewart T. Cole (Unité de Génétique Moléculaire Bactérienne, Institut Pasteur)
• Nature 409, 1007-1011 (22 February 2001) | doi:10.1038/35059006; Received 10 October
2000; Accepted 5 December 2000 Massive gene decay in the leprosy bacillus
Evolução redutiva:
A multiplicação 12 a 14 dias, crescimento em ~ 30o C;
Não cresce em meios artificiais.
Ancestral
Genético
M. tuberculosis 4,41 Mb
M. leprae 3,27 Mb
Perda de ~ 2000 genes:
Menos de 50% genes são funcionais.
GENOMA
Stewart T. Cole (Unité de Génétique Moléculaire Bactérienne, Institut Pasteur)
• Nature 409, 1007-1011 (22 February 2001) | doi:10.1038/35059006; Received 10 October
2000; Accepted 5 December 2000 Massive gene decay in the leprosy bacillus
Evolução redutiva:
A multiplicação 12 a 14 dias, crescimento em ~ 30o C;
Não cresce em meios artificiais.
Ancestral
Genético
M. tuberculosis 4,41 Mb
M. leprae 3,27 Mb
Perda de ~ 2000 genes:
Menos de 50% genes são funcionais.

8. GENOMA
Marc Monot e Stewart T. Cole: On the Origin of Leprosy
SNPs, pronuncia-se ‘snips’; a sigla quer dizer ‘polimorfismos de nucleotídeos
únicos’ (A, T, C e G), classificaram em quatro tipos (1, 2, 3 e 4).
Mutações: 2 1 3 4
3
3
2
4
1

9. Science 13 May 2005: On the Origin of Leprosy
Vol. 308 no. 5724 pp. 1040-1042 DOI:10.1126/science/1109759
Marcos Vimond

10. Disposição dos bacilos nos esfregaços
Globias
(Gléia)
Aglomerados

11. Bacilo Íntegro
Estado do Bacilo
Bacilo Fragmentado

12. Bacilos Granulosos

13. Transmissão da Hanseníase

14. Transmissão da Hanseníase

15. Transmissão da Hanseníase

16. Transmissão da Hanseníase

17. Transmissão da Hanseníase

18. Transmissão da Hanseníase

19. Transmissão da Hanseníase

20. Transmissão da Hanseníase

21. Transmissão da Hanseníase

22. Definição de caso de Hanseníase

24. Sinais e Sintomas da Hanseníase

25. Marcadores Bilógicos
• Os testes cutâneos para mensurar a resposta
imune celular (Mitsuda);
• Os testes sorológicos (ML Flow);
• As técnicas de amplificação molecular (PCR).
Marcadores Bilógicos
• Os testes cutâneos para mensurar a resposta
imune celular (Mitsuda);
• Os testes sorológicos (ML Flow);
• As técnicas de amplificação molecular (PCR).

26. Teste de Mitsuda
1º. Teste cutâneo (1919). Avalia a resposta imune
celular. Representa uma resposta tardia, tipo
granulomatosa, avaliada 28 dias após a inoculação
intradérmica de 0,1ml de lepromina.
Resultados:
negativo = ausência de reação
duvidoso: 1 a 3 mm
positivo: ≥ 4 mm
Teste de Mitsuda
1º. Teste cutâneo (1919). Avalia a resposta imune
celular. Representa uma resposta tardia, tipo
granulomatosa, avaliada 28 dias após a inoculação
intradérmica de 0,1ml de lepromina.
Resultados:
negativo = ausência de reação
duvidoso: 1 a 3 mm
positivo: ≥ 4 mm

27. ANTI-PGL-1
• MULTIBACILARES: alta sensibilidade, 80 a 90%;
• PAUCIBACILARES: detectado em apenas 40% dos
casos;
• Classificar clinicamente.
• A positividade do teste está relacionada a carga bacilar.
ML Flow
ANTI-PGL-1
• MULTIBACILARES: alta sensibilidade, 80 a 90%;
• PAUCIBACILARES: detectado em apenas 40% dos
casos;
• Classificar clinicamente.
• A positividade do teste está relacionada a carga bacilar.
ML Flow

28. CLASSIFICAÇAO OPERACIONAL
PAUCIBACILARES MULTIBACILARES
BT
DT
BB
DD
BV
DV
T
I
V
Mitsuda ( + )
Baciloscopia ( - )
Anti-PGL 1 ( - ) 40% PB
Mitsuda ( - )
Baciloscopia (+)
Anti-PGL 1 ( + )

29. Critérios de Indicação para Baciloscopia
• A baciloscopia é um exame complementar ao
diagnóstico e deve ser solicitado prioritariamente nas
seguintes situações:
a) Diagnóstico diferencial dermatológico e neurológico da
hanseníase (MB).
b) Em caso de dúvida na classificação operacional
para instituição da poliquimioterapia.
c) Casos suspeitos de recidiva.
Critérios de Indicação para Baciloscopia
• A baciloscopia é um exame complementar ao
diagnóstico e deve ser solicitado prioritariamente nas
seguintes situações:
a) Diagnóstico diferencial dermatológico e neurológico da
hanseníase (MB).
b) Em caso de dúvida na classificação operacional
para instituição da poliquimioterapia.
c) Casos suspeitos de recidiva.

30. Material
Lâminas de vidro com extremidades foscas;
Lamparina à álcool;
Álcool a 70%;
Lápis;
Algodão;
Fósforos;
Cabo de bisturi n.º 3 e lâmina de bisturi n.º 15;
Solicitação de exame;
Caneta esferográfica;
Porta-lâminas de plástico para o transporte;
Esparadrapo ou bandagem adesiva anti-séptica;
Luvas;
Pinça de Kelly;
Máscara.
Material
Lâminas de vidro com extremidades foscas;
Lamparina à álcool;
Álcool a 70%;
Lápis;
Algodão;
Fósforos;
Cabo de bisturi n.º 3 e lâmina de bisturi n.º 15;
Solicitação de exame;
Caneta esferográfica;
Porta-lâminas de plástico para o transporte;
Esparadrapo ou bandagem adesiva anti-séptica;
Luvas;
Pinça de Kelly;
Máscara.

31. Material Necessário

32. Diagrama
Diagrama da coleta:
da coleta:

33. Sítios de Coleta do Raspado Intradérmico
• Em pacientes com lesões cutâneas visíveis ou áreas
com alteração de sensibilidade, a coleta deverá ser
feita em lóbulo auricular direito (LD), lóbulo auricular
esquerdo (LE) e cotovelo direito (CD) e lesão (L). Nas
lesões planas, coletar da borda interna; nos nódulos
ou hansenomas coletar do centro.
• Em pacientes que não apresentam lesões ativas
visíveis, colher material do lóbulo auricular direito
(LD), lóbulo auricular esquerdo (LE), cotovelo
direito (CD) e cotovelo esquerdo (CE).
Sítios de Coleta do Raspado Intradérmico
• Em pacientes com lesões cutâneas visíveis ou áreas
com alteração de sensibilidade, a coleta deverá ser
feita em lóbulo auricular direito (LD), lóbulo auricular
esquerdo (LE) e cotovelo direito (CD) e lesão (L). Nas
lesões planas, coletar da borda interna; nos nódulos
ou hansenomas coletar do centro.
• Em pacientes que não apresentam lesões ativas
visíveis, colher material do lóbulo auricular direito
(LD), lóbulo auricular esquerdo (LE), cotovelo
direito (CD) e cotovelo esquerdo (CE).

34. Locais de Coleta Positivo Negativo
L.O. D _____________
L.O. E _____________
LABORATÓRIO DE BACILOSCOPIA
Nome:_____________________________________Idade:___Sexo:____
1ª Vez Retorno No Registro: ______________
Data da Coleta: ____ / ____ / ______
L.O. E _____________
COTOVELO D _____________
COTOVELO E _____________
Lesão I _________ _____________
Lesão II _________ _____________
I.B.= _____
Observações:___________________________________________________
______________________________________________________________
______________________________________________________________
Data da Coleta: ____ / ____ /____ _____________________
Responsável Técnico

35. Procedimentos para coleta do Raspado Intradérmico:
•Selecionar o local da coleta, fazer a assepsia com algodão
umedecido com álcool a 70%;
• Manter um pedaço de algodão seco entre o 4º e o 5º dedo ( parte
dorsal da mão, para se necessário, enxugar o sangue );
• Preguear a pele no local da coleta com pinça Kelly, fazendo
pressão até isquemiar. Manter a pressão constante até o final da
coleta;
• Colocar a lâmina de bisturi em ângulo reto, fazer um corte na pele
de aproximadamente 5 mm de extensão por 2 - 3mm de
profundidade, raspar uma quantidade adequada e visível de
material da borda e do fundo da incisão. Se começar a sangrar,
enxugar com o algodão seco.
Procedimentos para coleta do Raspado Intradérmico:
•Selecionar o local da coleta, fazer a assepsia com algodão
umedecido com álcool a 70%;
• Manter um pedaço de algodão seco entre o 4º e o 5º dedo ( parte
dorsal da mão, para se necessário, enxugar o sangue );
• Preguear a pele no local da coleta com pinça Kelly, fazendo
pressão até isquemiar. Manter a pressão constante até o final da
coleta;
• Colocar a lâmina de bisturi em ângulo reto, fazer um corte na pele
de aproximadamente 5 mm de extensão por 2 - 3mm de
profundidade, raspar uma quantidade adequada e visível de
material da borda e do fundo da incisão. Se começar a sangrar,
enxugar com o algodão seco.

36. Procedimentos para coleta:
•Desfazer a pressão e distribuir o material na lâmina de vidro
fazendo movimentos circulares do centro para a borda do esfregaço
numa área aproximada de 5 - 7mm de diâmetro;
• Limpar lâmina de bisturi com algodão embebido em álcool a 70,
entre a coleta de um local e outro (do mesmo paciente), evitando
assim contaminação do material de uma amostra para outra;
• O primeiro esfregaço deverá ser colocado na extremidade mais
próxima da identificação do paciente e o segundo, próximo ao
primeiro observando um espaço de 0,5 cm entre cada amostra,
assim sucessivamente seguindo a ordem da requisição de exames.
Procedimentos para coleta:
•Desfazer a pressão e distribuir o material na lâmina de vidro
fazendo movimentos circulares do centro para a borda do esfregaço
numa área aproximada de 5 - 7mm de diâmetro;
• Limpar lâmina de bisturi com algodão embebido em álcool a 70,
entre a coleta de um local e outro (do mesmo paciente), evitando
assim contaminação do material de uma amostra para outra;
• O primeiro esfregaço deverá ser colocado na extremidade mais
próxima da identificação do paciente e o segundo, próximo ao
primeiro observando um espaço de 0,5 cm entre cada amostra,
assim sucessivamente seguindo a ordem da requisição de exames.

37. COLETA

38. COLETA

39. COLETA

40. COLETA

41. COLETA

42. COLETA

43. Secagem e Fixação do Esfregaço
• As lâminas contendo os raspados intradérmico devem
permanecer em superfície plana e em temperatura
ambiente livres de contaminação, por aproximadamente
15 minutos.
• Após estarem completamente secos os esfregaços
devem ser fixados passando a lâmina rapidamente,
duas a três vezes, na chama de uma lamparina ou bico
de Bunsen com os esfregaços voltados para cima.
Secagem e Fixação do Esfregaço
• As lâminas contendo os raspados intradérmico devem
permanecer em superfície plana e em temperatura
ambiente livres de contaminação, por aproximadamente
15 minutos.
• Após estarem completamente secos os esfregaços
devem ser fixados passando a lâmina rapidamente,
duas a três vezes, na chama de uma lamparina ou bico
de Bunsen com os esfregaços voltados para cima.

44. MÉTODOS DE COLORAÇÃO
• ZIEHL NEELSEN ( a frio )
• KINYOUN ( a frio )
MÉTODOS DE COLORAÇÃO
• ZIEHL NEELSEN ( a frio )
• KINYOUN ( a frio )

45. TÉCNICA DE COLORAÇÃO
PROCEDIMENTO:
• a) Colocar as lâminas em suporte apropriado, separadamente uma da outra;
• b) Cobrir todo o esfregaço com a solução de fucsina de Ziehl-Neelsen,
previamente filtrada, durante 20 minutos;
• c) Retirar a lâmina do suporte e lavar em água corrente sob baixa pressão;
• d) Descorar os esfregaços com solução de álcool-ácido a 1%, até que os
mesmos tomem uma coloração rosada;
• e) Lavar novamente a lâmina em água corrente sob baixa pressão;
• f) Cobrir todo o esfregaço com solução de azul de metileno a 0,3% por 1
minuto;
• g) Lavá-la em água corrente sob baixa pressão e deixar secar a temperatura
ambiente.
TÉCNICA DE COLORAÇÃO
PROCEDIMENTO:
• a) Colocar as lâminas em suporte apropriado, separadamente uma da outra;
• b) Cobrir todo o esfregaço com a solução de fucsina de Ziehl-Neelsen,
previamente filtrada, durante 20 minutos;
• c) Retirar a lâmina do suporte e lavar em água corrente sob baixa pressão;
• d) Descorar os esfregaços com solução de álcool-ácido a 1%, até que os
mesmos tomem uma coloração rosada;
• e) Lavar novamente a lâmina em água corrente sob baixa pressão;
• f) Cobrir todo o esfregaço com solução de azul de metileno a 0,3% por 1
minuto;
• g) Lavá-la em água corrente sob baixa pressão e deixar secar a temperatura
ambiente.

46. CORANTES

47. CORANTES

48. DELIMITAR OS ESFREGAÇOS

49. MICROSCOPIA
TÉCNICA:
• O microscópio deverá estar limpo;
• Antes de analisar a amostra certifique-se de que a mesma
esteja devidamente seca;
• Colocar uma gota de óleo de imersão sobre o primeiro
esfregaço da lâmina;
• Examinar inicialmente com objetiva de menor aumento
(objetiva de 10x) a fim de selecionar campos que contenham
maior concentração de monoclueares (macrófagos).
TÉCNICA:
• O microscópio deverá estar limpo;
• Antes de analisar a amostra certifique-se de que a mesma
esteja devidamente seca;
• Colocar uma gota de óleo de imersão sobre o primeiro
esfregaço da lâmina;
• Examinar inicialmente com objetiva de menor aumento
(objetiva de 10x) a fim de selecionar campos que contenham
maior concentração de monoclueares (macrófagos).

50. MICROSCOPIA
TÉCNICA:
• A partir do campo selecionado girar a objetiva de imersão (100x)
e focalizar com o botão micrométrico;
• É de fundamental importância que a análise do esfregaço
obedeça a um dos esquemas abaixo;
• Se o material for escasso, examinar todo o esfregaço.
TÉCNICA:
• A partir do campo selecionado girar a objetiva de imersão (100x)
e focalizar com o botão micrométrico;
• É de fundamental importância que a análise do esfregaço
obedeça a um dos esquemas abaixo;
• Se o material for escasso, examinar todo o esfregaço.

51. ÍNDICE BACILOSCÓPICO - IB:
 Estima o número de bacilos no esfregaço. Este é de muito valor
nos programas e menos suscetível a erros na interpretação em
relação ao índice morfológico.
ÍNDICE MORFOLÓGICO - IM:
 É utilizado para descrever a forma do bacilo no esfregaço. Tem
grande importância no acompanhamento do tratamento (recidiva).
Uma avaliação exata do IM requer habilidade e muita prática do
técnico.
ÍNDICE BACILOSCÓPICO - IB:
 Estima o número de bacilos no esfregaço. Este é de muito valor
nos programas e menos suscetível a erros na interpretação em
relação ao índice morfológico.
ÍNDICE MORFOLÓGICO - IM:
 É utilizado para descrever a forma do bacilo no esfregaço. Tem
grande importância no acompanhamento do tratamento (recidiva).
Uma avaliação exata do IM requer habilidade e muita prática do
técnico.

52. INDICE BACILOSCOPICO
Contam-se os bacilos em cada campo microscópico: identificando os
bacilos isolados, bacilos em pequenos grupos que possam ser
individualizados e as globias. Os bacilos de uma globia não podem
ser contados, porém o número pode ser estimado:

53. GLOBIAS

54. ESCALA LOGARÍTMICA DE RIDLEY
( 0 ) - Ausência de bacilos em 100 campos examinados.
(1+) - Presença de 1 a 10 bacilos, em 100 campos examinados.
(2+) - Presença de 1 a 10 bacilos, em cada 10 campos examinados.
(3+) - Presença de 1 a 10 bacilos, em média, em cada campo examinado.
(4+) - Presença de 10 a 100 bacilos, em média, em cada campo examinado.
(5+) - Presença de 100 a 1000 bacilos, em média, em cada campo examinado.
(6+) - Presença de mais de 1000 bacilos, em média, em cada campo
examinado.
Nota: para os índices de 0 a 3+ devem ser examinados 100 campos
microscópicos; de 4+ a 6+, a leitura poderá ser realizada em apenas 25
campos.
( 0 ) - Ausência de bacilos em 100 campos examinados.
(1+) - Presença de 1 a 10 bacilos, em 100 campos examinados.
(2+) - Presença de 1 a 10 bacilos, em cada 10 campos examinados.
(3+) - Presença de 1 a 10 bacilos, em média, em cada campo examinado.
(4+) - Presença de 10 a 100 bacilos, em média, em cada campo examinado.
(5+) - Presença de 100 a 1000 bacilos, em média, em cada campo examinado.
(6+) - Presença de mais de 1000 bacilos, em média, em cada campo
examinado.
Nota: para os índices de 0 a 3+ devem ser examinados 100 campos
microscópicos; de 4+ a 6+, a leitura poderá ser realizada em apenas 25
campos.

55. ESCALA LOGARÍTMICA DE RIDLEY
NEG Ausência de bacilos em 100 campos examinados;;
(1+) Presença de 1 a 9 bacilos em 100 campos examinados;
(2+) Presença de 10 a 99 bacilos em 100 campos examinados;
(3+) Presença de 1 a 9 bacilos por campo, em 100 campos
examinados;
(4+) Presença de 10 a 99 bacilos por campo, em 25 campos
examinados;
(5+) Presença de 100 a 1000 bacilos por campo, em 25 campos
examinados;
(6+) Presença de mais de 1000 bacilos por campo em 25 campos
examinados.
ESCALA LOGARÍTMICA DE RIDLEY
NEG Ausência de bacilos em 100 campos examinados;;
(1+) Presença de 1 a 9 bacilos em 100 campos examinados;
(2+) Presença de 10 a 99 bacilos em 100 campos examinados;
(3+) Presença de 1 a 9 bacilos por campo, em 100 campos
examinados;
(4+) Presença de 10 a 99 bacilos por campo, em 25 campos
examinados;
(5+) Presença de 100 a 1000 bacilos por campo, em 25 campos
examinados;
(6+) Presença de mais de 1000 bacilos por campo em 25 campos
examinados.

56. CONTAR O Nº DE BACILOS EM 100 CAMPOS
CONTAR O Nº DE BACILOS EM 100 CAMPOS
TABELA PARA CONTAGEM

57. Locais de Coleta Positivo Negativo
L.O. D 5 BF / BG
L.O. E 3
COTOVELO D
LABORATÓRIO DE BACILOSCOPIA
Nome:______________________________________Idade:___Sexo:____
1ª Vez Retorno No Registro: ______________
Data da Coleta: ____ / ____ / ______
COTOVELO E 2
Lesão I _________ _____________
Lesão II _________ _____________
I.B.= 2,5
Observações:___________________________________________________
______________________________________________________________
______________________________________________________________
Data da Coleta: ____ / ____ /____ _____________________
Responsável Técnico

58. Bacilos Íntegros ou Sólidos
INDICE MORFOLOGICO
Bacilos Fragmentados
Bacilos Granulosos

59. INDICE MORFOLOGICO
•Utilizar a objetiva de pequeno aumento e selecionar uma
área bem corada do esfregaço;
• Usando a objetiva de imersão, procurar uma área onde os
bacilos estejam bem isolados para observar melhor sua
morfologia;
• Desconsiderar os bacilos que estejam em meio a restos
celulares ou em áreas mal coradas do esfregaço;
• Selecionada a área, contar 100 bacilos, entre estes anotar os
que estiverem bem corados (sólidos).
• O percentual dos sólidos em relação ao total de bacilos,
representa o índice morfológico.
INDICE MORFOLOGICO
•Utilizar a objetiva de pequeno aumento e selecionar uma
área bem corada do esfregaço;
• Usando a objetiva de imersão, procurar uma área onde os
bacilos estejam bem isolados para observar melhor sua
morfologia;
• Desconsiderar os bacilos que estejam em meio a restos
celulares ou em áreas mal coradas do esfregaço;
• Selecionada a área, contar 100 bacilos, entre estes anotar os
que estiverem bem corados (sólidos).
• O percentual dos sólidos em relação ao total de bacilos,
representa o índice morfológico.

61. BACILOSCOPIA
MINISTÉRIO DA SAÚDE
• Secretaria de Vigilância em Saúde
• Departamento de Vigilância Epidemiológica
• Coordenação-Geral de Laboratórios de Saúde Pública
• Coordenação-Geral do Programa Nacional de Controle da
Hanseníase
• Maria Aparecida de Faria Grossi (CGPNCH/DEVEP/SVS/MS)
• Sandra Gurgel (CGLAB/SVS/MS)
BACILOSCOPIA
MINISTÉRIO DA SAÚDE
• Secretaria de Vigilância em Saúde
• Departamento de Vigilância Epidemiológica
• Coordenação-Geral de Laboratórios de Saúde Pública
• Coordenação-Geral do Programa Nacional de Controle da
Hanseníase
• Maria Aparecida de Faria Grossi (CGPNCH/DEVEP/SVS/MS)
• Sandra Gurgel (CGLAB/SVS/MS)

62. Ano: 1987

63. Ano: 2002

64. Ano: 2004

65. Assessoria de Conteúdo / 2009
Cacilda De Crignis (Laboratório Central de Saúde Pública do Espírito Santo – Lacen/ES)
Edson Cláudio Araripe de Albuquerque (Fundação Oswaldo Cruz – Fiocruz/RJ)
Egon Luiz Rodrigues Daxbacher (Programa Nacional de Controle da Hanseníase – PNCH/DF)
Jorge Ewerton dos Santos Sales (Fundação Alfredo da Matta – Fuam/AM)
Maria Alice da Silva Telles (Centro de Referência Professor Hélio Fraga/RJ)
Maria Conceição Martins (Instituto Adolfo Lutz – IAL/SP)
Maria Eugenia Novinski Gallo (Fundação Oswaldo Cruz – Fiocruz/RJ)
Maria Irismar da Silva Silveira (Centro de Referência Nacional em Dermatologia Sanitária
Dona Libânia – CDERM/Sesa/CE)
Suzana Madeira Diório (Instituto Lauro de Souza Lima – ILSL/SP)

66. Ano: 2009

67. Reunião com os LACEN e LAFRON para revisão
e validação do guia / 2009.

68. Ano: 2010

69. RR AP
PA
AM
LACEN
Herton A. P. Dantas
LAFRON / 2011
Gilmara S. P. de Andrade
LACEN – RR / 2010
Cynthia M. L. de Matos
LACEN– PA / 2010
LACEN-AP / 2011
Capital e Interior
RO
Cynthia M. L. de Matos
LACEN– PA / 2010
LACEN-RO / 2013
Capital e Interior

70. Sistematização e Padronização do Conteúdo
“Curso de Capacitação”.
O Ministério da Saúde, por meio da Coordenação-
Geral do Programa Nacional de Controle da
Hanseníase, no atendimento às demandas dos estados
e municípios quanto à necessidade de capacitar e de
manter os profissionais de saúde informados sobre a
hanseníase, elaborou este material que sistematiza e
padroniza o conteúdo mínimo para o entendimento da
hanseníase, oferecendo apoio na condução de oficinas
de capacitação.
O Ministério da Saúde, por meio da Coordenação-
Geral do Programa Nacional de Controle da
Hanseníase, no atendimento às demandas dos estados
e municípios quanto à necessidade de capacitar e de
manter os profissionais de saúde informados sobre a
hanseníase, elaborou este material que sistematiza e
padroniza o conteúdo mínimo para o entendimento da
hanseníase, oferecendo apoio na condução de oficinas
de capacitação.

71. Sistematização e Padronização do Conteúdo
“Curso de Capacitação”.