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PROPAGAÇÃO DE FLORES DE VASO
CRISÂNTEMO
AZALÉIA
VIOLETA AFRICANA
KALANCHOE
BEGÔNIA Tuberhybrida
Tabela de propagação, crescimento e florescimento de algumas
espécies
PROPAGAÇÃO DO CRISÂNTEMO
O crisântemo pertence a família das compostas. Originário da China, foi levado para o Japão, onde é
considerada como flor nacional, sendo cultivado a mais de 2.000 anos. A principal espécie é a
Dendranthema morifolium Ramat. TZVELEV. O nome desse gênero foi sugerido por Anderson (1987),
cuja adoção já vem sendo utilizada por diversos autores. O crisântemo apresenta uma infinidade de
variedades, e todas necessitam de dias curtos para florescer (Lopes, 1977; Okuiama & Saito, 1992).
As mudas são produzidas através do enraizamento de estacas da porção apical das hastes, retiradas
de plantas matrizes mantidas sob dia longo - condições que inibe o florescimento. As estacas são
retiradas com 8 a 10 cm de comprimento ou 5 a 6 folhas expandidas. As plantas matrizes deverão ser
cuidadas para evitar contaminação com viroses, bacterioses e doenças vasculares. A ferramenta de
corte pode transmitir doenças de plantas infectadas para plantas sadias (Lopes, 1977).
Produtores, mais especializados, da Cooperativa de Holambra-SP, fazem a classificação das estacas
destinadas, ao enraizamento, através do peso, devendo estar entre 0,8 a 1,2 g e não pelo tamanho
como é usual.
As estacas podem ser armazenadas por até 4 semanas a uma temperatura de 1ºC antes de serem
postas à enraizar. Dependendo da cultivar, este período pode ser modificado. As mesmas podem ser
acondicionadas em caixas de polietileno, em ambiente com circulação de ar (Kofranek, 1980;
Hartmann et al. 1988).
Hartmann et al. (1988) relatam que o crisântemo é comercialmente produzido em casa de vegetação
durante o ano inteiro, e ao ar livre apenas em uma época do ano quando as condições climáticas
forem amenas.
Para promover o enraizamento, são aplicados na base das estacas, talco contendo 0,1 a 0,2 % de IBA
(ácido indolbutírico). As estacas deverão ser distribuídas num espaçamento de 2,5 cm na linha e 5,0
cm na entre-linha. Em casa de vegetação, a temperatura deve estar entre 15º a 18ºC e o substrato
entre 18º a 21ºC. Torna-se benéfico a nebulização intermitente, durante todo processo de
enraizamento. O crisântemo necessita de dia longo no estágio de produção de mudas. Alguns
produtores de mudas aumentam a freqüência de nebulização das 10 as 15 horas quando a
intensidade de luz é maior, no verão a nebulização poderá ser programada para funcionar por 6
segundos a cada 15 minutos e no inverno 6 segundos a cada 30 minutos. Dependendo da cultivar,
época do ano e região, dentro de 10 a 20 dias as mudas já estarão enraizadas. São desejáveis mudas
com 1,5 a 2,0 cm de comprimento de raiz, raízes compridas dificulta o plantio (Kofranek, 1980).
Substratos utilizados na propagação do crisântemo
Em nossas condições, é bastante utilizado como substrato areia de rio lavada ou casca de arroz
carbonizada, contudo outros materiais podem ser utilizados como: perlita, esfagno, turfa, vermiculita,
areia, cinza de carvão fino, escória, pedra-pome e a mistura de solo arenoso e musgo ou a mistura
desses materiais se constituem excelentes substratos. O uso de um ou outro substrato está em
função do custo e da disponibilidade dos mesmos em cada região (Lopes, 1977; Hartmann et al.
1990; Takeyoshi et al. 1983; Kofranek, 1980).
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
Cuquel (1982) estudou enraizamento de estacas de crisântemo (Dendranthema morifolium RAMAT.)
TZVELEV cv. "yellow Reagan 622, tratadas com ácido indolbutírico, adicionado em talco (meio sólido)
e meio líquido, na concentração de 500, 1000 e 2000 ppm para ambos os dois meios. No meio sólido
o tratamento foi efetuado encostando-se a base da estaca no talco e no meio líquido, por imersão da
base das estacas durante 5 segundos e 30, 60 e 90 minutos. As avaliações foram efetuadas aos 10,
12 e 14 dias após o plantio das estacas. Conclui-se que o enraizamento de estacas de crisântemo é
dependente da dosagem de IBA, tempo de imersão, do veículo utilizado e das idades de transplante.
Os melhores resultados foram detectados nas combinações entre 0 e 500 ppm de IBA e imersos
durante 5 segundos e até no máximo 30 minutos. O veículo sólido foi mais eficiente que o veículo
líquido. O transplante a 12 dias apresentou melhores resultados na produção.
Takeyoshi et al. ( 1983 ) estudando os efeitos de diversos substratos no enraizamento de estacas de
crisântemo (Chrysanthemum morifolium cv. Polaris) recomendam o uso de casca de arroz
carbonizada ou vermiculita + solo (1:1) , ressaltando que quando se utiliza apenas vermiculita há
necessidade de elevar o tempo de enraizamento de 14 para 18 dias.
Estacas de hastes de (Chrysanthemum morifolium Ramat.) tratadas com soluções aquosas de ácido
2-cloroetil-fosfórico (Ethrel) e ácido indolbutírico (IBA), foram submetidas a imersão e duas
pulverizações nas cultivares "Mrs. Roy" e "Clipper". O Ethrel (1 mg/l) promoveu o crescimento de
raízes e a ramificação, tais cultivares são consideradas como difíceis de enraizar, porém esse
tratamento não causou efeito sobre a cultivar "Improved mifo" que é de fácil enraizamento. O IBA
promoveu o aumento no número de raízes das cultivares "Clipper" e "Improved mifo". Acredita-se que
o Ethrel e IBA atuam em diferentes estágios de enraizamento, o IBA promove o início do
enraizamento enquanto o Ethrel estimula a elongação e ramificação (Samananda et al. 1972).
Estacas de crisântemo cv. Super White foram tratadas com 13 substâncias de crescimento, todas em
talco, para verificar sua ação no enraizamento das estacas colhidas em 5 de outubro/1972.
Destacaram entre as melhores substâncias de crescimento o Stimroot III (0,8%), Stimroot II (0,4%),
Stimroot I (0,1%) todas contendo IBA, Rhizopon AA (1%), Rhizopon AA (0,5)% ambas contendo IAA e
Stimroot I+AA+terra. O uso dessas 6 substâncias nas estacas em diferentes idades, ocasionaram os
seguintes resultados: O Stimroot III nas estacas mais velhas promoveu os melhores resultados e o
Stimroot II foi mais adequado para estacas mais jovens (Hoeven, 1973).
O fotoperíodo influencia no enraizamento de estacas de crisântemo cv. Indianápolis. Segundo
LESHEM & SCHWARZ (1968) o fotoperíodo de dias curtos promoveu o enraizamento de estacas de
crisântemo, sendo as estacas tratadas com aplicação exógena de IBA e inibido por di-clorofenol
tirosina ou TIBA os quais interferem com o metabolismo de auxina. Níveis endógenos de auxinas foi
melhor em dias curtos que em dias longos. Fotoperíodos de dias curtos favoreceram o enraizamento
devido a interferência auxínica.
O uso de luz suplementar no enraizamento de estacas herbáceas de crisântemo de maneira
contínua a 116 W/m² de outubro a março, reduziram o número de dias requeridos para iniciação e
crescimento e número de raízes, além de ter sido maior o comprimento e pêso fresco das raízes em
relação às estacas não iluminadas. Quando se elevou a iluminação para 174 W/m² provocou clorose
nas folhas e efeitos indiretos no enraizamento, esse experimento foi realizado no inverno (EUA)
(Carpenter et al.1973).
O efeito da temperatura no enraizamento de estacas de crisântemo foi demonstrado por Dikeman
(1976) mostrando que temperaturas até 30º C apresentaram máxima iniciação de raízes, porém a
elongação, diâmetro e desenvolvimento de raízes capilares e secundárias alcançaram máximo
desenvolvimento a 25º C.
Libânio& Witmer (1987) estudaram a propagação in vitro e in vivo de 10 cultivares de crisântemo,
avaliando: altura, peso, nº de capítulos, precocidade e aspecto geral das plantas, concluíram que há
uma vantagem para a maioria das cultivares propagadas in vitro sobre todos os aspectos. O material
propagado in vitro foi mais precoce e homogêneo e mais produtivo, porém notaram diferenças entre
as cultivares.
Roy et al. (l973) compararam o efeito do IAA, IBA e ANA, no enraizamento de estacas de
crisântemos, sendo utilizadas isoladamente e também combinados com outras substâncias não
auxínicas. Verificaram que houve enraizamento quando se aplicou cada auxina isoladamente. A
mistura de IAA com B-naphthol demonstrou ação sinérgica, e a combinação do IBA com ácido
salicílico tânico e catechol, também foi de efeito sinérgico.
EL-SHAFIE et al. (1977) utilizaram estacas de crisântemo e rosas para enraizamento, tratadas com
combinações de diferentes tipos de substâncias de crescimento, sendo as estacas megulhadas por 4
horas em solução de NAA, com ou sem pulverização com Kinetina antes do plantio, ou com
pulverizações foliares 20-30 mg/l de kinetina imediatamente ou 2-4 semanas após o plantio
melhoraram acentuadamente o enraizamento. Kinetina aplicada isoladamente favoreceu o
crescimento de raízes apenas levemente quando comparadas com as estacas não tratadas.
Trabalho realizado por KAUL et al. (1990) obtiveram regeneração de brotos adventícios através de
explantes de pecíolo e pétalas de onze cultivares de crisântemo. O meio de cultura ótimo para os
explantes foi o de Murashige & Skoog (MS), meio base suplementado com 5 µ M de 6-
benzilaminopurina e 5 µ M ácido α -naftalenoacético. Geralmente, os explantes de pecíolo foram
superiores aos das pétalas. Houve grande diferença de freqüência de regeneração para cada cultivar,
sendo que 3 cultivares não responderam para qualquer combinação de reguladores vegetais. Os
brotos regenerados enraizam facilmente, transferidos para condições de casa de vegetação, se
desenvolvem e florescem. Todas as plantas regeneradas possuíam as mesmas características
morfológicas comparada com plantas derivadas da propagação vegetativa.
Para rápida multiplicação de Chrysantemum morifolium Ramat. cv. Birbol Sahni BHATTACHARYA et
al. (1990) utilizaram calus de folha e pecíolos, sendo igual ou melhor que aqueles desenvolvidos por
meristema apical e lateral. Para tal utilizou o meio de Murashige & Skoog (MS) suplementado com 2
mg/l de 2,4-D, o que produziu, em duas semanas, calus verdes a partir de ambos os segmentos (folha
e pecíolo), calus com 1 x1 cm regenerou-se 2 a 3 brotos após 3 meses em meio MS sólido,
suplementado com 0,1 mg/l de AIA e 0,2 mg/l de BAP. Cada um dos botões regenerados quando
transferidos para o mesmo meio de brotamento sem ágar rendeu ± 100 novos brotos, nos quais
ocorreram a regeneração de raíz após um período de mais de uma semana no meio com 50% de MS
ou meio de White modificado. Estimaram que através deste método, uma produção de 1414
plântulas
em um ano, a partir de um explante.
PROPAGAÇÃO DA AZALÉIA
Rhododendron obtusum (Lindl.) PLANCH
De origem oriental, mais especificamente da China, Coréia, Formosa, Himalaia e do Japão, onde
podem ser vistas na forma de Bonsai até árvores de 4 m de altura. Espalhadas por todo mundo, esta
espécie da família das Ericáceas a azaléia (Rhododendron obtusum Lindl.) PLANCH já conta com
mais de 800 variedades divididas em dois grupos principais: as caducifolias e as perenifolias ou
azaléias japonesas, possuem cores que vão desde o branco puro ao vermelho vivo, passando por
muitos tons de rosa, salmon, lilás, roxo e ainda bicolores, foram muito modificadas pela hibridação
surgindo um grande número de cultivares (BUENO, 1989).
A azaléia é uma espécie de folhas largas verdes e propagadas por estacas ou enxertia. A floração no
jardim em clima ameno, ocorre na primavera, contudo pode-se forçar o florescimento em ambientes
fechados durante qualquer estação do ano, em casa de vegetação por exemplo, através de técnicas
de controle do fotoperíodo e temperatura apropriados. Requer temperatura diurna de 21º C e noturna
mínima de 15ºC. A azaléia necessita cerca de 2 anos para obter uma planta com tamanho adequado
para comercialização, quando propagada através de estacas apicais (Hartmann et al.1988).
As azaléias são propagadas sexuadamente por sementes e assexuadamente através da enxertia,
mergulhia ou estaca apical. A propagação por sementes é utilizada para criação de novas variedades.
Nos EUA a propagação vegetativa é largamente utilizada, pelo processo de enraizamento de estacas
apicais. (Larson, 1980).
A propagação via sementes é realizada somente para programa de hibridação visando obter novas
variedades. As sementes de muitas espécies podem ser adquiridas de plantas arbustivas, através da
coleta em plantas adultas. As cápsulas são colhidas no verão. Quando secas se abrem mostrando os
5 lóculos que expulsam as sementes. Existem mais de 500 mil sementes por cápsula (Lee, 1965).
Propagação por sementes
As cápsulas das sementes coletadas após a queda dos frutos, quando apresentam coloração
amarronzada, devem ser armazenadas a seco para que se abram. As sementes não apresentam
problemas de dormência. Se desejar armazenar por período maior, deve-se baixar a temperatura do
local de estocagem para 14ºC. As sementes germinam satisfatoriamente em substrato de esfagno ou
vermiculita sobre uma mistura de areia e turfa ácida. Semear de modo usual em casa de vegetação
com nebulização e manutenção de boa luminosidade durante o processo de germinação das
sementes. A temperatura ótima para germinação é de 21ºC durante o dia e 13ºC durante a noite. A
germinação geralmente ocorre dentro de 30 dias. O uso de água alcalina pode provocar injúria nas
mudas (Hartmann et al. 1990).
Local para semeadura
Pode ser utilizado como substrato o esfagno. Esse material absorve de 10 a 20 vezes o seu peso de
água e lentamente a água vai sendo evaporada. O esfagno deve ser esterilizado para evitar o
"damping-off". Utilizar um recipiente tipo bandeja de madeira, metal ou plástico. O metal e o plástico
reduzem a contaminação por fungos, pois podem ser lavados e esterilizados após o uso. A fertilização
não é necessária por algum tempo (LEE, 1965).
Propagação vegetativa
Para propagação da azaléia torna-se necessário manter um programa de estoque de plantas
vigorosas de onde se obtém as estacas para enraizamento. Essas plantas são mantidas em local
sombreado ou em casa de vegetação.
Plantas matrizes cultivadas em vasos ou canteiros, podem ser fornecedoras de estacas apicais,
quando estas apresentarem desenvolvimento satisfatório. Para manter estas plantas em condições
saudáveis, torna-se necessário um programa de irrigação e fertilização das plantas.
A propagação de mudas não é feita apenas no verão. Quando as plantas matrizes são mantidas em
condições ambientais protegidas, as mudas podem ser retiradas em qualquer época do ano.
Mudas ou estacas de aproximadamente 7 a 10 cm de comprimento são retiradas de plantas matrizes
e tratadas com reguladores de crescimento que promovem e aceleram a formação de raízes. Um
sistema de nebulização é ideal para propagação da azaléia, particularmente quando se possui um
equipamento que mantém a temperatura próxima dos 25º C. O enraizamento ocorre de maneira geral
dentro de 6 a 8 semanas, porém esse período vai depender da cultivar utilizada. A cultura de tecido
até o momento não tem sido de impacto na propagação da azaléia.
Pode ser utilizado como substrato, a turfa ou produto similar, ou a mistura da turfa com perlita ou
areia. O enraizamento difere de uma variedade para outra, porém quase sempre ocorre dentro de 6 a
8 semanas (LEE, 1965; Hartmann et al. 1988). Após 1 ano as mudas podem ser comercializadas em
vasos de 10 cm de diâmetro.
A propagação da azaléia, segundo FERNANDES (1975), pode ser realizada por sementes, estacas,
alporquia e enxertia. As estacas devem ser retiradas de ramos meio maduros, de modo que não
sejam muito lenhosos nem muito herbáceo, deixando as folhas de ponteiros nas estacas. O
estaqueamento deve ser realizado em estufa, utilizando como substrato, partes iguais de areia e turfa,
e temperatura de 28º C e umidade relativa de 60-80%. Os melhores meses para o processo são
novembro e dezembro. Geralmente necessita-se de 6 semanas para enraizar.
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
SILVEIRA et al. (1987) estudaram o enraizamento de estacas de algumas cultivares comerciais de
azaléia (A, B, C, e D por não se saber qual a variedade), foram colocadas para enraizar no campo em
diferentes épocas do ano. Após 180 dias do plantio, retiraram-se as mudas do solo, para verificar o
enraizamento. Constataram que pode-se produzir mudas de azaléia praticamente, durante o ano todo.
Foram obtidos os seguintes resultados médios de enraizamento: para cultivar A 63,9% de estacas
enraizadas; B 74,5%; C 75,6% e D 74,9%.
#9; O efeito de regulador vegetal e época de estaqueamento em azaléia (Rhododendron simsii
PLANCH), foi estudado por FERNANDES et al. (1977) utilizando estacas de 25 cm de comprimento
(intermediário entre lenhosa e herbácea) foram inseridas em substrato contendo solo argiloso +
esterco bovino (3:1). As estacas permaneceram 4 a 5 meses no substrato, sendo feita as avaliações
no final de cada estação do ano. As estacas foram imersas em solução de Exuberone (4 g/l de ácido
indolyl-3-4 butirico) em várias concentrações (5,10, 15, 20, 25 e 30 ml de Exuberone/l de água/ 24
horas). Concluíram que a melhor época foi no final de primavera, independente do uso do regulador.
O efeito do Exuberone foi variável nas diferentes épocas e dentro de cada época. O tratamento no
final de inverno foi o menos favorável, sugerindo estudos com doses mais elevadas do regulador.
PEDROTTI et al. (1987) avaliaram o efeito do IBA (ácido indolbutírico) no enraizamento de estacas
herbáceas de azaléia, testaram as concentrações de 0, 250, 500 e 1000 ppm plantadas em areia
lavada sob sistema de nebulização intermitente. Foram testadas 5 tipos de estacas: T1: apical com
seis folhas cortadas ao meio; T2: apical com seis folhas inteiras; T3: apical sem folhas; T4: sub-apical
com 20 cm e três folhas: T5: sub-apical com 10 cm e três folhas. Decorridos 60 dias para o
enraizamento verificaram que diferentes concentrações de IBA e os diferentes tipos de estacas
apresentaram respostas diferenciadas quanto a produção de raízes. Concluíram que a melhor
concentração de IBA foi a de 500 ppm para as estacas do tipo T1 e T2. Para diferentes
concentrações, as estacas tratadas com 500 ppm de IBA apresentaram maior produção. O melhor
tipo de estaca foi do tratamento T2.
Trabalho desenvolvido por ECONOMOU & READ (1984) mostrou que as extremidades dos brotos
de azaléia (Rhododendron sp.) multiplicam-se rapidamente quando cultivados em meio de cultura de
Murashige & Skoog (MS) modificado pela redução da concentração de NH4NO3 e KNO3,
adicionando-se (NH4)2SO4 (para dar uma relação de NH4+:NO3- de 1:1), retirando-se KI e
substituindo-se Na2EDTA FeSO4 por Fe Na DPTA, os constituintes orgânicos são em mg/l: Tiamina
-HCl 0,4; meso-inositol 100; sacarose 20.000; ágar 6000; N6- (delta2 - isopentenil) - adenina (2 iP), 5,
10 ou 20 sendo que o pH variou de 4 a 6, sendo 5,0 o mais efetivo. Uma média da taxa de
multiplicação de 4 a 6 vezes mais para os diferentes clones foi alcançado depois de 10 semanas de
cultivo neste meio de cultura. O meio foi renovado a cada semana, os brotos coletados poderiam ser
enraizados no mesmo meio de cultura. O tecido que permaneceu nos tubos após a retirada dos
brotos, quando recultivados em meio fresco, produziram 11-34 brotos para uma coleta adicional em
intervalos de 6 semanas. A adição de 1 mg/l de ácido indolacético (AIA) ao meio, aumentou o número
e a qualidade dos brotos.
MARTIN & MEYER (1982) Utilizaram pedicelos foliares e base de ovário de 4 cultivares de
Rhedodendron catawbiensi Michx., os quais foram cultivados in vitro e produziram massas granulosas
de tecidos em meio de Anderson contendo ácido indolacético (AIA) 1,0 ou 4,0 mg/l e 6(α ,α
-dimetylamino) -purine (2ι P) 5,0 ou 15,0 mg/l. Essas massas formaram numerosas partes aéreas da
planta (folhinhas) quando cultivadas em meio de Anderson com baixos níveis de regulador de
crescimento. Essas partes aéreas são enraizadas e desenvolvidas como plantas quando apresentam
características vegetais normais.
PROPAGAÇÃO DA VIOLETA AFRICANA
Saintpaulia ionantha wendl.
A violeta africana (Saintpaulia ionantha wendl.) é uma espécie florífera perene da família
Gesneriaceae, que engloba 125 gêneros e mais de 2.000 espécies conhecidas. Destas,
aproximadamente 300 têm sido cultivadas.
O seu nome (Saintpaulia ), foi dado por Hermann Wendlan, botânico alemão, em homenagem ao seu
descobridor, Barão Walter Van SaintPaul, governador da German East África, que as encontrou nas
montanhas da província de Usambra, em Tanga, no leste da África na antiga colônia Africa Oriental
alemã, em 1892 (KRACKOWIZER, 1956; KIMMINS, 1980).
Propagação por sementes
Para obtenção de novas cultivares, devemos lançar mão do processo de propagação via sementes
que é um método muito eficiente.
Inicialmente obtêm-se as sementes através de polinização artificial das flores. Nas nossas condições,
a frutificação natural é muito rara.
O primeiro passo é a escolha das duas cultivares com características desejáveis. Identificar os
progenitores femininos e masculinos, ou seja, a planta-mãe receptora e a planta doadora dos grãos-
de-pólen respectivamente.
Assim que a flor se abrir, deve-se retirar as anteras da planta marcada como planta-mãe, por medida
de segurança. Utilizar uma pinça de ponta fina. Aguardar até que as pétalas estejam totalmente
abertas, época em que o estigma estará receptivo. Retirar algumas anteras do progenitor masculino
utilizando uma pinça sobre um papel, faz-se a polinização colocando os grãos-de-pólen sobre o
estigma por meio de um pincel fino e macio. Identificar a planta-mãe pelo número ou nome (se
conhecida a cultivar) e a data do cruzamento, não esquecendo também da cultivar doadora do pólen.
Rector (1956) citado por TOMBOLATO et al. (1993) considera como melhor momento para
polinização, a metade do dia, quando o ar está mais quente.
Na segunda semana após a polinização pode-se notar uma turgescência no ovário, é o sinal que
houve sucesso no processo.
PROPAGAÇÃO POR ESTAQUIA DE FOLHA COM LIMBO
Para propagação da violeta, as plantas matrizes deverão ser mantidos em local protegido, dentro de
estufas ou túnel plástico, o matrizeiro. As plantas são mantidas por nove semanas no local, devendo
cada uma fornecer de 3 a 5 folhas por vaso e por semana. As folhas devem estar livre de pragas e
doenças e bem desenvolvidas, retirando as folhas mais externas. Portanto, efetuam-se quatro coletas
de folhas, a primeira logo após a seleção das matrizes e as próximas a cada semana, por 3 semanas
consecutivas. Após a última coleta, deve-se descartar essas plantas, renovando o plantel com plantas
destinadas a produção de flores, escolhendo as melhores (TOMBOLATO et al. 1993)..
A estaquia é tradicionalmente o método mais usual, pela facilidade de realização e enraizamento das
folhas. É iniciado pela retirada do limbo foliar de plantas matrizes em boas condições de sanidade e
desenvolvimento, conservadas em estufa ou túnel plástico.
O limbo deverá vir com uma fração do pecíolo de 1,0 a 2,0 cm de comprimento. Tamanho maior
atrasa a formação de mudas. Alguns produtores eliminam o pecíolo totalmente, sem perda na
eficiência de brotação. O tamanho da folha utilizada como estaca não necessita ser totalmente
desenvolvida, quando o limbo atingir 5 cm de comprimento, pode ser colhida para enraizamento.
Pode-se utilizar como substrato, palha de arroz carbonizada, pó de xaxim ou vermiculita de textura
grossa, puros ou combinados entre-si, todos devem ser esterilizados para evitar problemas de
doenças. As folhas devem ser fixadas no substrato sem tocar uma nas outras, devendo receber boa
luminosidade. Os produtores, geralmente, enterram apenas o pecíolo, deixando as folhas ligeiramente
inclinadas (45º) ou, quando sem pecíolo, na posição horizontal.
A temperatura ambiente ideal para enraizamento da violeta africana é de 21ºC. Após o plantio das
folhas, entre 8 a 12 semanas, dependendo da época do ano, pode-se fazer o transplante das mudas
para recipientes individuais.
PROPAGAÇÃO IN VITRO1
A propagação da violeta africana in vitro pode ser realizada com sucesso utilizando explantes do limbo
foliar, pecíolos, pétalas e anteras. Contudo um método simples e prático consta do uso de limbo e
pecíolo previamente lavados em água corrente.
A qualidade da muda produzida in vitro é muito superior à propagação tradicional. Enquanto na forma
tradicional podemos obter 4 mudas a partir de uma folha num período de 5 meses, na cultura de
tecidos está em torno de 200 mudas, para qualquer cultivar.
Processo para multiplicação in vitro
O primeiro passo é a esterilização superficial das folhas com álcool a 70% por 5 segundos, depois em
hipoclorito de cálcio 1% + Tween 20 (2 a 3 gotas), por 10 minutos e lavagem quatro vezes em água
destilada autoclavada.
Após a esterilização, cortam-se as folhas e pecíolos no tamanho de ± 1 cm evitando a parte danificada
pela desinfecção. Inocular no meio nutritivo de Murashige & Skoog (MS) + cinetina 0,2 mg/l (KIN) e
ácido naftalenoacético 0,2 mg/l (ANA) e 20 g/l de sacarose (TAKEBAYASHI, 1987).
Esse meio induz a regeneração dos explantes que inicia pela brotação. Após 4 semanas transferir os
explantes para outro meio composto de 1/2 MS + 6-benzilaminopurina (6-BA) 0,5 mg/l, onde ocorrerá
a formação de múltiplas brotações dentro de 3 a 4 semanas. O pH dos meios, deverá ser de 5,7. Os
frascos utilizados foram cobertos com papel alumínio, em câmara clara, a 25ºC com 16 horas de luz
(fotoperíodo longo).
Obtido as brotações que se desenvolveram para formar novas mudas, estas deverão ser divididas e
transferidas para estufa em bandejas com pó de xaxim e vermiculita (1:1), umedecida com solução de
adubo foliar NPK: 07-06-19, 1 g/l. Cobrir, as bandejas com polietileno transparente.
Após duas semanas retirar a cobertura para aclimatar as mudas sob umidade decrescente por mais 4
semanas. Nesta fase as mudas já podem ser levadas para copos plásticos, de 6 cm de diâmetro e 6
cm de altura, ou bandejas coletivas, uma vez que já se encontram com as folhas expandidas e
totalmente enraizadas. É desejável a adição de fertilizantes, principalmente o fósforo em pequena
concentração na forma solúvel. O substrato pode ser o mesmo utilizado no transplante definitivo. Essa
fase leva cerca de 2 a 3 meses dependendo das condições ambientais, pois no inverno o
desenvolvimento é mais lento.
Quando as mudas apresentarem mudanças como: encurtamento do pecíolo, expansão do limbo e
início de formação de botões florais é sinal que deve-se proceder o transplante para vasos definitivos
de 12 cm de diâmetro. Todo esse processo deve ser realizado em ambiente fechado. Observar, a
qualidade do substrato e o método de irrigação.
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
TOMBALATO et al. (1987) testaram 5 tipos de materiais puros, pó de xaxim, palha de arroz
carbonizada, sílica, vermiculita fina e vermiculita grossa, testaram também 5 substratos compostos de
pó de xaxim+sílica, vermiculita fina+ sílica, vermiculita+palha de arroz carbonizada, vermiculita
grossa+pó de xaxim e palha de arroz carbonizada+areia grossa de barranco, sendo o último
tratamento utilizado pelos produtores de violeta. O melhor substrato foi o pó de xaxim e em seguida os
substratos mais leves, como as vermiculitas grossa e fina, palha de arroz carbonizada e suas
misturas. A sílica se mostrou ineficiente na formação de mudas. o desenvolvimento foi maior na
vermiculita grossa e depois na vermiculita fina.
Os mesmos autores avaliaram 7 tipos de explante de folha para formação de mudas de violeta
africana, utilizou o substrato constituído de uma mistura de areia grossa de barranco e palha de arroz
carbonizada (1:1). Verificaram que pecíolos plantados sem limbo morreram rapidamente, assim como
limbo sem pecíolo que apresentou 50% de mortalidade devido principalmente a prodridões causadas
por fungos, sendo elevado o número de mudas por explante. Relataram ainda, que o tamanho do
limbo possui influência direta na formação de novas plantas, sem o mesmo a produção cai pela
metade. O tamanho do pecíolo não exerceu influência aparente na propagação.
TAKEBAYASHI (1987) testou variedades de violeta africana visando a propagação através de
cultura de tecidos. Observou o tempo necessário para produção de novas plantas e a quantidade e
qualidade das mudas obtidas.
Utilizou tecido de folhas e pecíolo, previamente esterilizados com uma solução de hipoclorito de sódio
a 1% e Tween 80 a 0,1% por cinco minutos em imersão. Os meios utilizados foram o MS ( Murashige
& Skoog ) + cinetina 0,2 mg/l e ácido naftalenacético (ANA) 0,2 mg/l - meio para indução à
regeneração. Utilizou MS (1/2 da concentração) + ácido indolbutírico (IBA) 0,5 mg/l e para o
enraizamento utilizou o MS + ANA 0,1 mg/l e IBA 0,2 mg/l.
Após a obtenção do enraizamento as novas mudas foram transplantadas para substrato composto por
vermiculita expandida umedecida com solução de Hypomex 1 g/l e mantidas em casa de vegetação
durante 30 dias, sendo transferidas para substrato definitivo.
Concluiu que através da cultura de tecidos utilizando apenas 5 folhas pode-se obter após 5 meses,
aproximadamente 1.000 mudas. Pelo método comercial a proporção seria de 20 mudas para 5 folhas.
PROPAGAÇÃO DO KALANCHOE
Kalanchoe blossfeldiana Poelln. - Crassulaceae
O kalanchoe é a muito tempo considerado como flor de vaso. Foi introduzido em Ptsdam, Alemanha
e, 1932 por Robert Blossfeld (Broertjes & Leffring, 19721 citado por Love, 1980). Muitas mutações e
híbridos foram desenvolvidos por floricultores a partir da Kalanchoe blossfeldiana.
Nativa do madagascar, planta suculenta que requer alta intensidade de luz (50.000 lux), e necessita
de dias curtos -12 horas e temperatura noturna de 17ºC para rápido florescimento. Um período de 6
semanas consecutivas de fotoperíodo (dia curto = DC) é necessário para o florescimento com
temperatura de 17ºC. São necessárias 14 semanas a 13ºC para florescer. Novas cultivares e híbridas
são propagadas por estaca terminal, porém são obtidos de viveiros de plantas jovens em vaso.
Plantas matrizes são mantidas sob dias longos (DL), como ocorre com o crisântemo. Para
propagação via sementes, a temperatura ótima para germinação (10 dias) sob luz, é de 21ºC com
adequado substrato. As pequenas sementes são semeadas na superfície do solo sob local protegido.
O tempo para propagação é de 14 a 21 dias quando realizada por estaquia terminal. Plantas jovens
são mantidas sob alta intensidade de luz, sob condições de dias longos (Hartmann et al. 1988).
PROPAGAÇÃO POR SEMENTES
Inicialmente a propagação por sementes foi o melhor método para propagação do kalanchoe a nível
comercial. Na Europa já se propagava o Kalanchoe blossfeldiana via sementes. Em 1932 na
Alemanha, inúmeros híbridos de kalanchoe foram introduzidos para produção comercial. As sementes
de Kalanchoe são extremamente pequenas possuindo 2,5 milhões de sementes em 28 gramas. Nos
EUA as sementes são semeadas de janeiro a julho (Hartmann et al. 1988).
SCHWABE (1985), cita que o kalanchoe pode ser propagado por sementes, as quais são bastante
pequena, requerendo luz para germinação. A germinação corre após 1 semana ou 10 dias com
temperatura ao redor de 25ºC.
LAURIE & KIPLINGER (1948), cita que as sementes de kalanchoe germinam entre 10 e 14 dias,
quando semeadas entre janeiro a julho (EUA).
O meio utilizado para semeadura deve possuir boa drenagem e aeração. A mistura de 1 parte de
esfagno e 1 parte de vermiculita é considerado um bom substrato para semeadura (Batson, 19731
citado por Love, 1980). Esse meio deverá ser esterilizado para evitar problemas de doença como
"damping-off" nas plântulas. A temperatura ótima para germinação é de 21ºC, não sendo necessário
cobrir as sementes. A luz é importante para germinação das sementes. A maioria das cultivares
germinam após 7 a 10 dias. Após o crescimento das mudas as mesmas são removidas para vasos
plásticos e colocados sob luz fluorescente. Geralmente, necessita-se de 7 semanas para o
desenvolvimento das mudas para que seja transplantadas.
PROPAGAÇÃO VEGETATIVA
Para produção de flor de vaso, utilizado por produtores da grande São Paulo, a estaquia apical
constitui o método mais usual entre os produtores. As estacas são colocadas para enraizar em caixas
coletivas ou vasos individuais com 100 ml de capacidade, em substrato de sub-solo argiloso ou
arenoso de acordo com a disponibilidade do produtor. O enraizamento ocorre com 3 a 4 semanas, daí
é transplantada para o vaso definitivo, em substrato de fibra de xaxim (Dicksonia sellowiana Presl.),
colocando uma ou mais mudas/vaso, dependendo do diâmetro do vaso elimina-se a parte apical, para
que haja brotação lateral. A muda é submetida por um mês a tratamento de dias longos, com mais de
12 horas de exposição a luz, independente do fato de ser luz solar ou artificial. Após isso é submetida
ao tratamento com dias curtos, com o uso de lençóis ou polietileno preto. Aguarda-se o florescimento
para comercialização.
Entre a obtenção da estaca e a planta pronta para venda decorrem de 105 a 120 dias.
As matrizes são mantidas pelos produtores, cultivadas em vasos de onde retiram o material para
propagação. As plantas de kalanchoe formam antocianinas quando submetidas a tratamentos com
dias curtos, as folhas apresentam-se com os bordos e a parte dorsal uma coloração com cor castanha
(Neyland et al. 1963 citado por GONÇALVES, 1992).
As plantas matrizes são mantidas sempre em condições de dias longos, não produzem antocianina,
possuindo as folhas verdes. Quanto aos substratos para propagação vegetativa, GONÇALVES (1992)
obteve ótimos resultados quando utilizou vermiculita + torta de filtro Oliver (resíduos obtidos da
fabricação do açúcar), na proporção de 3:1 em volume.
PRODUÇÃO DE MUDAS
Estoque de plantas matrizes são mantidas em áreas isoladas em ambiente com ótimo controle das
condições ambientais. Plantas com 6 cm, em vaso, são adquiridas de produtores especializados.
Duas semanas após o estabelecimento das plantas em local adequado, remover aproximadamente 1
cm do ápice das plantas no sentido de aumentar a brotação lateral. As plantas matrizes são cultivadas
em vaso firme por algumas semanas e espaçadas 28 cm uma das outras. É importante providenciar
uma boa circulação do ar no sentido de minimizar o aparecimento de doenças foliares. É bom lembrar
que o espaçamento pode ser aumentado no caso de plantas velhas.
As plantas são mantidas em dias longos constantemente para crescimento vegetativo. Durante a noite
as luzes podem ser ligadas (161 lux) por um período que varia de 2 a 4 horas dependendo da época
do ano, ou seja no verão menor tempo e no inverno maior tempo. São necessárias 16 horas ou mais
de luz diária para manutenção do estágio vegetativo das plantas. A temperatura ótima é de 18ºC.
Estacas são constantemente retiradas das plantas matrizes. A aquisição de mudas para produção de
flores, de viveiristas especializados (terceiros), evita a manutenção de plantas matrizes na
propriedade.
Quando se deseja produzir as próprias mudas para produção de flores, deve-se retirar estacas
terminais com 5 a 7,5 cm de comprimento, este é um tamanho adequado para o enraizamento. São
necessários somente 2 pares de folhas .
O substrato para enraizamento pode ser: areia, turfa e areia, solo e musgo e agregados grosso. As
estacas podem ser enraizadas em containers de madeira ou plástico. O espaçamento recomendado
depende das cultivares utilizadas. As folhas devem ser inseridas no meio de cultivo a uma
profundidade de 2,5 a 4 cm.
Um excelente enraizamento consegue-se com uma estrutura que possua um sistema de nebulização
intermitente que deverá ser ligado por um período de 6 segundos a cada 6 a 10 minutos durante o dia.
Durante as horas mais quentes do dia, quando aumenta a intensidade de luz, esse tempo pode ser
alterado para 6 segundos a cada 3 a 5 minutos. Após a formação de calus nas estacas, o que deverá
acontecer por volta de 7 dias, a freqüência de nebulização fica na faixa de 6 a 10 minutos.
O sucesso do processo de produção de mudas através da estaquia de folhas depende, também, do
fator temperatura e ar. A temperatura da noite deve ficar entre 16,5 a 18ºC e durante o dia 21 a 24ºC,
sendo 21ºC a temperatura ideal. O controle da temperatura é realizado através da instalação no
interior da estufa de equipamentos que aquecem o ambiente, controlados por meio de um termostato.
PROPAGAÇÃO DA BEGÔNIA
Begônia tuberhybrida
As begônias já eram conhecidas desde o século XVII pelos chineses. O nome do gênero foi dado em
pelo Botânico francês Charles Plumier em 1690, em homenagem ao seu descobridor Michel Begon,
governador de São Domingos, antiga ilha de Hispaniola, hoje Haiti. Atualmente já se catalogou mais
de 800 espécies e milhares de híbridos. As begônias cultivadas atualmente são provenientes de
cruzamentos iniciados no século XIX, surgindo cultivares com diversas características, como
florescimento contínuo, maior resistência a baixa e alta temperatura e inúmeros formatos e cores de
flores (Winters, 1993).
São classificadas em grupos distintos que levam em conta o seu sistema de propagação: as begônias
rizomatosas, tuberosas (tuberhybrida), sempre floridas e as arbustivas (LARSON, 1980; KRAUSS,
1947). Desses grupos, existem àqueles que o interesse pelo cultivo é pela beleza de suas folhagens
(begônia rex), pelas folhas e flores (begônia sempre florida) e pelas flores com tamanho, formato e
cores variadas (begônia tuberhybrida).
Com a introdução das espécies Begonia bolivienses, B. rosaeflora, B. veitchi, B. pearcei e B. clarkei,
sendo cruzadas com outras espécies, originou plantas com flores isoladas de tamanho grande e muito
ornamentais chamadas de Begonia tuberhybrida (KRAUSS, 1947).
Nesse trabalho, descreveremos apenas o grupo das produtoras de flores, que são cultivadas como
flor de vaso, às tuberosas.
As begônias tuberosas são encontradas na Ásia, África até a Cordilheira dos Andes de 2 a 4 mil
metros de altitude. Produzem flores simples, semi-dobradas e plenamente dobradas de tamanho
grande parecidas com as camélias, cravos e rosas. Existem dentro desse grupo àquelas que
possuem uma haste ramificada e àquelas desprovidas desta haste, cujas folhas saem diretamente do
tubérculo, formando assim 2 subgrupos. A Begonia davisii e B. rosaeflora emitem hastes e B.
boliviensis e B. fulgens representa aquelas que não emitem hastes.
PROPAGAÇÃO
As begônias tuberhybridas podem ser propagadas através dos tubérculos, erroneamente chamado de
bulbo, que devem ser retirados do solo quando as folhas iniciarem o processo de senescência.
Conservar as túberas em local fresco e limpo até o momento do plantio. Os tubérculos podem ser
cortados em 2, 3 ou 4 partes, de acordo o número de gemas que estão localizadas na parte superior
dos tubérculos. Cada parte cortada deve possuir uma gema que brotará originando uma nova planta,
o plantio é feito em vasos individualizados.
A maioria das begônias tuberosas são híbridas coloridas com grandes flores com formato que vai
desde a simples até as dobradas e são formadas no verão. No inverno o tubérculo permanece
dormente quando as folhas secam e caem. Os tubérculos formados no outono, assim que colhidos
podem ser armazenados em caixas e colocados a 13ºC até a primavera, quando já poderam ser
plantados em vasos individuais preenchidos com turfa. os vasos devem receber boa luminosidade.
Fornecer água aos poucos após a brotação (1 ).
As sementes de Begônia são muito pequenas, porém sua longevidade é bastante grande. Sementes
de begônia tuberosa ficam viáveis por 9 anos, contudo as sementes devem ser semeadas até 1 ano
após colhidas. Elas requerem um período de 1 mês para sua maturação (LARSON, 1980).
CASTRO & GONÇALVES (1992) relataram que os tubérculos podem ser plantados no início de sua
brotação. Após a floração as folhas secam e caem é o momento de retirar os propágulos do solo e
tratá-los com fungicidas. Deixar em repouso em locais sombreados, secos e com boa ventilação até
iniciar a brotação. A armazenagem pode ser feita em esfagno seco. O florescimento ocorre na
primavera.
A begônia tuberosa de flor grande, Begonia tuberhybrida da família Begoniaceae, é encontrada com
flores de cor branco, rosa, vermelho, alaranjado e bicolor. A floração ocorre de dezembro a março
sendo a primeira florada aos 4 meses. Sua propagação pode ser realizada através de tubérculos e
estaquia de folhas que neste caso deverá vir com pequeno fragmento do pecíolo. Fazer cortes no
limbo foliar nas nervuras. Plantar em caixas preenchidas com areia ou vermiculita umedecida. As
folhas não devem ser enterradas.
Algumas variedades produzidas no Brasil: "Non-Stop", "Double Ruffles", "Memory" e "Bridal Fest"( 1).
A begônia pode ser propagada através da cultura de tecidos, IIDA et al. (1986) trabalharam com
segmentos de folhas de begônia no tamanho de 7x7 mm2 em meio de Murashige & Skoog (MS)
contendo 1 mg/l de BA e 1 mg/l de ANA, o material ficou neste meio por 70 dias. Após o enraizamento
e brotações, foram transferidas para o meio MS (metade da concentração) + 1 mg/l de ANA e após 30
dias, foram transferidas para o solo. Os segmentos de folha permaneceram, após brotações, no meio,
podendo ser usadas para produção de mais brotações em 40 dias (em meio MS + 10 mg/l de BA + 1
mg/l de ANA). Segundo os mesmos autores, teoricamente, um quadrado de 7 x 7 mm de segmento
foliar pode-se obter 105 plântulas em 1 ano.
[Floricultura Bahia| Floricultura Brasil| Floricultura no Mundo|
[Pesquisa na UESB| Programa da Disciplina] [Reguladores de Crescimento|
[Sites na Web-Floricultura| Plantas dentro de Casa|
PROPAGAÇÃO, CRESCIMENTO E FLORESCIMENTO - EXIGÊNCIAS DE ALGUMAS ESPÉCIES
NOME CIENTÍFICO REQUERIMENTO PARA
PROPAGAÇÃO
DESENVOLVIMENTO E
FLORESCIMENTO APÓS
PROPAGAÇÃO
Nome comum Parte da
planta
usada
Condições
ambientais
Tempo
aproximado
Estabilização
das plantas
Requer
para
florescer
Tempo
para
florescer
(semanas)
Chrysantemum x
morifolium Ramat.
Crisântemo
Estacas
terminais
NE, TA, DL
TNMin
17ºC
10-14 dias
TNMin 17ºC
ML-AL
TN 16ºC
ML- AL 9 - 11
Hydrangea macrophylla
Ser.
Hortência
Estacas
teminais
NE, TA
TNMin
15ºC
21-35 dias
armazenar no
escuro 2 a
7ºC por 6
semanas
TA 17ºC
AL 11 - 14
dias
Kalanchoe blossfeldiana
Kalanchoe Estaca
terminal e
sementes
NE, DL,
TNMin
21ºC 14-21 dias
DL, TN 17ºC
AL
DC, TN
17ºC, 6
semanas
de alta
luminosi-
dade
12 -14 dias
Rhododendron obtusum
(Lindl). Planch.
Azaléia
estaca
terminal
NE, TA,
TNMin
15ºC, ML
42- 56 dias TN 18ºC, DL
por 6
semanas e
depois ML -
AL
TN 18ºC,
DC po 6
semanas,
depois
temp.
baixa 8ºC
com luz
12
horas/dia
durante 5
semanas,
depois 14-
16ºC, AL
5 - 8 dias
Saintpaulia ionantha
estaquia NE 22ºC , TNMin 21ºC, TNMin
Wendl.
Violeta Africana
de folha
com
pecíolo e
divisão
T 21ºC, BL 28 - 42 dias
BL(< 16.000
lux)
22ºC, BL
(< 4.000
lux)
12 - 20
dias
NE: Nebulização ; TA: Temperatura no ambiente 21ºC controlada; DL: Dia Longo; DC:
Dia Curto; BL: Baixa luminosidade (< 22.000 lux); ML: Média luminosidade (22.000 luz);
AL: Alta luminosidade (> 44.000 lux); T: Temperatura ambiente natural; TNMin:
Temperatura Noturna Mínima; TN: Temperatura noturna (em torno de). FONTE:
Adaptação de Sachs & Kofanek (1976) - Plant Science (1988) . pg. 372.
na internet: http://www.uesb.br/flower/propaga.html

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  • 1. PROPAGAÇÃO DE FLORES DE VASO CRISÂNTEMO AZALÉIA VIOLETA AFRICANA KALANCHOE BEGÔNIA Tuberhybrida Tabela de propagação, crescimento e florescimento de algumas espécies PROPAGAÇÃO DO CRISÂNTEMO O crisântemo pertence a família das compostas. Originário da China, foi levado para o Japão, onde é considerada como flor nacional, sendo cultivado a mais de 2.000 anos. A principal espécie é a Dendranthema morifolium Ramat. TZVELEV. O nome desse gênero foi sugerido por Anderson (1987), cuja adoção já vem sendo utilizada por diversos autores. O crisântemo apresenta uma infinidade de variedades, e todas necessitam de dias curtos para florescer (Lopes, 1977; Okuiama & Saito, 1992). As mudas são produzidas através do enraizamento de estacas da porção apical das hastes, retiradas de plantas matrizes mantidas sob dia longo - condições que inibe o florescimento. As estacas são retiradas com 8 a 10 cm de comprimento ou 5 a 6 folhas expandidas. As plantas matrizes deverão ser cuidadas para evitar contaminação com viroses, bacterioses e doenças vasculares. A ferramenta de corte pode transmitir doenças de plantas infectadas para plantas sadias (Lopes, 1977). Produtores, mais especializados, da Cooperativa de Holambra-SP, fazem a classificação das estacas destinadas, ao enraizamento, através do peso, devendo estar entre 0,8 a 1,2 g e não pelo tamanho como é usual.
  • 2. As estacas podem ser armazenadas por até 4 semanas a uma temperatura de 1ºC antes de serem postas à enraizar. Dependendo da cultivar, este período pode ser modificado. As mesmas podem ser acondicionadas em caixas de polietileno, em ambiente com circulação de ar (Kofranek, 1980; Hartmann et al. 1988). Hartmann et al. (1988) relatam que o crisântemo é comercialmente produzido em casa de vegetação durante o ano inteiro, e ao ar livre apenas em uma época do ano quando as condições climáticas forem amenas. Para promover o enraizamento, são aplicados na base das estacas, talco contendo 0,1 a 0,2 % de IBA (ácido indolbutírico). As estacas deverão ser distribuídas num espaçamento de 2,5 cm na linha e 5,0 cm na entre-linha. Em casa de vegetação, a temperatura deve estar entre 15º a 18ºC e o substrato entre 18º a 21ºC. Torna-se benéfico a nebulização intermitente, durante todo processo de enraizamento. O crisântemo necessita de dia longo no estágio de produção de mudas. Alguns produtores de mudas aumentam a freqüência de nebulização das 10 as 15 horas quando a intensidade de luz é maior, no verão a nebulização poderá ser programada para funcionar por 6 segundos a cada 15 minutos e no inverno 6 segundos a cada 30 minutos. Dependendo da cultivar, época do ano e região, dentro de 10 a 20 dias as mudas já estarão enraizadas. São desejáveis mudas com 1,5 a 2,0 cm de comprimento de raiz, raízes compridas dificulta o plantio (Kofranek, 1980). Substratos utilizados na propagação do crisântemo Em nossas condições, é bastante utilizado como substrato areia de rio lavada ou casca de arroz carbonizada, contudo outros materiais podem ser utilizados como: perlita, esfagno, turfa, vermiculita, areia, cinza de carvão fino, escória, pedra-pome e a mistura de solo arenoso e musgo ou a mistura desses materiais se constituem excelentes substratos. O uso de um ou outro substrato está em função do custo e da disponibilidade dos mesmos em cada região (Lopes, 1977; Hartmann et al. 1990; Takeyoshi et al. 1983; Kofranek, 1980). REVISÃO BIBLIOGRÁFICA Cuquel (1982) estudou enraizamento de estacas de crisântemo (Dendranthema morifolium RAMAT.) TZVELEV cv. "yellow Reagan 622, tratadas com ácido indolbutírico, adicionado em talco (meio sólido) e meio líquido, na concentração de 500, 1000 e 2000 ppm para ambos os dois meios. No meio sólido o tratamento foi efetuado encostando-se a base da estaca no talco e no meio líquido, por imersão da base das estacas durante 5 segundos e 30, 60 e 90 minutos. As avaliações foram efetuadas aos 10, 12 e 14 dias após o plantio das estacas. Conclui-se que o enraizamento de estacas de crisântemo é dependente da dosagem de IBA, tempo de imersão, do veículo utilizado e das idades de transplante. Os melhores resultados foram detectados nas combinações entre 0 e 500 ppm de IBA e imersos durante 5 segundos e até no máximo 30 minutos. O veículo sólido foi mais eficiente que o veículo líquido. O transplante a 12 dias apresentou melhores resultados na produção. Takeyoshi et al. ( 1983 ) estudando os efeitos de diversos substratos no enraizamento de estacas de crisântemo (Chrysanthemum morifolium cv. Polaris) recomendam o uso de casca de arroz carbonizada ou vermiculita + solo (1:1) , ressaltando que quando se utiliza apenas vermiculita há necessidade de elevar o tempo de enraizamento de 14 para 18 dias. Estacas de hastes de (Chrysanthemum morifolium Ramat.) tratadas com soluções aquosas de ácido 2-cloroetil-fosfórico (Ethrel) e ácido indolbutírico (IBA), foram submetidas a imersão e duas pulverizações nas cultivares "Mrs. Roy" e "Clipper". O Ethrel (1 mg/l) promoveu o crescimento de raízes e a ramificação, tais cultivares são consideradas como difíceis de enraizar, porém esse tratamento não causou efeito sobre a cultivar "Improved mifo" que é de fácil enraizamento. O IBA promoveu o aumento no número de raízes das cultivares "Clipper" e "Improved mifo". Acredita-se que o Ethrel e IBA atuam em diferentes estágios de enraizamento, o IBA promove o início do enraizamento enquanto o Ethrel estimula a elongação e ramificação (Samananda et al. 1972).
  • 3. Estacas de crisântemo cv. Super White foram tratadas com 13 substâncias de crescimento, todas em talco, para verificar sua ação no enraizamento das estacas colhidas em 5 de outubro/1972. Destacaram entre as melhores substâncias de crescimento o Stimroot III (0,8%), Stimroot II (0,4%), Stimroot I (0,1%) todas contendo IBA, Rhizopon AA (1%), Rhizopon AA (0,5)% ambas contendo IAA e Stimroot I+AA+terra. O uso dessas 6 substâncias nas estacas em diferentes idades, ocasionaram os seguintes resultados: O Stimroot III nas estacas mais velhas promoveu os melhores resultados e o Stimroot II foi mais adequado para estacas mais jovens (Hoeven, 1973). O fotoperíodo influencia no enraizamento de estacas de crisântemo cv. Indianápolis. Segundo LESHEM & SCHWARZ (1968) o fotoperíodo de dias curtos promoveu o enraizamento de estacas de crisântemo, sendo as estacas tratadas com aplicação exógena de IBA e inibido por di-clorofenol tirosina ou TIBA os quais interferem com o metabolismo de auxina. Níveis endógenos de auxinas foi melhor em dias curtos que em dias longos. Fotoperíodos de dias curtos favoreceram o enraizamento devido a interferência auxínica. O uso de luz suplementar no enraizamento de estacas herbáceas de crisântemo de maneira contínua a 116 W/m² de outubro a março, reduziram o número de dias requeridos para iniciação e crescimento e número de raízes, além de ter sido maior o comprimento e pêso fresco das raízes em relação às estacas não iluminadas. Quando se elevou a iluminação para 174 W/m² provocou clorose nas folhas e efeitos indiretos no enraizamento, esse experimento foi realizado no inverno (EUA) (Carpenter et al.1973). O efeito da temperatura no enraizamento de estacas de crisântemo foi demonstrado por Dikeman (1976) mostrando que temperaturas até 30º C apresentaram máxima iniciação de raízes, porém a elongação, diâmetro e desenvolvimento de raízes capilares e secundárias alcançaram máximo desenvolvimento a 25º C. Libânio& Witmer (1987) estudaram a propagação in vitro e in vivo de 10 cultivares de crisântemo, avaliando: altura, peso, nº de capítulos, precocidade e aspecto geral das plantas, concluíram que há uma vantagem para a maioria das cultivares propagadas in vitro sobre todos os aspectos. O material propagado in vitro foi mais precoce e homogêneo e mais produtivo, porém notaram diferenças entre as cultivares. Roy et al. (l973) compararam o efeito do IAA, IBA e ANA, no enraizamento de estacas de crisântemos, sendo utilizadas isoladamente e também combinados com outras substâncias não auxínicas. Verificaram que houve enraizamento quando se aplicou cada auxina isoladamente. A mistura de IAA com B-naphthol demonstrou ação sinérgica, e a combinação do IBA com ácido salicílico tânico e catechol, também foi de efeito sinérgico. EL-SHAFIE et al. (1977) utilizaram estacas de crisântemo e rosas para enraizamento, tratadas com combinações de diferentes tipos de substâncias de crescimento, sendo as estacas megulhadas por 4 horas em solução de NAA, com ou sem pulverização com Kinetina antes do plantio, ou com pulverizações foliares 20-30 mg/l de kinetina imediatamente ou 2-4 semanas após o plantio melhoraram acentuadamente o enraizamento. Kinetina aplicada isoladamente favoreceu o crescimento de raízes apenas levemente quando comparadas com as estacas não tratadas. Trabalho realizado por KAUL et al. (1990) obtiveram regeneração de brotos adventícios através de explantes de pecíolo e pétalas de onze cultivares de crisântemo. O meio de cultura ótimo para os explantes foi o de Murashige & Skoog (MS), meio base suplementado com 5 µ M de 6- benzilaminopurina e 5 µ M ácido α -naftalenoacético. Geralmente, os explantes de pecíolo foram superiores aos das pétalas. Houve grande diferença de freqüência de regeneração para cada cultivar, sendo que 3 cultivares não responderam para qualquer combinação de reguladores vegetais. Os brotos regenerados enraizam facilmente, transferidos para condições de casa de vegetação, se desenvolvem e florescem. Todas as plantas regeneradas possuíam as mesmas características morfológicas comparada com plantas derivadas da propagação vegetativa. Para rápida multiplicação de Chrysantemum morifolium Ramat. cv. Birbol Sahni BHATTACHARYA et al. (1990) utilizaram calus de folha e pecíolos, sendo igual ou melhor que aqueles desenvolvidos por meristema apical e lateral. Para tal utilizou o meio de Murashige & Skoog (MS) suplementado com 2 mg/l de 2,4-D, o que produziu, em duas semanas, calus verdes a partir de ambos os segmentos (folha
  • 4. e pecíolo), calus com 1 x1 cm regenerou-se 2 a 3 brotos após 3 meses em meio MS sólido, suplementado com 0,1 mg/l de AIA e 0,2 mg/l de BAP. Cada um dos botões regenerados quando transferidos para o mesmo meio de brotamento sem ágar rendeu ± 100 novos brotos, nos quais ocorreram a regeneração de raíz após um período de mais de uma semana no meio com 50% de MS ou meio de White modificado. Estimaram que através deste método, uma produção de 1414 plântulas em um ano, a partir de um explante. PROPAGAÇÃO DA AZALÉIA Rhododendron obtusum (Lindl.) PLANCH De origem oriental, mais especificamente da China, Coréia, Formosa, Himalaia e do Japão, onde podem ser vistas na forma de Bonsai até árvores de 4 m de altura. Espalhadas por todo mundo, esta espécie da família das Ericáceas a azaléia (Rhododendron obtusum Lindl.) PLANCH já conta com mais de 800 variedades divididas em dois grupos principais: as caducifolias e as perenifolias ou azaléias japonesas, possuem cores que vão desde o branco puro ao vermelho vivo, passando por muitos tons de rosa, salmon, lilás, roxo e ainda bicolores, foram muito modificadas pela hibridação surgindo um grande número de cultivares (BUENO, 1989). A azaléia é uma espécie de folhas largas verdes e propagadas por estacas ou enxertia. A floração no jardim em clima ameno, ocorre na primavera, contudo pode-se forçar o florescimento em ambientes fechados durante qualquer estação do ano, em casa de vegetação por exemplo, através de técnicas de controle do fotoperíodo e temperatura apropriados. Requer temperatura diurna de 21º C e noturna mínima de 15ºC. A azaléia necessita cerca de 2 anos para obter uma planta com tamanho adequado para comercialização, quando propagada através de estacas apicais (Hartmann et al.1988). As azaléias são propagadas sexuadamente por sementes e assexuadamente através da enxertia, mergulhia ou estaca apical. A propagação por sementes é utilizada para criação de novas variedades. Nos EUA a propagação vegetativa é largamente utilizada, pelo processo de enraizamento de estacas apicais. (Larson, 1980). A propagação via sementes é realizada somente para programa de hibridação visando obter novas variedades. As sementes de muitas espécies podem ser adquiridas de plantas arbustivas, através da coleta em plantas adultas. As cápsulas são colhidas no verão. Quando secas se abrem mostrando os 5 lóculos que expulsam as sementes. Existem mais de 500 mil sementes por cápsula (Lee, 1965). Propagação por sementes As cápsulas das sementes coletadas após a queda dos frutos, quando apresentam coloração amarronzada, devem ser armazenadas a seco para que se abram. As sementes não apresentam problemas de dormência. Se desejar armazenar por período maior, deve-se baixar a temperatura do local de estocagem para 14ºC. As sementes germinam satisfatoriamente em substrato de esfagno ou vermiculita sobre uma mistura de areia e turfa ácida. Semear de modo usual em casa de vegetação com nebulização e manutenção de boa luminosidade durante o processo de germinação das sementes. A temperatura ótima para germinação é de 21ºC durante o dia e 13ºC durante a noite. A germinação geralmente ocorre dentro de 30 dias. O uso de água alcalina pode provocar injúria nas mudas (Hartmann et al. 1990). Local para semeadura
  • 5. Pode ser utilizado como substrato o esfagno. Esse material absorve de 10 a 20 vezes o seu peso de água e lentamente a água vai sendo evaporada. O esfagno deve ser esterilizado para evitar o "damping-off". Utilizar um recipiente tipo bandeja de madeira, metal ou plástico. O metal e o plástico reduzem a contaminação por fungos, pois podem ser lavados e esterilizados após o uso. A fertilização não é necessária por algum tempo (LEE, 1965). Propagação vegetativa Para propagação da azaléia torna-se necessário manter um programa de estoque de plantas vigorosas de onde se obtém as estacas para enraizamento. Essas plantas são mantidas em local sombreado ou em casa de vegetação. Plantas matrizes cultivadas em vasos ou canteiros, podem ser fornecedoras de estacas apicais, quando estas apresentarem desenvolvimento satisfatório. Para manter estas plantas em condições saudáveis, torna-se necessário um programa de irrigação e fertilização das plantas. A propagação de mudas não é feita apenas no verão. Quando as plantas matrizes são mantidas em condições ambientais protegidas, as mudas podem ser retiradas em qualquer época do ano. Mudas ou estacas de aproximadamente 7 a 10 cm de comprimento são retiradas de plantas matrizes e tratadas com reguladores de crescimento que promovem e aceleram a formação de raízes. Um sistema de nebulização é ideal para propagação da azaléia, particularmente quando se possui um equipamento que mantém a temperatura próxima dos 25º C. O enraizamento ocorre de maneira geral dentro de 6 a 8 semanas, porém esse período vai depender da cultivar utilizada. A cultura de tecido até o momento não tem sido de impacto na propagação da azaléia. Pode ser utilizado como substrato, a turfa ou produto similar, ou a mistura da turfa com perlita ou areia. O enraizamento difere de uma variedade para outra, porém quase sempre ocorre dentro de 6 a 8 semanas (LEE, 1965; Hartmann et al. 1988). Após 1 ano as mudas podem ser comercializadas em vasos de 10 cm de diâmetro. A propagação da azaléia, segundo FERNANDES (1975), pode ser realizada por sementes, estacas, alporquia e enxertia. As estacas devem ser retiradas de ramos meio maduros, de modo que não sejam muito lenhosos nem muito herbáceo, deixando as folhas de ponteiros nas estacas. O estaqueamento deve ser realizado em estufa, utilizando como substrato, partes iguais de areia e turfa, e temperatura de 28º C e umidade relativa de 60-80%. Os melhores meses para o processo são novembro e dezembro. Geralmente necessita-se de 6 semanas para enraizar. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA SILVEIRA et al. (1987) estudaram o enraizamento de estacas de algumas cultivares comerciais de azaléia (A, B, C, e D por não se saber qual a variedade), foram colocadas para enraizar no campo em diferentes épocas do ano. Após 180 dias do plantio, retiraram-se as mudas do solo, para verificar o enraizamento. Constataram que pode-se produzir mudas de azaléia praticamente, durante o ano todo. Foram obtidos os seguintes resultados médios de enraizamento: para cultivar A 63,9% de estacas enraizadas; B 74,5%; C 75,6% e D 74,9%. #9; O efeito de regulador vegetal e época de estaqueamento em azaléia (Rhododendron simsii PLANCH), foi estudado por FERNANDES et al. (1977) utilizando estacas de 25 cm de comprimento (intermediário entre lenhosa e herbácea) foram inseridas em substrato contendo solo argiloso + esterco bovino (3:1). As estacas permaneceram 4 a 5 meses no substrato, sendo feita as avaliações no final de cada estação do ano. As estacas foram imersas em solução de Exuberone (4 g/l de ácido indolyl-3-4 butirico) em várias concentrações (5,10, 15, 20, 25 e 30 ml de Exuberone/l de água/ 24 horas). Concluíram que a melhor época foi no final de primavera, independente do uso do regulador.
  • 6. O efeito do Exuberone foi variável nas diferentes épocas e dentro de cada época. O tratamento no final de inverno foi o menos favorável, sugerindo estudos com doses mais elevadas do regulador. PEDROTTI et al. (1987) avaliaram o efeito do IBA (ácido indolbutírico) no enraizamento de estacas herbáceas de azaléia, testaram as concentrações de 0, 250, 500 e 1000 ppm plantadas em areia lavada sob sistema de nebulização intermitente. Foram testadas 5 tipos de estacas: T1: apical com seis folhas cortadas ao meio; T2: apical com seis folhas inteiras; T3: apical sem folhas; T4: sub-apical com 20 cm e três folhas: T5: sub-apical com 10 cm e três folhas. Decorridos 60 dias para o enraizamento verificaram que diferentes concentrações de IBA e os diferentes tipos de estacas apresentaram respostas diferenciadas quanto a produção de raízes. Concluíram que a melhor concentração de IBA foi a de 500 ppm para as estacas do tipo T1 e T2. Para diferentes concentrações, as estacas tratadas com 500 ppm de IBA apresentaram maior produção. O melhor tipo de estaca foi do tratamento T2. Trabalho desenvolvido por ECONOMOU & READ (1984) mostrou que as extremidades dos brotos de azaléia (Rhododendron sp.) multiplicam-se rapidamente quando cultivados em meio de cultura de Murashige & Skoog (MS) modificado pela redução da concentração de NH4NO3 e KNO3, adicionando-se (NH4)2SO4 (para dar uma relação de NH4+:NO3- de 1:1), retirando-se KI e substituindo-se Na2EDTA FeSO4 por Fe Na DPTA, os constituintes orgânicos são em mg/l: Tiamina -HCl 0,4; meso-inositol 100; sacarose 20.000; ágar 6000; N6- (delta2 - isopentenil) - adenina (2 iP), 5, 10 ou 20 sendo que o pH variou de 4 a 6, sendo 5,0 o mais efetivo. Uma média da taxa de multiplicação de 4 a 6 vezes mais para os diferentes clones foi alcançado depois de 10 semanas de cultivo neste meio de cultura. O meio foi renovado a cada semana, os brotos coletados poderiam ser enraizados no mesmo meio de cultura. O tecido que permaneceu nos tubos após a retirada dos brotos, quando recultivados em meio fresco, produziram 11-34 brotos para uma coleta adicional em intervalos de 6 semanas. A adição de 1 mg/l de ácido indolacético (AIA) ao meio, aumentou o número e a qualidade dos brotos. MARTIN & MEYER (1982) Utilizaram pedicelos foliares e base de ovário de 4 cultivares de Rhedodendron catawbiensi Michx., os quais foram cultivados in vitro e produziram massas granulosas de tecidos em meio de Anderson contendo ácido indolacético (AIA) 1,0 ou 4,0 mg/l e 6(α ,α -dimetylamino) -purine (2ι P) 5,0 ou 15,0 mg/l. Essas massas formaram numerosas partes aéreas da planta (folhinhas) quando cultivadas em meio de Anderson com baixos níveis de regulador de crescimento. Essas partes aéreas são enraizadas e desenvolvidas como plantas quando apresentam características vegetais normais. PROPAGAÇÃO DA VIOLETA AFRICANA Saintpaulia ionantha wendl. A violeta africana (Saintpaulia ionantha wendl.) é uma espécie florífera perene da família Gesneriaceae, que engloba 125 gêneros e mais de 2.000 espécies conhecidas. Destas, aproximadamente 300 têm sido cultivadas. O seu nome (Saintpaulia ), foi dado por Hermann Wendlan, botânico alemão, em homenagem ao seu descobridor, Barão Walter Van SaintPaul, governador da German East África, que as encontrou nas montanhas da província de Usambra, em Tanga, no leste da África na antiga colônia Africa Oriental alemã, em 1892 (KRACKOWIZER, 1956; KIMMINS, 1980). Propagação por sementes Para obtenção de novas cultivares, devemos lançar mão do processo de propagação via sementes que é um método muito eficiente.
  • 7. Inicialmente obtêm-se as sementes através de polinização artificial das flores. Nas nossas condições, a frutificação natural é muito rara. O primeiro passo é a escolha das duas cultivares com características desejáveis. Identificar os progenitores femininos e masculinos, ou seja, a planta-mãe receptora e a planta doadora dos grãos- de-pólen respectivamente. Assim que a flor se abrir, deve-se retirar as anteras da planta marcada como planta-mãe, por medida de segurança. Utilizar uma pinça de ponta fina. Aguardar até que as pétalas estejam totalmente abertas, época em que o estigma estará receptivo. Retirar algumas anteras do progenitor masculino utilizando uma pinça sobre um papel, faz-se a polinização colocando os grãos-de-pólen sobre o estigma por meio de um pincel fino e macio. Identificar a planta-mãe pelo número ou nome (se conhecida a cultivar) e a data do cruzamento, não esquecendo também da cultivar doadora do pólen. Rector (1956) citado por TOMBOLATO et al. (1993) considera como melhor momento para polinização, a metade do dia, quando o ar está mais quente. Na segunda semana após a polinização pode-se notar uma turgescência no ovário, é o sinal que houve sucesso no processo. PROPAGAÇÃO POR ESTAQUIA DE FOLHA COM LIMBO Para propagação da violeta, as plantas matrizes deverão ser mantidos em local protegido, dentro de estufas ou túnel plástico, o matrizeiro. As plantas são mantidas por nove semanas no local, devendo cada uma fornecer de 3 a 5 folhas por vaso e por semana. As folhas devem estar livre de pragas e doenças e bem desenvolvidas, retirando as folhas mais externas. Portanto, efetuam-se quatro coletas de folhas, a primeira logo após a seleção das matrizes e as próximas a cada semana, por 3 semanas consecutivas. Após a última coleta, deve-se descartar essas plantas, renovando o plantel com plantas destinadas a produção de flores, escolhendo as melhores (TOMBOLATO et al. 1993).. A estaquia é tradicionalmente o método mais usual, pela facilidade de realização e enraizamento das folhas. É iniciado pela retirada do limbo foliar de plantas matrizes em boas condições de sanidade e desenvolvimento, conservadas em estufa ou túnel plástico. O limbo deverá vir com uma fração do pecíolo de 1,0 a 2,0 cm de comprimento. Tamanho maior atrasa a formação de mudas. Alguns produtores eliminam o pecíolo totalmente, sem perda na eficiência de brotação. O tamanho da folha utilizada como estaca não necessita ser totalmente desenvolvida, quando o limbo atingir 5 cm de comprimento, pode ser colhida para enraizamento. Pode-se utilizar como substrato, palha de arroz carbonizada, pó de xaxim ou vermiculita de textura grossa, puros ou combinados entre-si, todos devem ser esterilizados para evitar problemas de doenças. As folhas devem ser fixadas no substrato sem tocar uma nas outras, devendo receber boa luminosidade. Os produtores, geralmente, enterram apenas o pecíolo, deixando as folhas ligeiramente inclinadas (45º) ou, quando sem pecíolo, na posição horizontal. A temperatura ambiente ideal para enraizamento da violeta africana é de 21ºC. Após o plantio das folhas, entre 8 a 12 semanas, dependendo da época do ano, pode-se fazer o transplante das mudas para recipientes individuais. PROPAGAÇÃO IN VITRO1
  • 8. A propagação da violeta africana in vitro pode ser realizada com sucesso utilizando explantes do limbo foliar, pecíolos, pétalas e anteras. Contudo um método simples e prático consta do uso de limbo e pecíolo previamente lavados em água corrente. A qualidade da muda produzida in vitro é muito superior à propagação tradicional. Enquanto na forma tradicional podemos obter 4 mudas a partir de uma folha num período de 5 meses, na cultura de tecidos está em torno de 200 mudas, para qualquer cultivar. Processo para multiplicação in vitro O primeiro passo é a esterilização superficial das folhas com álcool a 70% por 5 segundos, depois em hipoclorito de cálcio 1% + Tween 20 (2 a 3 gotas), por 10 minutos e lavagem quatro vezes em água destilada autoclavada. Após a esterilização, cortam-se as folhas e pecíolos no tamanho de ± 1 cm evitando a parte danificada pela desinfecção. Inocular no meio nutritivo de Murashige & Skoog (MS) + cinetina 0,2 mg/l (KIN) e ácido naftalenoacético 0,2 mg/l (ANA) e 20 g/l de sacarose (TAKEBAYASHI, 1987). Esse meio induz a regeneração dos explantes que inicia pela brotação. Após 4 semanas transferir os explantes para outro meio composto de 1/2 MS + 6-benzilaminopurina (6-BA) 0,5 mg/l, onde ocorrerá a formação de múltiplas brotações dentro de 3 a 4 semanas. O pH dos meios, deverá ser de 5,7. Os frascos utilizados foram cobertos com papel alumínio, em câmara clara, a 25ºC com 16 horas de luz (fotoperíodo longo). Obtido as brotações que se desenvolveram para formar novas mudas, estas deverão ser divididas e transferidas para estufa em bandejas com pó de xaxim e vermiculita (1:1), umedecida com solução de adubo foliar NPK: 07-06-19, 1 g/l. Cobrir, as bandejas com polietileno transparente. Após duas semanas retirar a cobertura para aclimatar as mudas sob umidade decrescente por mais 4 semanas. Nesta fase as mudas já podem ser levadas para copos plásticos, de 6 cm de diâmetro e 6 cm de altura, ou bandejas coletivas, uma vez que já se encontram com as folhas expandidas e totalmente enraizadas. É desejável a adição de fertilizantes, principalmente o fósforo em pequena concentração na forma solúvel. O substrato pode ser o mesmo utilizado no transplante definitivo. Essa fase leva cerca de 2 a 3 meses dependendo das condições ambientais, pois no inverno o desenvolvimento é mais lento. Quando as mudas apresentarem mudanças como: encurtamento do pecíolo, expansão do limbo e início de formação de botões florais é sinal que deve-se proceder o transplante para vasos definitivos de 12 cm de diâmetro. Todo esse processo deve ser realizado em ambiente fechado. Observar, a qualidade do substrato e o método de irrigação. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA TOMBALATO et al. (1987) testaram 5 tipos de materiais puros, pó de xaxim, palha de arroz carbonizada, sílica, vermiculita fina e vermiculita grossa, testaram também 5 substratos compostos de pó de xaxim+sílica, vermiculita fina+ sílica, vermiculita+palha de arroz carbonizada, vermiculita grossa+pó de xaxim e palha de arroz carbonizada+areia grossa de barranco, sendo o último tratamento utilizado pelos produtores de violeta. O melhor substrato foi o pó de xaxim e em seguida os substratos mais leves, como as vermiculitas grossa e fina, palha de arroz carbonizada e suas misturas. A sílica se mostrou ineficiente na formação de mudas. o desenvolvimento foi maior na vermiculita grossa e depois na vermiculita fina.
  • 9. Os mesmos autores avaliaram 7 tipos de explante de folha para formação de mudas de violeta africana, utilizou o substrato constituído de uma mistura de areia grossa de barranco e palha de arroz carbonizada (1:1). Verificaram que pecíolos plantados sem limbo morreram rapidamente, assim como limbo sem pecíolo que apresentou 50% de mortalidade devido principalmente a prodridões causadas por fungos, sendo elevado o número de mudas por explante. Relataram ainda, que o tamanho do limbo possui influência direta na formação de novas plantas, sem o mesmo a produção cai pela metade. O tamanho do pecíolo não exerceu influência aparente na propagação. TAKEBAYASHI (1987) testou variedades de violeta africana visando a propagação através de cultura de tecidos. Observou o tempo necessário para produção de novas plantas e a quantidade e qualidade das mudas obtidas. Utilizou tecido de folhas e pecíolo, previamente esterilizados com uma solução de hipoclorito de sódio a 1% e Tween 80 a 0,1% por cinco minutos em imersão. Os meios utilizados foram o MS ( Murashige & Skoog ) + cinetina 0,2 mg/l e ácido naftalenacético (ANA) 0,2 mg/l - meio para indução à regeneração. Utilizou MS (1/2 da concentração) + ácido indolbutírico (IBA) 0,5 mg/l e para o enraizamento utilizou o MS + ANA 0,1 mg/l e IBA 0,2 mg/l. Após a obtenção do enraizamento as novas mudas foram transplantadas para substrato composto por vermiculita expandida umedecida com solução de Hypomex 1 g/l e mantidas em casa de vegetação durante 30 dias, sendo transferidas para substrato definitivo. Concluiu que através da cultura de tecidos utilizando apenas 5 folhas pode-se obter após 5 meses, aproximadamente 1.000 mudas. Pelo método comercial a proporção seria de 20 mudas para 5 folhas. PROPAGAÇÃO DO KALANCHOE Kalanchoe blossfeldiana Poelln. - Crassulaceae O kalanchoe é a muito tempo considerado como flor de vaso. Foi introduzido em Ptsdam, Alemanha e, 1932 por Robert Blossfeld (Broertjes & Leffring, 19721 citado por Love, 1980). Muitas mutações e híbridos foram desenvolvidos por floricultores a partir da Kalanchoe blossfeldiana. Nativa do madagascar, planta suculenta que requer alta intensidade de luz (50.000 lux), e necessita de dias curtos -12 horas e temperatura noturna de 17ºC para rápido florescimento. Um período de 6 semanas consecutivas de fotoperíodo (dia curto = DC) é necessário para o florescimento com temperatura de 17ºC. São necessárias 14 semanas a 13ºC para florescer. Novas cultivares e híbridas são propagadas por estaca terminal, porém são obtidos de viveiros de plantas jovens em vaso. Plantas matrizes são mantidas sob dias longos (DL), como ocorre com o crisântemo. Para propagação via sementes, a temperatura ótima para germinação (10 dias) sob luz, é de 21ºC com adequado substrato. As pequenas sementes são semeadas na superfície do solo sob local protegido. O tempo para propagação é de 14 a 21 dias quando realizada por estaquia terminal. Plantas jovens são mantidas sob alta intensidade de luz, sob condições de dias longos (Hartmann et al. 1988). PROPAGAÇÃO POR SEMENTES Inicialmente a propagação por sementes foi o melhor método para propagação do kalanchoe a nível comercial. Na Europa já se propagava o Kalanchoe blossfeldiana via sementes. Em 1932 na Alemanha, inúmeros híbridos de kalanchoe foram introduzidos para produção comercial. As sementes de Kalanchoe são extremamente pequenas possuindo 2,5 milhões de sementes em 28 gramas. Nos EUA as sementes são semeadas de janeiro a julho (Hartmann et al. 1988).
  • 10. SCHWABE (1985), cita que o kalanchoe pode ser propagado por sementes, as quais são bastante pequena, requerendo luz para germinação. A germinação corre após 1 semana ou 10 dias com temperatura ao redor de 25ºC. LAURIE & KIPLINGER (1948), cita que as sementes de kalanchoe germinam entre 10 e 14 dias, quando semeadas entre janeiro a julho (EUA). O meio utilizado para semeadura deve possuir boa drenagem e aeração. A mistura de 1 parte de esfagno e 1 parte de vermiculita é considerado um bom substrato para semeadura (Batson, 19731 citado por Love, 1980). Esse meio deverá ser esterilizado para evitar problemas de doença como "damping-off" nas plântulas. A temperatura ótima para germinação é de 21ºC, não sendo necessário cobrir as sementes. A luz é importante para germinação das sementes. A maioria das cultivares germinam após 7 a 10 dias. Após o crescimento das mudas as mesmas são removidas para vasos plásticos e colocados sob luz fluorescente. Geralmente, necessita-se de 7 semanas para o desenvolvimento das mudas para que seja transplantadas. PROPAGAÇÃO VEGETATIVA Para produção de flor de vaso, utilizado por produtores da grande São Paulo, a estaquia apical constitui o método mais usual entre os produtores. As estacas são colocadas para enraizar em caixas coletivas ou vasos individuais com 100 ml de capacidade, em substrato de sub-solo argiloso ou arenoso de acordo com a disponibilidade do produtor. O enraizamento ocorre com 3 a 4 semanas, daí é transplantada para o vaso definitivo, em substrato de fibra de xaxim (Dicksonia sellowiana Presl.), colocando uma ou mais mudas/vaso, dependendo do diâmetro do vaso elimina-se a parte apical, para que haja brotação lateral. A muda é submetida por um mês a tratamento de dias longos, com mais de 12 horas de exposição a luz, independente do fato de ser luz solar ou artificial. Após isso é submetida ao tratamento com dias curtos, com o uso de lençóis ou polietileno preto. Aguarda-se o florescimento para comercialização. Entre a obtenção da estaca e a planta pronta para venda decorrem de 105 a 120 dias. As matrizes são mantidas pelos produtores, cultivadas em vasos de onde retiram o material para propagação. As plantas de kalanchoe formam antocianinas quando submetidas a tratamentos com dias curtos, as folhas apresentam-se com os bordos e a parte dorsal uma coloração com cor castanha (Neyland et al. 1963 citado por GONÇALVES, 1992). As plantas matrizes são mantidas sempre em condições de dias longos, não produzem antocianina, possuindo as folhas verdes. Quanto aos substratos para propagação vegetativa, GONÇALVES (1992) obteve ótimos resultados quando utilizou vermiculita + torta de filtro Oliver (resíduos obtidos da fabricação do açúcar), na proporção de 3:1 em volume. PRODUÇÃO DE MUDAS Estoque de plantas matrizes são mantidas em áreas isoladas em ambiente com ótimo controle das condições ambientais. Plantas com 6 cm, em vaso, são adquiridas de produtores especializados. Duas semanas após o estabelecimento das plantas em local adequado, remover aproximadamente 1 cm do ápice das plantas no sentido de aumentar a brotação lateral. As plantas matrizes são cultivadas em vaso firme por algumas semanas e espaçadas 28 cm uma das outras. É importante providenciar uma boa circulação do ar no sentido de minimizar o aparecimento de doenças foliares. É bom lembrar que o espaçamento pode ser aumentado no caso de plantas velhas. As plantas são mantidas em dias longos constantemente para crescimento vegetativo. Durante a noite as luzes podem ser ligadas (161 lux) por um período que varia de 2 a 4 horas dependendo da época
  • 11. do ano, ou seja no verão menor tempo e no inverno maior tempo. São necessárias 16 horas ou mais de luz diária para manutenção do estágio vegetativo das plantas. A temperatura ótima é de 18ºC. Estacas são constantemente retiradas das plantas matrizes. A aquisição de mudas para produção de flores, de viveiristas especializados (terceiros), evita a manutenção de plantas matrizes na propriedade. Quando se deseja produzir as próprias mudas para produção de flores, deve-se retirar estacas terminais com 5 a 7,5 cm de comprimento, este é um tamanho adequado para o enraizamento. São necessários somente 2 pares de folhas . O substrato para enraizamento pode ser: areia, turfa e areia, solo e musgo e agregados grosso. As estacas podem ser enraizadas em containers de madeira ou plástico. O espaçamento recomendado depende das cultivares utilizadas. As folhas devem ser inseridas no meio de cultivo a uma profundidade de 2,5 a 4 cm. Um excelente enraizamento consegue-se com uma estrutura que possua um sistema de nebulização intermitente que deverá ser ligado por um período de 6 segundos a cada 6 a 10 minutos durante o dia. Durante as horas mais quentes do dia, quando aumenta a intensidade de luz, esse tempo pode ser alterado para 6 segundos a cada 3 a 5 minutos. Após a formação de calus nas estacas, o que deverá acontecer por volta de 7 dias, a freqüência de nebulização fica na faixa de 6 a 10 minutos. O sucesso do processo de produção de mudas através da estaquia de folhas depende, também, do fator temperatura e ar. A temperatura da noite deve ficar entre 16,5 a 18ºC e durante o dia 21 a 24ºC, sendo 21ºC a temperatura ideal. O controle da temperatura é realizado através da instalação no interior da estufa de equipamentos que aquecem o ambiente, controlados por meio de um termostato. PROPAGAÇÃO DA BEGÔNIA Begônia tuberhybrida As begônias já eram conhecidas desde o século XVII pelos chineses. O nome do gênero foi dado em pelo Botânico francês Charles Plumier em 1690, em homenagem ao seu descobridor Michel Begon, governador de São Domingos, antiga ilha de Hispaniola, hoje Haiti. Atualmente já se catalogou mais de 800 espécies e milhares de híbridos. As begônias cultivadas atualmente são provenientes de cruzamentos iniciados no século XIX, surgindo cultivares com diversas características, como florescimento contínuo, maior resistência a baixa e alta temperatura e inúmeros formatos e cores de flores (Winters, 1993). São classificadas em grupos distintos que levam em conta o seu sistema de propagação: as begônias rizomatosas, tuberosas (tuberhybrida), sempre floridas e as arbustivas (LARSON, 1980; KRAUSS, 1947). Desses grupos, existem àqueles que o interesse pelo cultivo é pela beleza de suas folhagens (begônia rex), pelas folhas e flores (begônia sempre florida) e pelas flores com tamanho, formato e cores variadas (begônia tuberhybrida). Com a introdução das espécies Begonia bolivienses, B. rosaeflora, B. veitchi, B. pearcei e B. clarkei, sendo cruzadas com outras espécies, originou plantas com flores isoladas de tamanho grande e muito ornamentais chamadas de Begonia tuberhybrida (KRAUSS, 1947). Nesse trabalho, descreveremos apenas o grupo das produtoras de flores, que são cultivadas como flor de vaso, às tuberosas.
  • 12. As begônias tuberosas são encontradas na Ásia, África até a Cordilheira dos Andes de 2 a 4 mil metros de altitude. Produzem flores simples, semi-dobradas e plenamente dobradas de tamanho grande parecidas com as camélias, cravos e rosas. Existem dentro desse grupo àquelas que possuem uma haste ramificada e àquelas desprovidas desta haste, cujas folhas saem diretamente do tubérculo, formando assim 2 subgrupos. A Begonia davisii e B. rosaeflora emitem hastes e B. boliviensis e B. fulgens representa aquelas que não emitem hastes. PROPAGAÇÃO As begônias tuberhybridas podem ser propagadas através dos tubérculos, erroneamente chamado de bulbo, que devem ser retirados do solo quando as folhas iniciarem o processo de senescência. Conservar as túberas em local fresco e limpo até o momento do plantio. Os tubérculos podem ser cortados em 2, 3 ou 4 partes, de acordo o número de gemas que estão localizadas na parte superior dos tubérculos. Cada parte cortada deve possuir uma gema que brotará originando uma nova planta, o plantio é feito em vasos individualizados. A maioria das begônias tuberosas são híbridas coloridas com grandes flores com formato que vai desde a simples até as dobradas e são formadas no verão. No inverno o tubérculo permanece dormente quando as folhas secam e caem. Os tubérculos formados no outono, assim que colhidos podem ser armazenados em caixas e colocados a 13ºC até a primavera, quando já poderam ser plantados em vasos individuais preenchidos com turfa. os vasos devem receber boa luminosidade. Fornecer água aos poucos após a brotação (1 ). As sementes de Begônia são muito pequenas, porém sua longevidade é bastante grande. Sementes de begônia tuberosa ficam viáveis por 9 anos, contudo as sementes devem ser semeadas até 1 ano após colhidas. Elas requerem um período de 1 mês para sua maturação (LARSON, 1980). CASTRO & GONÇALVES (1992) relataram que os tubérculos podem ser plantados no início de sua brotação. Após a floração as folhas secam e caem é o momento de retirar os propágulos do solo e tratá-los com fungicidas. Deixar em repouso em locais sombreados, secos e com boa ventilação até iniciar a brotação. A armazenagem pode ser feita em esfagno seco. O florescimento ocorre na primavera. A begônia tuberosa de flor grande, Begonia tuberhybrida da família Begoniaceae, é encontrada com flores de cor branco, rosa, vermelho, alaranjado e bicolor. A floração ocorre de dezembro a março sendo a primeira florada aos 4 meses. Sua propagação pode ser realizada através de tubérculos e estaquia de folhas que neste caso deverá vir com pequeno fragmento do pecíolo. Fazer cortes no limbo foliar nas nervuras. Plantar em caixas preenchidas com areia ou vermiculita umedecida. As folhas não devem ser enterradas. Algumas variedades produzidas no Brasil: "Non-Stop", "Double Ruffles", "Memory" e "Bridal Fest"( 1). A begônia pode ser propagada através da cultura de tecidos, IIDA et al. (1986) trabalharam com segmentos de folhas de begônia no tamanho de 7x7 mm2 em meio de Murashige & Skoog (MS) contendo 1 mg/l de BA e 1 mg/l de ANA, o material ficou neste meio por 70 dias. Após o enraizamento e brotações, foram transferidas para o meio MS (metade da concentração) + 1 mg/l de ANA e após 30 dias, foram transferidas para o solo. Os segmentos de folha permaneceram, após brotações, no meio, podendo ser usadas para produção de mais brotações em 40 dias (em meio MS + 10 mg/l de BA + 1 mg/l de ANA). Segundo os mesmos autores, teoricamente, um quadrado de 7 x 7 mm de segmento foliar pode-se obter 105 plântulas em 1 ano.
  • 13. [Floricultura Bahia| Floricultura Brasil| Floricultura no Mundo| [Pesquisa na UESB| Programa da Disciplina] [Reguladores de Crescimento| [Sites na Web-Floricultura| Plantas dentro de Casa| PROPAGAÇÃO, CRESCIMENTO E FLORESCIMENTO - EXIGÊNCIAS DE ALGUMAS ESPÉCIES NOME CIENTÍFICO REQUERIMENTO PARA PROPAGAÇÃO DESENVOLVIMENTO E FLORESCIMENTO APÓS PROPAGAÇÃO Nome comum Parte da planta usada Condições ambientais Tempo aproximado Estabilização das plantas Requer para florescer Tempo para florescer (semanas) Chrysantemum x morifolium Ramat. Crisântemo Estacas terminais NE, TA, DL TNMin 17ºC 10-14 dias TNMin 17ºC ML-AL TN 16ºC ML- AL 9 - 11 Hydrangea macrophylla Ser. Hortência Estacas teminais NE, TA TNMin 15ºC 21-35 dias armazenar no escuro 2 a 7ºC por 6 semanas TA 17ºC AL 11 - 14 dias Kalanchoe blossfeldiana Kalanchoe Estaca terminal e sementes NE, DL, TNMin 21ºC 14-21 dias DL, TN 17ºC AL DC, TN 17ºC, 6 semanas de alta luminosi- dade 12 -14 dias Rhododendron obtusum (Lindl). Planch. Azaléia estaca terminal NE, TA, TNMin 15ºC, ML 42- 56 dias TN 18ºC, DL por 6 semanas e depois ML - AL TN 18ºC, DC po 6 semanas, depois temp. baixa 8ºC com luz 12 horas/dia durante 5 semanas, depois 14- 16ºC, AL 5 - 8 dias Saintpaulia ionantha estaquia NE 22ºC , TNMin 21ºC, TNMin
  • 14. Wendl. Violeta Africana de folha com pecíolo e divisão T 21ºC, BL 28 - 42 dias BL(< 16.000 lux) 22ºC, BL (< 4.000 lux) 12 - 20 dias NE: Nebulização ; TA: Temperatura no ambiente 21ºC controlada; DL: Dia Longo; DC: Dia Curto; BL: Baixa luminosidade (< 22.000 lux); ML: Média luminosidade (22.000 luz); AL: Alta luminosidade (> 44.000 lux); T: Temperatura ambiente natural; TNMin: Temperatura Noturna Mínima; TN: Temperatura noturna (em torno de). FONTE: Adaptação de Sachs & Kofanek (1976) - Plant Science (1988) . pg. 372. na internet: http://www.uesb.br/flower/propaga.html