1) O documento discute conceitos importantes para a qualidade da água e do solo em sistemas de piscicultura, incluindo a densidade do solo, porosidade, textura, cor, estrutura, nutrientes como nitrogênio e fósforo. 2) É fornecido detalhes sobre métodos para determinar a densidade real, densidade aparente e porosidade do solo, os quais fornecem informações úteis sobre o manejo do solo e construção de viveiros. 3) Fatores ambientais como temperatura, oxigênio

1. 1
UNIVERSIDADE ESTADUAL DE MARINGÁ
MANEJO DA QUALIDADE DE ÁGUA EM
PISCICULTURA
AUTORES
RICARDO PEREIRA RIBEIRO
ERICO SENGIK

2. 2
CONTEUDO
INTRODUÇÃO
2. DENSIDADE REAL DO SOLO E DENSIDADE DE PARTICULAS
3. DENSIDADE APARENTE OU DENSIDADE DE VOLUME
A. MÉTODO DO ANEL VOLUMÉTRICO (CILINDRO VOLUMÉTRICO-50cm3)
B. MÉTODO DO BALÃO VOLUMÉTRICO
C. MÉTODO DO TORRÃO
D. ESCAVAÇÃO
4. POROSIDADE, OU ESPAÇO INTERSTICIAL DO SOLO
5.1. DETERMINAÇÃO
5. TEXTURA E CLASSE TEXTURAL
5.1.1 TEXTURA
5.1.2. CLASSE TEXTURAL
6. COR DO SOLO
a) UMIDADE
7. CORRELAÇÕES DA COR
b) TOPOGRAFIA
c) MATÉRIA ORGÂNICA
d) TEXTURA
e) IDADE
f) PLANTAS
g) PEIXES
8.1. TAMANHO
8. ESTRUTURA DO SOLO
8.2. GRAU DE ESTRUTURA
a) SEM ESTRUTURA
b) COM ESTRUTURA
8.3. MÉTODOS DE DETERMINAÇÃO
a) MÉTODOS DIRETOS
b) MÉTODOS INDIRETOS
9. COLETA DE SOLOS EM VIVEIROS DE PISCICULTURA
10.1. OS EFEITOS DA CALAGEM NOS VIVEIROS
10. CALAGEM E ADUBAÇÃO DOS VIVEIROS
10.2. A CALAGEM DO SOLO
10.3. OS CALCÁRIOS A SEREM UTILIZADOS E SUA AÇÃO
10.4. CALAGEM DE LIMPEZA DOS VIVEIROS COM CAL
10.5. CALAGEM DA ÁGUA DO VIVEIRO
10.6. A ADUBAÇÃO DA ÁGUA DO VIVEIRO
11.1. TEMPERATURA
11. AMBIENTE E ÁGUA PARA A PISCICULTURA
11.2. TRANSPARÊNCIA DA ÁGUA
11.3. OXIGÊNIO DISSOLVIDO

3. 3
11.4. POTENCIAL HIDROGENIÔNICO (PH)
11.5. GÁS CARBÔNICO
11.6. ALCALINIDADE
11.7. DUREZA DA ÁGUA
11.8. CONDUTIVIDADE ELÉTRICA
11.9. FÓSFORO
11.10. ENXOFRE
11.11. NITROGÊNIO
12.1. A TRANSFORMAÇÃO DO NITROGÊNIO EM TANQUES DE
12. EFEITOS DA AMÔNIA, DO NITRATO E DO NITRITO, EM PEIXES
PISCICULTURA
12.1.1. NITRIFICAÇÃO
12.1.2. DESNITRIFICAÇÃO
12.1.3. AMONIFICAÇÃO
12.2. PROCESSOS BIOQUÍMICOS ENVOLVIDOS COM OS COMPOSTOS
NITROGENADOS EM PEIXES
12.2.1. RESPIRAÇÃO
12.2.1.1. AS TROCAS GASOSAS
12.3. O SISTEMA CIRCULATÓRIO
12.3.1. TRANSPORTE DE GASES NO SANGUE
12.4. QUÍMICA DA RESPIRAÇÃO
12.5. DIGESTÃO E EXCREÇÃO DE NITROGÊNIO EM PEIXES
12.6. O DESTINO DA AMÔNIA/AMÔNIO APÓS A EXCREÇÃO PELOS
PEIXES
12.7. O EFEITO DA AMÔNIA EM PEIXES
12.8. A TOXIDEZ DE NITRITO EM PEIXES
12.9. OS EFEITOS DO NITRATO EM PEIXES
13. AJUSTE DA QUALIDADE DE ÁGUA, DE ACORDO COM AS NECESSIDADES
13.1. AMÔNIA
DOS PEIXES
13.2. NITRITO
13.3. CONCLUSÃO
14. O FÓSFORO NO MEIO AQUATICO
14.1. FORMAS DO FÓSFORO NO AMBIENTE AQUÁTICO
14.2. FONTES DE FÓSFORO
14.3. CICLOS DO FÓSFORO
14.4. ADUBAÇÃO FOSFATADA EM TANQUES DE PISCICULTURA
15. EUTROFIZAÇÃO DO AMBIENTE AQUÁTICO
16. TRATAMENTOS DE VIVEIROS
17. EFLUENTES
18. CONSIDERAÇÕES FINAIS
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

4. 4
LISTA DE TABELAS
TABELA 1. Características dos solos, taxas de limitações e fatores restritivos para construção
de viveiros para tilapicultura.
TABELA 2. Composição dos principais adubos orgânicos.
TABELA 3. Composição dos principais adubos químicos.
TABELA 4. Simulação do número de dias necessários para que a concentração de O2
dissolvido decline 2,0 mg/1 em tanques com quantidades variáveis de radiação solar e
visibilidade de Secchi (BOYD, 1982).
TABELA 5. Solubilidade em água pura de oxigênio do ar saturado a 760 mm de pressão a
uma temperatura.
TABELA 6. Porcentagem de amônia não-ionizada, em água doce, a diferentes valores de pH
e temperatura
TABELA 7. Taxas (mol-N/kg/h) e Porcentagens Relativas de excreção de nitrogênio como
Amônia-N e Uréia-N pelas Brânquias e pelos Rins (Adaptado de Evans, 1994).
TABELA 8. Efeitos tóxicos da Amônia para diferentes espécies de peixes.
TABELA 9. Concentrações letais de nitrito (mg/l) com 50 % de mortalidade (LC50 96 horas)
para algumas espécies de cultivo – Adaptado de Lewis e Morris (1986) citdados por Arana
(1997).
TABELA 10. O efeito do nitrito em diferentes espécies de peixes
TABELA 11. Percentagem das espécies iônicas de fosfato presente em solução, em
diferentes valores de pH.
TABELA 12. Concentração de fósforo total em relação ao estado trófico de lagos.
TABELA 13. Composição química, forma, solubilidade e potencial acidificante dos principais
fertilizantes inorgânicos na adubação de tanques e viveiros.

5. 5
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1. Esquema de estratificação térmica de um ambiente aquático.
FIGURA 2. Exemplificação da distribuição dos gases e sais na estratificação térmica
FIGURA 3. Disco de Secchi
FIGURA 4. Mudanças diárias nas concentrações de oxigênio dissolvido na superfície da água
(0,0 a 0,5 m) de tanques com “blooms” de plâncton, leve, moderado e forte.
FIGURA 5. Concentrações de oxigênio dissolvido em diferentes profundidades em tanques
com “blooms” de plâncton, leve, moderado e forte .
FIGURA 6. Concentração de oxigênio dissolvido á tarde e de manhã em um tanque de peixes
com um problema crônico com relação a este gás. As setas indicam o efeito do uso
emergencial de aeração.
FIGURA 7. Exemplo ilustrativo do comportamento do pH e das de O2 e CO2 livre , para um
ciclo diário de 24 horas em um ambiente aquático.
FIGURA 8. O ciclo do fósforo em um tanque de peixes.
FIGURA 9. Resumo esquemático do ciclo do nitrogênio.
FIGURA 10. O ciclo do Nitrogênio, adaptado de Barnabé, 1990.
FIGURA 11. Representação esquemática dos processos que ocorrem quando o CO2 passa
dos tecidos para os eritrócitos. O grupo imidazol da histidina é mostrado como a porção
reativa da molécula de hemoglobina (Smith et al. 1980).
FIGURA 12. Apresentação esquemática do catabolismo de aminoácidos e excreção de
nitrogênio.
FIGURA 13. Resumo do metabolismo de aminoácidos em peixes segundo Walton, 1985.
FIGURA 14. Ação da enzima glutamato desidrogenase.
FIGURA 15. Diagrama esquemático do movimento da amônia através das membranas
branquiais (Adaptado de Tucker e Robinson, 1990).
FIGURA 16. Relação entre a taxa ambiental de cloro:nitrito e a quantidade de
metaemoglobina (em porcentagem da hemoglobina total) formada no sangue de Ictalurus
punctatus.
FIGURA 17. Principais fontes de nutrientes e conseqüências do processo de eutrofização
artificial.

6. 6
INTRODUÇÃO
A piscicultura vem nos últimos anos tornando-se uma atividade produtiva importante.
Segundo relatório recentemente publicado pela FAO (2008) a aqüicultura depois de quatro
décadas de crescimento contínuo, esta atingindo um marco histórico, pela primeira vez é
responsável por produzir metade do pescado consumido pela população mundial. Esse fato
deve-se a vitalidade do setor e também crescimento econômico mundial e pelos avanços na
elaboração e no comércio de produtos pesqueiros.
O sucesso em empreendimentos, principalmente na aqüicultura semi-intensiva, esta
relacionado às condições ambientais e deve levar em conta fundamentos como, a qualidade de
água e do solo onde o projeto será desenvolvido.
O solo influência diretamente na composição Da água contida nele, fornecendo
nutrientes ou mesmo mantendo a água. A determinação da densidade do solo, por exemplo,
permite avaliar propriedades como a capacidade de drenagem, a condutividade hidráulica,
permeabilidade ao ar e a água, a capacidade de saturação de água, fornecendo informações
sobre o manejo do solo e do viveiro, e até possibilitando a utilização de solos com densidades
inadequadas na construção de viveiros pela utilização artifícios para reduzir o valor da
densidade do solo pelo uso de resíduos orgânicos e o bom manejo do solo. Em piscicultura
solos densos são indicados devido a menor permeabilidade dos mesmos a água.
As características da água e do solo nos viveiros influenciam na sobrevivência,
crescimento, produção, reprodução e manejo de peixes. Estos fatores interagem uns com os
outros e são importantes em um sistema de piscicultura, a interação pode ser complexa e
causar mortalidades em uma situação e em outra ser inofensiva.
A seguir citamos alguns conceitos importantes que devem ser avaliados antes da
construção dos viveiros, e também sugerimos alguns métodos de determinação que podem ser
realizados por leigos de forma confiável e simples e que são de baixo custo.

7. 7
2. DENSIDADE REAL DO SOLO E DENSIDADE DE PARTICULAS
Densidade real é a relação existente entre a massa de uma amostra de solo e o volume
ocupado pelas suas partículas sólidas. E em viveiros de piscicultura os valores da densidade é
um indicativo da textura do solo, e irá refletir nos cuidados para realizar o manejo dos peixes,
ou mesmo na construção dos viveiros, ou ainda nos teores de nutrientes da água.
A densidade real dos solos é dependente da sua composição e pode variar, dependendo
da quantidade de minerais presentes, tais como o quartzo, feldspatos e os silicatos de alumínio
coloidais. Dependendo da quantidade de um ou outro desses minerais.
Para a determinação da densidade real é necessário obter-se o valor da massa da
amostra e depois o volume dos sólidos presentes. A massa dos sólidos pode ser obtida por
simples pesagens em balanças, já para o volume deve-se utilizar um método de diluição da
amostra de solo em volume conhecido de álcool em um balão volumétrico.
Procedimento para a determinação do volume da amostra:
Tomar 20g de solo e expor a amostra a temperaturas elevadas para que toda a água evapore;
Passar a amostra de terra seca para um balão volumétrico de 50ml, utilizando um funil;
Medir 50 ml de álcool, em uma bureta de 50 ml;
Adicionar cerca de 20ml de álcool, suficiente para cobrir a amostra;
Agitar para que o álcool penetre na amostra, expulsando o ar;
Deixar em repouso por 15 minutos;
Agitar novamente e completar o volume do balão volumétrico com álcool.
Cálculo da Densidade.
Dr = m/ (Vb-Vg)
m = massa da amostra;
Vb = volume do balão volumétrico;
Vg = volume de álcool gasto para completar o balão volumétrico.
3. DENSIDADE APARENTE OU DENSIDADE DE VOLUME
A densidade aparente pode ser definida como a relação entre a massa de uma amostra
de solo seca a 110oC e a soma dos volumes ocupados pelas partículas e poros.

8. 8
Da = m/v
m = massa do solo
v = volume (poros+terra)
A densidade aparente, em geral, aumenta com a profundidade do perfil devido às
pressões exercidas pelas camadas superiores provocando a compactação e reduzindo a
porosidade. A movimentação de material fino dos horizontes superiores (eluviação) também
contribui para a redução dos espaços porosos aumentando a densidade aparente dessas
camadas.
Em solos orgânicos, a densidade do solo é inferior à unidade, achando-se valores entre
0,60 a 0,80 dag kg-1 (g/cm3). Nos solos minerais os valores de densidade aparente variam de
1,10 a 1,60 dag kg-1, e pode ser calculada pela fórmula:
Da = Dr (1-Pt)
Onde
Dr é a densidade
Pt, a porosidade total.
Os métodos de determinação fundamentam-se na obtenção de dois dados principais: a
massa e o volume. A massa é obtida pesando-se a FSE. Para a obtenção do volume criaram-se
as diferentes técnicas que originaram os vários métodos de determinação da densidade
aparente dos solos.
A. MÉTODO DO ANEL VOLUMÉTRICO (CILINDRO VOLUMÉTRICO-50cm3)
Fundamenta-se no uso de um anel de bordas cortantes com capacidade interna
conhecida. Crava-se o anel na parede do perfil ou no próprio solo, por pancadas ou pressão.
Removendo-se a seguir o excesso de terra, com o auxílio de uma faca, até igualar as bordas do
anel. O solo obtido é transferido para um recipiente e levado a secar em uma estufa para
obtenção da sua massa.
B. MÉTODO DO BALÃO VOLUMÉTRICO:
Consiste em se encher um balão volumétrico com TFSA. O método apresenta como
falhas o uso de terra fina, as quais perderam, pelo esboroamento e peneiragens, suas estruturas

9. 9
naturais. Em solo melhores estruturados os volumes obtidos são bem diferentes dos obtidos
com estrutura natural.
C. MÉTODO DO TORRÃO:
Aplica-se em situações onde não é possível introduzir o anel volumétrico no solo. O
método consiste na impermeabilização de um torrão de 3 a 5 cm de diâmetro, mergulhando-o
em parafina derretida. Após esfriar e a parafina endurecer deve-se mergulhá-lo em água ou
outro líquido, a fim de se determinar seus volumes, sendo que o volume de água deslocada
corresponde ao volume do torrão.
E. ESCAVAÇÃO:
Consiste em se cavar no solo um buraco de paredes lisas, coletando-se
cuidadosamente a terra escavada que deverá ser seca e pesada para a determinação da massa
de terra. O volume do buraco escavado será obtido medindo-se o volume de areia necessário
para enchê-lo.
4. POROSIDADE, OU ESPAÇO INTERSTICIAL DO SOLO
O arranjo ou a geometria das partículas do solo determinam a quantidade e a natureza
dos poros do solo. A porosidade depende principalmente da textura, da estrutura e da matéria
orgânica presente nos solos.
A porosidade pode ser definida como sendo o volume de vazios ou o espaço do solo
não ocupado pelos componentes sólidos. Os solos que tem menor porosidade são os arenosos
enquanto que nos argilosos, o maior teor de argila coloidal contribui para formar agregados.
Na prática não se encontram solos arenosos com porosidade superior a 30% e nem argilosos
com porosidade superior a 60%. Solo com porosidade entre 60-80% ocorre somente em solos
ricos em matéria orgânica. Na aqüicultura aconselha-se evitar ou reduzir ao máximo a
porosidade do solo, reduzindo a infiltração de água.
Há duas categorias de porosidade:
a) porosidade capilar denominada de microporosidade .
b) porosidade não capilar, denominada de macroporosidade.

10. 10
A macroporosidade é também chamada de porosidade de aeração, porque é a
porosidade encontrada vazia, após ter ocorrido à percolação da maior parte da água
gravitacional, é o momento em que o ar passa a ocupar os poros não capilares.
Método indireto (fórmula) de determinação:
% P = (Dr-Da) 100/Dr
Onde:
%P - porcentagem de porosidade
Dr – densidade real
Da – densidade aparente
5. TEXTURA E CLASSE TEXTURAL
A textura do solo pode ser definida como sendo a proporção relativa dos diferentes
grupos de partículas minerais primárias que compõem o solo: são elas a areia (com diâmetro
de 2,0 a 0,05mm), o silte ou limo (0,05 - 0,002mm) e a argila (< 0,002mm).
A textura é considerada uma propriedade básica do solo porque ela não está sujeita a
mudança rápida. Um solo rico em areia permanece arenoso e outro rico em argila irá
permanecer argiloso.
Conhecendo a textura do solo podemos classificá-lo em classes texturais. Quando se
fala em % de areia, % de silte e % de argila temos a textura, mas quando se afirma que um
solo é argiloso ou arenoso estamos nos referindo a sua classe textural. Com a textura pode-se
formar um diagnóstico geral da propriedade quanto à resistência à erosão, fertilidade, e quanto
a problemas relacionados ao manejo em viveiros em piscicultura.
Em piscicultura os solos arenosos apresentam elevada infiltração de água e dificuldade
de compactação, comprometendo os taludes que são erodidos facilmente. Os solos mistos
tendendo para pra argilosos são os mais indicados para construção de viveiros de piscicultura,
uma vez que solos argilosos tendem a ter uma grande quantidade de material em suspensão
(partículas de solo) o que podem aderir aos filamentos das brânquias comprometendo a
capacidade de trocas gasosas com o meio.
5.1. DETERMINAÇÃO:
5.1.1. TEXTURA:

11. 11
Colocar uma pequena porção de terra fina (TFSA) na palma da mão e em pequena
quantidade, adicionar água até se obter uma pasta homogênea. A amostra precisa ser bastante
amassada para evitar erros, especialmente no caso de solos com argilas floculadas que se
apresentam como pseudo-areias e, também, para argilas sódicas.
Avaliar as porcentagens de argila, silte e areia em função da sensação obtida quando
se esfrega uma parte da massa do solo entre o POLEGAR e o INDICADOR; a argila produz a
sensação de PLASTICIDADE e PEGAJOSIDADE, o silte de SEDOSIDADE e a areia de
ATRITO (ASPEREZA).
A precisão dessa determinação depende da prática do operador e, para isso, é
necessário aferir o tato, através de treinamento com amostras analisadas que se usa como
padrões permanentes para comparação.
5.1.2. CLASSE TEXTURAL:
A classe textural do solo pode ser determinada usando a massa de solo umedecido,
fazendo um macarrão da grossura de um lápis. O solo será classificado como arenoso quando
não se consegue fazer o macarrão. Feito o macarrão tenta-se fazer o número oito, se fizer a
terra será argilosa, do contrário será mista.
6. COR DO SOLO
Cor é a impressão que a luz refletida produz no órgão da visão. A cor de um solo pode
variar com o tipo de luz que o ilumina, sendo necessária uma boa iluminação assim como
observar o ângulo de incidência dos raios solares. Devendo-se observar a cor sempre com as
mesmas condições de iluminação.
A coloração do solo sempre foi uma das maneiras mais primitivas de identificá-los.
Filósofos gregos e romanos, antes de cristo, classificavam os solos pela coloração. Como a
cor é conseqüência do material de origem do solo, dos seus componentes e das condições
climáticas predominantes, procura-se associar cor as características como a fertilidade e
produtividade.
A cor do solo é um importante elemento no reconhecimento e na descrição dos
diferentes grupos genéticos de solos, o que pode ser evidenciado pelo nome de solos como:
Latossolo Vermelho Escuro, Argissolo Vermelho Amarelo, Latossolo Roxo, etc.
7. CORRELAÇÕES DA COR:

12. 12
a) UMIDADE: as tonalidades cinzentas, esverdeadas e azuladas, típicas de várzeas, estão
correlacionadas à deficiência de oxigênio. Em função disso os óxidos de ferro podem ter as
seguintes colorações:
FeO: óxido ferroso, cinzento
Fe3O3: óxido férrico (hematita), vermelho
Fe2O3. 3H2O: óxido férrico hidratado (limonita), amarelo
b) TOPOGRAFIA: em uma toposeqüência pode-se ter um solo vermelho no espigão, mais
seco; vermelho-amarelo na meia encosta; amarelado, com mosqueado, próximo da baixada;
pardo ou até negro, na baixada mais úmida.
c) MATÉRIA ORGÂNICA: a matéria orgânica tende a tornar um solo mais escuro quando
comparado com outro sob o mesmo clima.
d) TEXTURA: solos ricos em colóides minerais, de textura argilosa, com elevada superfície
específica, são mais coloridos que os arenosos. Os solos arenosos são mais susceptíveis ao
escurecimento pela matéria orgânica.
e) IDADE: nos solos jovens a cor é muito influenciada pelo material de origem enquanto que
nos solos maduros, a grande influência do clima faz com que a cor se relacione com as
condições de temperatura e umidade.
f) PLANTAS: através da cor do solo pode-se ter uma idéia de sua aeração e drenagem,
permitindo concluir sobre a permeabilidade, estrutura, porosidade e temperatura do solo,
características que influenciam a produtividade vegetal.
g) PEIXES: solos de cor clara, muito arenosos, ou escurecidos pelo alto teor de matéria
orgânica podem dificultar a construção e manejo de viveiros. Solos muito argilosos dificultam
o manejo dos peixes devido a argila que poderá ficar em suspensão.
8. ESTRUTURA DO SOLO
O termo estrutura se refere ao agrupamento ou arranjo das partículas do solo. A
estrutura de um solo é o resultado da agregação das suas partículas primárias (areia, silte e
argila), pela ação de agentes cimentantes como a matéria orgânica, a argila e aos sesquióxidos
de ferro e alumínio. A presença de cátions e o manejo do solo também influenciam no
processo de estruturação. Esses arranjos podem ser encontrados na forma de macroestruturas
reconhecíveis a olho nu, ou microestruturas, com dimensões inferiores a 1 mm, as quais só
podem ser identificadas por processos ópticos.

13. 13
Há evidências de que as condições e características do solo, como a infiltração e
movimentação de água, transferência de calor, aeração, densidade aparente e porosidade, são
influenciadas pela estrutura.
Enquanto a destruição da estrutura é relativamente fácil a sua recuperação é muito
lenta. Para a recuperação ou manutenção se recomenda a rotação de culturas, a aplicação de
calcário, de adubos orgânicos e o manejo adequado do solo.
8.1. TAMANHO:
O tamanho das agregações é quem define as classes:
a) muito pequena (< 1 mm de diâmetro)
b) pequena (1 - 2 mm)
c) média (2 - 5 mm)
d) grande (5 - 10 mm)
e) muito grande (> 10 mm)
8.2. GRAU DE ESTRUTURA:
Ou estabilidade da estrutura, define o desenvolvimento da estrutura, sua estabilidade,
sua coesão dentro e fora dos agregados.
a) SEM ESTRUTURA: pode ser
- GRÃO SIMPLES: não coerente. Solos arenosos.
- MACIÇA: coerente. Argilitos e siltitos.
b) COM ESTRUTURA: pode ser
- FRACA: quando é muito quebradiça.
- MODERADA: pedos moderadamente duros.
- FORTE: quando difícil de desmanchar
8.3. MÉTODOS DE DETERMINAÇÃO:
A condição favorável para a determinação da estrutura no campo é com o solo ligeiramente
mais seco do que úmido.
a) MÉTODOS DIRETOS: método macroscópico feito no campo pela avaliação do tipo,
classe e grau de estruturação, ou através de métodos microscópicos onde através da confecção
de lâminas de vidro se fazem observações no microscópico polarizante.

14. 14
b) MÉTODOS INDIRETOS: a estrutura é estudada através de suas causas e conseqüências.
As causas são os agentes físicos, químicos e físico-químicos necessários à formação dos
agregados. As conseqüências são características do solo relacionadas ao crescimento das
plantas: tamanho, distribuição e estabilidade dos agregados. Os principais parâmetros
estudados são a agregação e a porosidade, que pode ser feita pelo TAMIZAMENTO A
SECO ou TAMIZAMENTO ÚMIDO.
9. COLETA DE SOLOS EM VIVEIROS DE PISCICULTURA
O solo dos viveiros irá influenciar a qualidade da água. Suas características físicas,
químicas e minerais serão semelhantes aos solos inundados cultivados com arrroz. A
amostragem dos solos do fundo dos viveiros é fundamental para caracterizar as condições
químicas possibilitando avaliar os sedimentos e identificar alternativas que otimizem o
manejo da qualidade da água.
A partir de uma análise química do solo pode-se optar-se por alternativas de manejo,
opção de construção do tanque e da calagem e fertilização dos mesmos. A metodologia de
coleta é sempre uma fonte de erro que leva a uma alta variabilidade nos resultados obtidos
diminuindo a confiabilidade nos resultados obtidos.
Há diversos fatores que podem afetar os resultados das análises tais como: o número
de amostra, os pontos em que será coletada, a espessura da camada coletada, tipo de
amostrador, as técnicas de secagem, o tamizamento e a estocagem da amostra.
A definição dos pontos de coleta no interior do viveiro deve ser realizada de modo que
seja a mais representativa possível. Para isso o viveiro deverá ser subdividido em sete parcelas
de tamanho semelhante, em cada uma, um “S” imaginário devem ser traçados e realizar sob
essa orientação 7 coletas, as quais formarão uma amostra composta para análise. A coleta das
amostras pode ser feita utilizando um enxadão, ou trado ou outro implemento que assegure a
coleta sempre na mesma profundidade e volume. Após a coleta o material deverá ser enviado
para a análise de solos em laboratórios de rotina para fins agrícolas.
Os solos podem ser classificados para a exploração de peixes em função das limitações
como leve, moderada e severa. Solo com leve limitação seriam solos com propriedade
favoráveis ao uso sem necessidade de nenhuma medida especial para a construção de um
viveiro para piscicultura. Solos com moderada limitação são aqueles que requerem uma
atenção especial para o seu uso, tais como planificação, ou medidas de manejo ou de

15. 15
manutenção, por exemplo, a necessidade de compactação para reduzir a porosidade. Solos
com severas limitações são os que possuem uma ou mais propriedades do solo
desfavoráveis. Como exemplos têm-se, os solos muito declivosos, solos ácidos por sulfitos
ou com alta condutividade hidráulica.
Na região do Alabama algumas características são consideradas como limitantes a
construção de viveiros de piscicultura (Boyd, 1982). São elas a acidez do solo com pH
inferior a 4,5, a presença de camadas de matéria orgânica maior que 80 cm, a necessidade
de calagem superior a 10 t ha-1, solos com menos de 10% de argila e com inundações
freqüentes. Também são limitantes a presença de fragmentos de rochas, ou a presença da
mesma a cerca de um metro de profundidade, e solos com mais de 5% de declividade.
TABELA 1. Características dos solos, taxas de limitações e fatores restritivos para construção
de viveiros para tilapicultura.
Taxas de limitações
Características Leve Moderada Severa
Fatores restritivos
1. Classes de solos Planossolo Argissolo Litossolo
2. Profundidade da camada sulfídica (cm) > 140 > 140 > 140
Profundidade do viveiro e acidez ou toxicidade.
3. Espessura de solo orgânico (cm) < 10 10 – 50 > 50
Drenagem, difícil compactar e liberação de amônia.
4. Acidez trocável (%)
Alimentação, dureza e variação de pH.
Larvicultura (< 0,5 g) 5 5 – 10 > 10
Produção primária sensível a acidez.
Crescimento (0,5 – 180 g) 10 10 - 20 > 20
Produção primária / alimento (+ ração).

16. 16
Engorda e terminação (180 –350g) < 20 20 – 35 > 35
Retenção de nutrientes pelo ferro ou alumínio.
5. Necessidade de calagem (t ha-1) <2 2–5 >5 Acidez
mineral (dureza) e valor de pH.
6. pH da camada de 50 – 100 cm do fundo > 5,5 4,5 – 5,5 < 4,5 Muito
ácido.
7. Teor de argila ( %) 25 - 50 15 – 25 < 15
Drenagem excessiva e turbidez.
8. Declividade do solo ( %) <2 2–5 >5
Declive, drenagem e custos.
9. Altura da fonte em relação ao viveiro (%) > 75 25 – 75 < 25 Difícil
drenar e diluição.
10. Freqüência de inundações nenhuma nenhuma ocasional
Inundação e profundidade da fonte de água.
11. Cascalhos pequenos > 2mm ( %) < 25 25 – 50 > 50
Infiltração e impermeabilização dos viveiros.
12. Grandes cascalhos ou pedras > 7mm ( %) < 10 10 – 25 > 25
Infiltração e impermeabilização dos viveiros.
13. Matéria orgânica decomposta ( %)
a) Solos com < 60% de argila <4 4 – 12 > 12 Muito
húmus, maior turbidez e acidificação. Redução.
b) Solos com > 60% de argila <8 8 – 18 > 18
Ambiente redutor. Maior turbidez e acidificação.
14. Profundidade da rocha (cm) > 200 200 - 150 < 150
Drenagem excessiva e tanques rasos.
15. Condutividade hidráulica (L s-1) baixa média alta
Drenagem / saturação de água.
10. CALAGEM E ADUBAÇÃO DOS VIVEIROS
As práticas de calagem e adubação de viveiros destinados à criação de peixes devem
ser vista como procedimento normal, sendo necessária em viveiros onde ocorram cultivos
extensivos e semi-intensivos. A aplicação do calcário terá como objetivo a correção do pH da
água e aumento da dureza da mesma, fatores importantes para a criação, sobrevivência e
desenvolvimento dos peixes cultivados. A calagem vem a melhorar as características físicas e

17. 17
químicas do solo proporcionando assim um melhor aproveitamento dos nutrientes orgânicos e
inorgânicos.
10.1. OS EFEITOS DA CALAGEM NOS VIVEIROS
Os peixes destinados para produção não sobrevivem com pH menor que 5, e valores
de pH de 5 a 6 irão sobreviver mas não irão crescer e reproduzir normalmente. A faixa de pH
ideal para a maioria dos peixes é de 6,5 a 8,5, sendo ideal um pH neutro (7,0). O maior
problema do pH é a sua grande variação em períodos curtos que dificultam a adaptação dos
peixes. Há situações em que o pH é adequado para os peixes mais os valores de alcalinidade
CO32-, HCO3- são baixos e a lama do fundo dos viveiros são ácidas.
Com o crescimento excessivo de fitoplâncton por aplicação de fósforo em água de
baixa alcalinidade CO32-, HCO3- o pH pode elevar-se a níveis indesejáveis por causa da
remoção do dióxido de carbono (CO2).
Existem três tipos de acidez em viveiros de piscicultura que irão justificar a aplicação de
calcário: a) viveiros com valores baixos de pH e baixa alcalinidade da água; b) viveiros
distróficos com água ricas em substâncias húmicas e lama com grande estoque de matéria
orgânica decompondo lentamente; c) viveiros distróficos com acidez elevada resultante de
sulfato no solo (enxofre).
A calagem fornece os íons cálcio e magnésio que irão contribuir na alcalinidade
CO32-, HCO3- e com a dureza total  Ca2+, Mg2+ . As algas requerem cerca de 5mg L-1 de
Ca2+ e 2 mg L-1 de Mg2+ para terem um crescimento máximo, correspondendo a uma dureza
de 20,7 mg L-1 . Os peixes também requerem certos níveis destes nutrientes na água.
Observações mostram que esses não se desenvolvem muito bem se a dureza da água for
menor que 20 mg L-1.
O produtor deve estar atento em realizar a calagem dos viveiros principalmente na fase
de alevinagem, já que é nessa em que podem ocorrem mais problemas e caso mal realizada a
fase de crescimento/engorda poderá ser comprometida pelo mau manejo realizado na fase
anterior.

18. 18
10.2. A CALAGEM DO SOLO
A calagem pode ser feita no solo ou diretamente na água. Essa é realizada no solo por
ocasião da construção dos viveiros, quando o solo apresenta-se ácido ou com baixos teores de
cálcio. Para se determinar a quantidade de calcário necessária para a correção desses viveiros
podem-se aplicar os mesmos cálculos e fórmulas utilizadas para solos agrícolas. Antes de
qualquer aplicação é necessária a coleta desse solo para posterior análise. É aconselhável
realizar essa coleta como sugere Ribeiro et al. 2005, dividindo-se o viveiro em quadras e
coletando-se em “S” para se ter uma melhor representação do local. Segue abaixo alguns
exemplos que podem ser utilizados:
 3,5 – (Ca++ + Mg++) = t ha-1
 NC (t ha-1) = (V2-V1) T / PRNT, onde
NC (t ha-1) = necessidade de calcário, em toneladas por hectare;
V2 = saturação que será elevado o solo (70%);
V1 = saturação de bases existente no solo.
Em solos eutróficos com alta saturação de bases não será necessária aplicação de
calcário no solo.
10.3. OS CALCÁRIOS A SEREM UTILIZADOS E SUA AÇÃO
Os calcários utilizados em viveiros de piscicultura são os mesmos utilizados na
agricultura, tendo-se o Calcário Magnesianos, Calcíticos e Dolomíticos. O uso de cada um
estará relacionado principalmente com o fator preço e o nível necessário para a correção.
Estes são utilizados principalmente para elevar os teores de cálcio e magnésio do solo ou da

19. 19
água. Para a esterilização do solo por ocasião da limpeza dos viveiros utiliza-se a cal
hidratada ou a cal virgem que também irão contribuir com a dureza da água.
10.4. CALAGEM DE LIMPEZA DOS VIVEIROS COM CAL
Após a drenagem dos viveiros necessita-se realizar o tratamento, limpeza, desinfecção
do fundo destes com cal virgem (CaO) ou cal hidratada (Ca (OH)2 ). Esta aplicação irá
destruir os parasitos e outros organismos indesejáveis que possam interferir na produção
piscícola. Usualmente se recomenda 1,0 a 1,5 t ha-1, deixando-se em repouso entre 10 a 14
dias. A morte dos organismos irá ocorrer tanto pela elevação da temperatura como pela
elevação brusca de pH, este chegando entorno de 9,2.
10.5. CALAGEM DA ÁGUA DO VIVEIRO
Há outras recomendações de calagem (Boyd, 1997) que considera a alcalinidade
CO32-, HCO3- da água. Viveiros com alcalinidade CO32-, HCO3- abaixo de 20 mg L-1
respondem bem a calagem. Em viveiros de tilápias ocorrem respostas até que a alcalinidade
CO32-, HCO3- atinja 50-60 mg L-1. Para valores de alcalinidade de 0-5; 5-10; 10-15 e 15-50
recomenda-se respectivamente, 4; 3; 2; e 1 toneladas por hectare de calcário. A calagem para
o fundo dos viveiros pode ser feita em função do pH do solo. Viveiros que apresentem pH 7 -
7,5: 6,0 – 7,0 ; 5,0 – 6,0 e pH menor que 5,0, recomendam-se quantidades de 0,5; 1,5; 2,0 e
4,0 t ha–1 de calcário respectivamente.
10.6. A ADUBAÇÃO DA ÁGUA DO VIVEIRO
A adubação dos viveiros é um procedimento realizado visando-se o aumento da
produção primária para aumentar a produtividade final, diminuição da transparência da água
para o controle de macrófitas e estratificação térmica. A adubação incorpora aos viveiros os
três principais nutrientes para a produção de fitoplâcton: o nitrogênio (N), o carbono (C) e o
fósforo (P). O nitrogênio e fósforo são elementos necessários para a produção primária,
secundária (zooplâcton) e dos peixes como o último elo da cadeia alimentar. O carbono tem
sua importância na fotossíntese dos organismos primários e encontra-se normalmente como
produto final dessa ou na decomposição de matéria orgânica como as sobras de ração.

20. 20
A adubação em viveiros pode ser de duas formas, a adubação orgânica com a
utilização de estercos de animais de cultivos, ou adubação química, na qual se incluem
inúmeros compostos que são destinados a produção agrícola.
Como adubos orgânicos podem ser utilizados estercos de bovinos, suínos, ovinos, aves
e coelhos. Em experimentos realizados demonstram que o esterco de aves proporciona uma
maior produção primária que os demais estercos citados. Para o desenvolvimento de juvenis
de piracanjuba (Brycon orbignyannus), Feiden e Hayashi 2005 também concluíram que o
esterco de aves proporcionou um maior desenvolvimento que os demais estercos utilizados.
Recomenda-se a aplicação de quatro a oito toneladas por hectare divididas em aplicações
quinzenais.
TABELA 2. Composição dos principais adubos orgânicos.
Espécie Composição (%)
H2 O N P K2O
Aves 57 1,31 0,4 0,34
Bovinos 75 0,23 0,44 0,29
Ovinos 60 0,77 0,39 0,59
Suinos 74 0,84 0,39 0,32
A adubação química tem como seus principais compostos o superfosfato simples (SS),
superfosfato triplo (ST), sulfato de amônia (SA) e uréia. Realizar aplicação de 200 a 500 Kg
de sulfato de amônio e 100 a 200Kg de superfosfato simples por hectare/ ano
TABELA 3. Composição dos principais adubos químicos.
Fertilizantes Composição
N P K
Uréia 40-46 0 0
Cloreto de amônio 26 0 0
Nitrato de amônio 26 0 0
Superfosfato simples 0 15 0
Superfosfato triplo 0 45 0
NPK 20 20 5
A adubação tanto orgânica quanto química deve ser realizada sete dias após a calagem.
11. AMBIENTE E ÁGUA PARA A PISCICULTURA

21. 21
A água é um componente essencial na Terra dominando a composição química
de todos os organismos além de ser indispensável para a piscicultura, meio onde vivem os
peixes. Possui propriedades físicas e químicas de grande importância como:
 Calor Especifico - quantidade de calor necessário para elevar em um grau
centígrado, um grama de água – por definição corresponde a uma caloria (1,0
cal), este valor é considerado alto;
 Calor de vaporização – a água possui um alto valor para esta característica,
o
sendo que a 10 C é de 540 cal/g.
 Viscosidade – capacidade de oferecer resistência ao movimento – com 30
0
C a água tem a metade da viscosidade que à cinco graus centígrados.
Portanto a viscosidade diminui com a temperatura;
 Densidade – A água apresenta densidade variável, de acordo com as
condições do meio, a maior densidade d’água é atingida a zero grau
centígrado ( daí o porque da pedra de gelo flutuar na água em estado
líquido) ;
As peculiaridades das características da água, líquido-sólidas, tornam-na um
ambiente estratificável que afetam as dinâmicas químicas e biológicas dos corpos d’água
como os tanques de cultivo. Entretanto diferente do meio aéreo, apresenta-se como um meio
temperado, onde as flutuações extremas de suas características e temperatura se encontram
mais amenas.
11.1-TEMPERATURA
O calor incidente na superfície da água é absorvido e transformado em energia
calorífica e então propagado por toda extensão da água. A intensidade deste processo de
absorção é mais intenso na superfície d’água, até um metro de profundidade, sendo que
quanto mais profundo o tanque, mais diferenças em temperaturas serão encontradas entre a
superfície, meio e fundo do tanque.
Essas diferenças térmicas fazem com que haja diferentes valores de densidade em
cada uma delas, o que impede a água se misturar em toda a coluna. Dessa forma, na ausência
de fatores que provoquem turbulência na água e mistura, não haverá distribuição uniforme de
calor tornando o ambiente aquático estratificado. Quando isto ocorre, normalmente apresenta-
se estratificado para quase todos os outros fatores físicos e químicos, com efeitos sobre as
condições biológicas do ambiente, devido à grande inter-relação entre todos estes fatores. Este

22. 22
fenômeno é mais freqüente e com maiores conseqüências em regiões tropicais, devido às
maiores temperaturas observadas, pois os limites entre as camadas tornam-se, como já ditos
barreiras físicas, o que pode influenciar na qualidade d’água nas diferentes camadas, um
exemplo é quanto a distribuição espacial dos gases no ambiente aquático, na ausência de
fatores que provoquem a movimentação (turbulência) d’água através do vento do
funcionamento de aeradores, infusores de ar, motores ,etc) ocorre estratificação da coluna
d’água, tornando-a, teoricamente, como mostra a figura abaixo:
FIGURA 1. Esquema de estratificação térmica de um ambiente aquático.
Em um ambiente aquático estratificado, a concentração de gases e sais, como O2,
CO2 PO43- apresenta comportamento diferenciado em cada camada, e pode ser ilustrada na
Figura 2. (Esquema exemplificando a distribuição dos gases e sais no ambiente aquático):
FIGURA 2. Exemplificação da distribuição dos gases e sais na estratificação
térmica.
O extrato superior é rico em O2 favorecendo a permanência de peixes .Entretanto,
quanto a produtividade primária (fitoplâncton) não apresenta-se favorável devido às baixas

23. 23
concentrações de CO2 e PO43- , trazendo conseqüências na produção de zooplâncton na
coluna de água, devido a que seu substrato (fitoplâncton) encontra melhores condições no
estrato inferior do tanque, a qual não possui concentração satisfatória de O2 , vital para a
sobrevivência. De maneira geral a distribuição e disponibilidade de gases e sais na coluna
d’água afeta diretamente a distribuição e a sobrevivência dos organismos aquáticos.
Sendo assim é valido pensar que a estratificação térmica em tanques de piscicultura
não é desejável, visto que suas implicações biológicas, principalmente quanto ao aspecto da
distribuição de O2 na coluna d’água que em situações de alta demanda biológica, pode tornar-
se limitante para o bom desenvolvimento, ou até para a sobrevivência dos peixes. Daí a
importância do uso, quando necessário, de aeradores, que além de atuarem como
oxigenadores, ainda desempenham papel importante na desestratificação dos ambientes
aquáticos.
11.2. TRANSPARÊNCIA DA ÁGUA
A transparência é esta diretamente relacionada com a produção de fitoplâncton. Da
luz incidente sobre o corpo aquático, uma parte é refletida e a outra é absorvida. Para a
piscicultura o importante é a parte absorvida pelo corpo d’água.
A parte do corpo d’água a qual recebe a luz pode variar em termos de profundidade,
de alguns centímetros a até alguns metros, dependendo do grau de turbidez, pode ser
influenciado tanto por fatores abióticos (partículas sólidas em suspensão ) quanto por bióticos
(plâncton). A parte iluminada da coluna d’água é conhecida como zona eufótica ou fótica,
seu limite inferior é geralmente assumido como sendo aquela profundidade onde a
intensidade da radiação corresponde a 1% da que atinge a supefície. Este limite é chamado
de “ponto de compensação”, pois nesse local a produção primária líquida é semelhante à
respiração das comunidades. Esse limite pode variar considerando as regiões tropicais ou
temperadas, sendo geralmente maior nas primeiras
A medida da transparência d’água é feita da maneira mais simplificada, com a
utilização de um disco branco com faixas negras alternadas, com 20 a 30 cm de diâmetro,
este aparelho é chamado disco de Secchi (Figura 3).
Basta mergulhar o disco na água em uma região sombreada do tanque, com o auxílio

24. 24
FIGURA 3. Disco de Secchi
de um cordão graduado. A profundidade de seu desaparecimento é conhecida popularmente
por “profundidade de Secchi” e, essa é inversamente proporcional à concentração de
partículas inorgânicas e/ou orgânicas em suspensão na água .A profundidade do Secchi é
aquela na qual a radiação de 400 a 740 nm, portanto a faixa visível, refletida do disco não é
mais visível ao olho humano .
A faixa ideal para a profundidade de Secchi em tanques de piscicultura, dependendo
da profundidade do tanque e, desde que o fundo não esteja visível, está entre 25 a 70 cm.
Como geralmente a turbidez d’água. é diretamente proporcional à quantidade de plâncton na
água, através dessa medida é possível determinar-se estimativamente a produtividade
primária do tanque. Para medidas inferiores a 20 cm, recomenda-se cessar a fertilização dos
tanques de piscicultura .
A profundidade de Secchi pode também nos dá idéia do tempo necessário para que
se reduza uma determinada quantidade de oxigênio dissolvido em um viveiro, como se
encontra ilustrado na tabela 4.
TABELA 4. Simulação do número de dias necessários para que a concentração de O2
dissolvido decline 2,0 mg/1 em tanques com quantidades variáveis de radiação solar e
visibilidade de Secchi (BOYD, 1982).
Visibilidade de Secchi (cm) Radiação Solar (Langleys/dia)
50 100 150 200 300 400
30 0 0 0 0 0 0
40 1 1 1 1 1 1
50 1 1 1 1 1 3
60 1 1 1 1 2 4
70 1 1 1 1 2 5
80 1 1 1 2 3 6
* = assumindo-se que a concentração inicial de oxigênio no escuro seja de 10 mg/l, tanques com 1,0 m de
profundidade, 2240 kg/há de “catfish”, e temperatura da água a 30o C no escuro e 28oC na madrugada.

25. 25
Geralmente a coloração apresentada pela a água é reflexo do tipo partícula que
encontra-se em susp suspensão na mesma, portanto, o excesso de material inorgânico em
suspensão, confere a água uma coloração avermelhada ( a tonalidade depende do tipo e
coloração do solo no local), isso não é desejável, pois pode prejudicar os peixes, então além
da medida deve-se estar atento para este detalhe , para não ocorrer erros de interpretação.
11.3. OXIGÊNIO DISSOLVIDO
O oxigênio é o gás mais importante para os peixes, por isso, em termos de
piscicultura é a ele que devemos dar maior importância. As fontes de O2 são a atmosfera e
a fotossíntese.
Na água, este gás é consumido através da decomposição da matéria orgânica e
oxidação de íons metálicos, como o de ferro e o manganês.A concentração de O2 dissolvido
na água varia continuamente durante o dia devido aos processos físicos, químicos e
biológicos, como pode ser observado na Figura 4.
FIGURA 4. Mudanças diárias nas concentrações de oxigênio dissolvido na
superfície da água (0,0 a 0,5 m) de tanques com “blooms” de
plâncton, leve, moderado e forte.

26. 26
Os fatores que afetam a solubilidade do oxigênio na água são: temperatura, pressão
atmosférica e a salinidade. De forma que o oxigênio se apresenta inversamente relacionado
com a temperatura e a salinidade e diretamente proporcional com a pressão atmosférica.
TABELA 5. Solubilidade em água pura de oxigênio do ar saturado a 760 mm de pressão a
uma temperatura.
Temperatura (°C) Oxigênio (mg/L) Temperatura (°C) Oxigênio (mg/L)
0 14,66 18 9,18
1 13,77 19 9,01
2 13,40 20 8,84
3 13,05 21 8,68
4 12,70 22 8,53
5 12,37 23 8,38
6 12,06 24 8,25
7 11,76 25 8,11
8 11,47 26 7,99
9 11,19 27 7,86
10 10,92 28 7,75
11 10,67 29 7,64
12 10,43 30 7,53
13 10,2 31 7,42
14 9,98 32 7,32
15 9,76 33 7,22
16 9,56 34 7,13
17 9,37 35 7,04
Fonte: Truesdale et al. Citado por Wetzel (9181).
Outros fatores que atuam sobre a solubilidade do oxigênio são a turbidez, a presença
de amoníaco, nitrito e ácido carbônico (HCO3), que de forma geral também atuam no
ambiente fazendo com que haja aumento na demanda de O2dissolvido.
Em ambientes aquáticos o maior responsável pela variação nas concentrações de O2
dissolvido é o processo de fotossíntese/respiração (durante a noite, o plâncton pode
remover, através da respiração, até 0,36 mg/1 de O2 dissolvido da água. Num período
noturno de 12 horas, atinge-se um decréscimo total de 4,32 mg de O2/1/noite ) e/ou
decomposição. A amplitude desta variação é função principalmente de densidade das
populações de fitoplânc7ton, macrófitas aquáticas e de bactérias, que por sua vez estão
diretamente relacionados com o número de horas de luz por dia, luminosidade,
temperatura e disponibilidade de nutrientes, e também pela profundidade do tanque
(Figura 5.)

27. 27
FIGURA 5. Concentrações de oxigênio dissolvido em diferentes profundidades em tanques
com “blooms” de plâncton, leve, moderado e forte .
Em tanques de piscicultura, geralmente ambientes rasos, a concentração de O2
apresenta seus menores valores no período da madrugada ou da manhã, o que torna a coluna
d’água freqüentemente anaeróbia, daí a alta taxa de mortalidade apresentada, em alguns
casos, nesses horários principalmente. Outro fator complicador dessa situação é a formação
de gases nocivos, tais como: gás sulfídrico e o metano, formados em condições anaeróbias no
ambiente aquático.
De modo geral, os valores entre 0 – 1mg de oxigênio por litro de água é letal aos
peixes, de 2 – 3, os peixes permanecem em estresse e, de 4 – 6 miligramas de oxigênio por
litro de água, é a condição ideal para a maior parte das espécies de peixes cultivados no
Brasil. Sabendo-se da importância do O2 dissolvido para a piscicultura, o produtor deve
preocupar-se com esse fator, de forma que seu sucesso na atividade está diretamente
relacionado ao esforço gasto no seu controle .
Para a implantação de uma piscigranja, há necessidade de água em quantidade e de
boa qualidade (10 a 15 1/ há/ segundo), no caso desta premissa básica não for possível de
ser atingida, é necessário o uso de alternativas de controle de O2 como por exemplo, a
observação do comportamento dos peixes, uso de aeradores, oxigenadores, filtros biológicos
para a reciclagem de água, etc. A Figura 6. nos dá idéia do comportamento das
concentrações de O2 dissolvido em um tanque de peixes com problemas crônicos em
relação a este elemento e, efeito do uso de aeração, para a convivência com o problema.

28. 28
FIGURA 6. Concentração de oxigênio dissolvido á tarde e de manhã em um tanque
de peixes com um problema crônico com relação a este gás.As setas indicam o efeito
do uso emergencial de aeração.
Para monitorar o oxigênio, pode ser utilizado o método químico de Winkler (método
colorimétrico, por titulação), ou através do uso de aparelhos eletrônicos (oxímetros) que
tenham esta função. O uso deste aparelho é bastante prático e de rápida análise das medidas.
Cada espécie de peixe possui um limite de resistência quanto à concentração de O2
dissolvido na água e isso varia com a idade e o estado fisiológico, por este motivo é
importante o acompanhamento visual dos animais para que as providências necessárias
possam ser tomadas de imediato. Entretanto, a partir do momento que as concentrações
desse elemento atinjam níveis inferiores a 4mg/L, é importante o piscicultor ficar atento,
principalmente no período noturno, em dias nublados e na fase final de terminação, casos em
que a demanda bioquímica de O2 é maior.
Problemas com O2 dissolvido em qualquer tanque podem ser notados a partir da
observação da aparência da água, como mudança rápida da cor da mesma, verde para marrom
ou cinza, por exemplo, e, do comportamento dos peixes com presença de um grande número
deles na superfície da água, “bloqueando” ou tentando “sugar” o oxigênio existente no limite
ar-água. Pode-se estimar o consumo de oxigênio de um peixe, conhecendo-se seu peso, a
temperatura da água e de algumas constantes matemáticas preestabelecidas, calculadas a
partir da temperatura da água e outros fatores. Como por exemplo:
- Em um tanque com 3.200Kg de peixe, assumindo-se 12 horas de noite , podem
assumir 0,00028Kg de O2/Kg de peixe, de peixe por hora, multiplicado por 12 horas, totaliza-
se um consumo de 10,75 Kg de O2 /noite.
11.4. POTENCIAL HIDROGENIÔNICO (PH)

29. 29
O potencial hidrogenionico é o processo de dissociação da molécula de água
liberando ao meio uma certa quantidade de íons H+ sem quebrar o equilíbrio (H2O = H+ +
OH ).
Quando a quantidade de íons H+ é igual a de íons OH- em uma solução, ela é dita
como neutra. Já quando há uma “vantagem” para os íons H+ a solução é dita ácida, quando
o contrário é alcalina ou básica.
O pH, que é definido como logaritmo negativo da concentração molar de íons
hidrogênio é a medida que expressa a acidez ou alcalinidade de uma solução e, além de ser
influenciado pela quantidade de íons H+ e OH-, ainda é afetado fortemente por sais, ácidos e
bases que ocorram no meio.
Os valores de pH variam de 1,0 a 14,0 sendo que abaixo de 5,0 é letal à maioria
dos peixes, entre 5,0 e 6,0 causa queda no desenvolvimento, entre 6,5 a 9,5 permite um
desenvolvimento satisfatório, entre 7,0 a 8,5 é a faixa ideal ao desenvolvimento dos peixes e,
acima de 11,0 também é letal.
Em viveiros de piscicultura o pH é influenciado pela concentração de íons H+
originados da dissociação do ácido carbônico (H2CO3 <=>2 H + CO32-) , pelas reações de
2-
íons carbonato e bicarbonato (CO3 +H2OHCO3 +OH ; H2OH2CO3+OH), pelo
processo de fotossíntese da respiração( CO32-+ H2O c/ luz
 s/ luz CH2O + O2),por causas do
manejo como adubação e calagem, ou mesmo pela poluição. Ainda é importante salientar
que alterações no pH da água podem causar mortalidade em peixes. Essas alterações em
diferentes proporções, dependendo da capacidade de adaptação da espécie, através da maior
ou menor dificuldade de estabelecer o equilíbrio osmótico em nível de brânquias, podem
determinar grandes dificuldades respiratórias nas espécie ou indivíduos menos versáteis ou
resistentes, levando-os à morte.
O comportamento do pH no período de 24 horas segue de maneira diretamente
proporcional o do O2 dissolvido e, inversamente o do CO2 (Figura 7). Portanto intensos
“blooms” de algas em tanques com baixas taxas de renovação de água, dependendo da
densidade de estocagem, poderão apresentar altas taxas de mortalidade de peixes,
principalmente durante a noite e madrugada. Isto ocorre devido às altas concentrações de
CO2 no meio, oriundo do processo de respiração dos fitoplânctons . Este gás quando está livre
no meio aquático, reage com a água promovendo a liberação de íons (CO2- +H2O H2CO3
HCO3+H+ CO3= + H+ ), consequentemente baixando o pH e, devido ao conjunto destes
processos, a concentração de O2 poderá chegar a zero.

30. 30
FIGURA 7. Exemplo ilustrativo do comportamento do pH e das de O2 e CO2
livre , para um ciclo diário de 24 horas em um ambiente aquático.
11.5. GÁS CARBÔNICO
O gás carbônico é um gás que apresenta uma grande importância no meio aquático,
como visto anteriormente o O2 dissolvido em pH.Esse gás pode causar problemas para a
piscicultura, no entanto, seus efeitos patogênicos são geralmente causados pela asfixia que
pode provocar. Nem sempre o CO2 é tóxico para os peixes. A maior parte das espécies
podem sobreviver por vários dias em água contendo mais que 60 mg/1, desde que esta água
apresente um aporte substancial de O2 para o peixe e,como já foi visto, normalmente as altas
concentrações de CO2 na água estão sempre acompanhados de baixas concentrações de O2,
por terem estes comportamentos inversamente proporcionais (Figura 7.)
Considerando-se os processos naturais no ambiente, particularmente altas
concentrações de CO2 ocorrem em tanques após grande mortalidade de fitoplâncton,
desestratificação térmica e quando o clima apresenta-se nublado.
É de difícil constatação, tendo em vista que ele se transforma em carbonatos e
bicarbonatos, mas sabe-se que este é capaz de acidificar a água quando esta apresenta baixa
alcalinidade .Há estudos que indicam que em águas com concentrações de CO2 superiores a
20mg/litro, tem-se constatado a existência de lesões calcificadas. Isto pode se agravar em

31. 31
águas com baixas concentrações de magnésio (águas moles), nesta condição, 30 mg de CO2
na água pode levar o pH da mesma a 4,8.
11.6. ALCALINIDADE
A alcalinidade é a capacidade da água em neutralizar ácidos. Refere-se à
concentração total de sais na água, sendo expressa em miligrama por litro, em equivalente de
carbonato de cálcio (CaCO3), bicarbonato (HCO3), carbonato (CO3) ,amônia (NH3 ), hidroxila
(OH), fosfato (PO4 =), sílica (SiO4 ) e alguns ácidos orgânicos podem reagir para neutralizar
íons hidrôgênio(H+). Para viveiros de piscicultura são desejáveis valores de alcalinidade
acima de 20mg/1, sendo que valores entre 200-300mg/1 são os mais indicados.
Existem pelo menos três tipos de alcanilidade :
- alcalinidade total-OH - , CO3- e HCO3- ;
- alcalinidade de fenolftaleína- OH- e CO3= ;
- alcalinidade de carbonato - CO3= e HCO3- ;
Destes três, a última é a que realmente interessa à piscicultura, pois na presença de
CO3 dissolvido pode haver a solubilização de bicabornato de cálcio (CaCO3 + H2O + CO2
Ca + + 2HCO3-). Então mudanças nas concentrações de CO2 podem alterar as proporções
de carbonato e bicarbonato no meio, ao longo do dia.
11.7. DUREZA DA ÁGUA
Este termo indica o teor de íons de cálcio e magnésio que estão combinados a
carbonatos ou bicarbonatos, ou mesmo sulfetos e cloretos.
A dureza total apresenta-se geralmente relacionada com os ânions da alcalinidade e
os cátions da dureza são derivados de soluções minerais .Grosseiramente pode-se definir a
dureza da água como sua capacidade em resistir às alterações de pH durante um ciclo diário
de 24 horas. É também importante salientar que apesar da correlação positiva existente entre a
dureza e a alcalinidade nem sempre é verdade dizer que águas altamente alcalinas apresentam
alta dureza.
11.8. CONDUTIVIDADE ELÉTRICA
A condutividade elétrica é a medida direta da quantidade de íons na água (teor de
sais na água). Altos valores de condutividade indicam altas taxas de decomposição,

32. 32
fornecendo dessa forma informações sobre a disponibilidade de nutrientes no meio aquático,
bem como ajuda a detectar a incidência de poluição na água.
Quanto maior a concentração iônica, maior será a capacidade da água em conduzir
eletricidade. Os valores de condutividade desejáveis em piscicultura encontra-se entre 20 e
100 S/cm. Em um ambiente estratificado o epilímnio apresenta altos valores de
condutividade.
11.9. FÓSFORO
O fósforo é o elemento mais limitante aos organismos produtores primários. Este é o
elemento que retarda a euforização natural .Apresenta rápido tempo de renovação e a maior
porcentagem encontra-se na matéria orgânica (aproximadamente 90%). O esquema básico do
ciclo do fósforo está representado na Figura 8.
FIGURA 8. O ciclo do fósforo em um tanque de peixes.
A única forma disponível de fósforo para os organismo produtores é como
ortofosfato (PO3 3-). As concentrações de fósforo são influenciadas pelo Fe,Mn ,Al, hidróxido
de cálcio, argilas, areias, etc. Este elemento pode originar-se do intemperismo de rochas,
como apatita, por exemplo, de excretas humanas, detergentes, fertilizantes (mais
recentemente). Apresenta-se na forma de P-total, P-particulado e P- dissovido, sxendo que o
P-total = P-particulado + P- dissovido.
O P-particulado é originado da matéria orgânica (DNA ,RNA, fosfoproteínas,etc.)
adsorvido em matéria orgânica.

33. 33
O P-dissolvido pode ser orgânico (fosfotase, fosfolipídios, ATP, fosfoproteínas, etc.)
ou inorgânico (ortofosfato ,monidrogem fosfato férrico, etc.)
O fósforo é de grande importância para o ambiente aquático, pois armazena energia
(ATP), faz parte da estrutura da membrana celular, é o fator limitante na produtividade
primária e responsável pela eutrofização artificial. O fósforo, orgânico ou inorgânico, pode
apresentar-se na forma solúvel.
11.10. ENXOFRE
Em ambientes aquáticos o enxofre pode apresentar-se sob várias formas (íon, sulfato,
íon sulfito, íon sulfeto, gás sulfídrico, enxofre molecular, associados a metais, etc.).As formas
mais comuns são o íon sulfato e o gás sulfídrico, sendo o primeiro a principal fonte de enxofre
para os produtos primários.
A grande maioria do enxofre presente na matéria orgânica faz parte da constituição
da proteína. Os organismos decompositores de matéria orgânica como as bactérias usam o
enxofre como constituinte de seu próprio tecido mineralizado como sulfato de hidrogênio em
condições anaeróbias.
Em condição de redução drástica nas quantidades de O2dissolvido o gás sulfídrico
(formado através de processos de redução, que ocorrem pela atuação dos microorganismos)
acumula-se no hipolímnio, provocando mortalidade nos organismos aquáticos que ocupem
esta porção do ambiente, pois este gás atua em nível de enzimas, inibindo a cadeia respiratória
e, em nível de inativação da hemoglobina do ponto de vista respiratório.
11.11. NITROGÊNIO
O nitrogênio apresenta-se presente no meio aquático de diferentes formas: N2 (não
utilizável), como constituinte de compostos orgânicos dissolvidos ( purinas, aminas,
aminoácidos, etc. proteínas), na forma de compostos particulados (plâncton e detritos), na
forma de nitratos e nitritos (NO3 e NO2 , respectivamente) e na forma de amônio (NH4 + ).
De modo geral o ciclo do nitrogênio está mais interligado ás ações biológicas (Figura
9). O nitrogênio origina-se de aportes fluviais e lençóis freáticos, da decomposição da matéria
orgânica e da fixação biológica. Os nitratos e o amônio são as principais formas assimiláveis
pelos produtores, os nitritos ocorrem em baixas concentrações (predomina em um meio
anaeróbio), pode também ser assimilável e é tóxico aos organismos aquáticos em elevadas
concentrações.

34. 34
O nitrito após absorvido pelos peixes, reage com a hemoglobina para formar a
metaglobina, esta não é efetiva no transporte de O2. Portanto uma continuada absorção do
nitrito pode levar os peixes à morte por hipoxia e cianose.
FIGURA
9. Resumo esquemático do ciclo do nitrogênio.
O amônio é de assimilação vantajosa para os produtores, em elevados valores de pH
pode transformar-se em amônia (NH3 ) não ionizada, que é um gás tóxico para os peixes em
concentrações entre 0,20 e 3,00 mg/litro.
A exposição dos peixes à amônia não ionizada , pode provocar-lhes a elevação do pH
do sangue, afeta a permeabilidade interna de íons pela água, aumenta o consumo de O2,
aumenta a susceptibilidade à doenças, afeta os rins e baço, entre outras ações.
12. EFEITOS DA AMÔNIA, DO NITRATO E DO NITRITO, EM PEIXES
Ricardo Pereira Ribeiro
O nitrogênio apresenta-se no meio aquático de diferentes formas: gás nitrogênio (N2
– não utilizável), nitrato (NO3-), nitrito (NO2-), amônio (NH4+), amônia (NH3) e óxido nitroso
(N2O), além de várias outras formas de nitrogênio orgânico, os quais podem ser desde
compostos dissolvidos, relativamente simples, tais como, aminoácidos a até complexos
particulados de matéria orgânica, como proteínas.
O nitrogênio origina-se de aportes fluviais e lençóis freáticos, da decomposição da
matéria orgânica e da fixação biológica. Os íons amônio (NH4+) e nitrato (NO3-) são as formas

35. 35
assimiláveis pelos organismos produtores os quais os transformam em nitrogênio orgânico,
normalmente na forma de proteínas. Os produtores ao ser ingeridos pelos consumidores
primários, o seu nitrogênio é assimilado na forma de proteínas, constituintes dos tecidos.
Finalmente, o nitrogênio incorporado nos produtores ou nos consumidores, quando estes se
tornam matéria orgânica morta, será decomposto pelos microrganismos (Boyd, 1982).
O processo de decomposição da matéria orgânica, segundo Boyd (1982) sofre efeito
da temperatura, pH, suprimento de oxigênio e da natureza da matéria orgânica que será
decomposto. Esse mesmo autor informou que a temperatura ótima para os microorganismos
diferem entre as diferentes espécies, mas de modo geral a decomposição é favorecida pelo
calor, estimando-se que para cada 10 oC de aumento na temperatura, faz com que a taxa de
decomposição duplique. Do mesmo modo que a temperatura, o pH ótimo para cada espécie de
organismo decompositor também difere mas, de modo geral, as bactérias preferem, para o seu
crescimento, ambientes neutros ou levemente alcalinos, enquanto que os fungos florescem
melhor em ambientes ácidos, sendo que a decomposição em ambientes neutros ou alcalinos é
mais rápida que em ambientes ácidos.
A decomposição dá-se, segundo Esteves (1988), tanto em meio aeróbio quanto
anaeróbio. Boyd (1982) afirmou que a decomposição aeróbia requer um contínuo suprimento
de oxigênio e o processo é mais rápido quando as concentrações do oxigênio dissolvido
encontram-se próximos da saturação. Os dois autores afirmaram ainda que existem alguns
microorganismos facultativos, que são capazes de degradar a matéria orgânica tanto em meio
aeróbio quanto anaeróbio, enquanto outros só crescem sob condições anaeróbias, são os
chamados organismos anaeróbios obrigatórios.
De acordo com Boyd (1982), na decomposição aeróbia, o carbono orgânico é
oxidado para dióxodo de carbono (CO2), mas na decomposição anaeróbia o carbono orgânico
é somente oxidado ao nível de substâncias orgânicas simples, tais como álcoois e ácidos
orgânicos. A taxa de degradação da matéria orgânica é mais rápida e completa em ambientes
aeróbios que nos anaeróbios. Boyd (1976) afirmou que em tanques de cultivo de peixes, as
concentrações de matéria orgânica no sedimento aumentam de tanques mais rasos para
tanques mais profundos, isto provavelmente é resultado de que em águas mais profundas,
durante os meses mais quentes o sedimento é coberto por água anaeróbia do hipolímnio.
As substâncias orgânicas ao serem decompostas reagem diferentemente, sendo então
a sua natureza e complexidade que governa a decomposição em um dado local. Desse modo a
relação carbono:nitrogênio, segundo Boyd (1982) tem uma grande influência na taxa de
decomposição da matéria orgânica e na transformação do nitrogênio orgânico para
inorgânico, isso deve-se ao fato de que os microorganismos são compostos primariamente de

36. 36
proteína e têm alta porcentagem de carbono e nitrogênio. Como a matéria orgânica absorvida
possui mais carbono do que esses organismos necessitam para o seu crescimento, o excesso é
liberado ao meio na forma de dióxido de carbono. A quantidade de carbono assimilado pelos
organismos é chamada de eficiência de assimilação de carbono. Tal como o carbono, o
nitrogênio também é necessário ao crescimento das células microbiais. O mesmo autor
ressaltou que se uma célula contém grandes quantidades de nitrogênio, os microorganismos
poderão ter abundância de nitrogênio para crescer rapidamente, e este pode ser liberado para o
ambiente como amônia. A este processo dá-se o nome de mineralização do nitrogênio.
Portanto, com substratos deficientes neste nutriente, o crescimento microbial é lento, aí pode
haver a imobilização do nitrogênio inorgânico, ou seja, a retirada deste do meio para suprir a
sua deficiência no substrato, então a não ser que haja abundância deste nutriente, em sua
forma inorgânica no ambiente, a decomposição de um substrato com uma baixa relação C:N
será lenta ou incompleta.
12.1. A TRANSFORMAÇÃO DO NITROGÊNIO EM TANQUES DE
PISCICULTURA
Van Rijn e Shilo (1989) afirmaram que nos cultivos das principais espécies de
peixes, com altas taxas de estocagem e com o uso cada vez mais intensivo de dietas artificiais
balanceadas, há uma excreção de grandes quantidades de nitrogênio na forma de amônia,
somado a isso, a dieta não consumida e o uso de estercos orgânicos e fertilizantes inorgânicos,
correspondem a altas taxas de adição de nitrogênio amoniacal nesses ambientes. Esses autores
afirmaram que por estação de crescimento em Israel, 1.250 kg de N são adicionados aos
tanques pelas sobras de ração e outros 300 kg na forma de adubos orgânicos e inorgânicos,
bem como pela renovação de água.
A transformação do nitrogênio na água é chamada de Ciclo do Nitrogênio. De um
modo geral, este ciclo está interligado às ações biológicas, ocorrendo em três distintos
estágios, segundo Pádua (1996): nitrificação, desnitrificação e amonificação.
12.1.1. NITRIFICAÇÃO
A nitrificação é a oxidação biológica de compostos nitrogenados reduzidos (p.e.
amônia) oriundos dos processos de decomposição aeróbia da matéria orgânica. Este processo
pode ser dividido em duas fases distintas, ou seja: a nitrosação e a nitratação, sendo que as
duas ocorrem em meio alcalino, na presença de microorganismos. A primeira dá-se na
presença de bactérias do gênero Nitrossomonas, as quais oxidam o amônio a nitrito.
NH4+ + ½ O2  NO2- + 2H+ + H2O (equação 1)

37. 37
A segunda fase, a nitratação, consiste na oxidação do nitrito, e dá-se na presença de
bactérias do gênero Nitrobacter:
NO2- + ½ O2  NO3- (equação 2)
Se não houver uma situação de equilíbrio, ou seja, em situações especiais de
temperatura e em pH baixo, o hidrogênio associado ao NO2- pode resultar em ácido nitroso –
HNO2 (Esteves, 1988).
As bactérias envolvidas nesses processos pertencem à família Nitrobacteracea, são
gram-negativas. Portanto, o processo de nitrificação dá-se, segundo Esteves (1988) e Pádua
(1996), prioritariamente na presença de O2, ou seja, este processo ocorre normalmente na
coluna d’água e na superfície do sedimento. Van Rijn e Shilo (1989) afirmaram que a
atividade dessas bactérias é mais evidenciada na superfície do sedimento (0 a 3m), e que o
sedimento atua como uma fonte de amônio para a interface sedimento/água, pois os processos
os quais as bactérias encontram-se envolvidas ocorrem no sedimento, causando a transição da
amônia para nitrato, como já foi mostrado, promovendo também perdas de nitrogênio por
volatilização (N2 e N2O, resultantes de um outro processo que ocorre no ciclo de nitrogênio,
chamado de desnitrificação).
12.1.2. DESNITRIFICAÇÃO
Ocorre na presença de bactérias com capacidade de utilizar o nitrato como aceptor de
hidrogênio, essas bactérias são conhecidas como anaeróbias ou facultativas, o que significa
que esse processo pode dar-se tanto em meio anaeróbio quanto em aeróbio. Essas bactérias
são capazes de utilizar o nitrato como aceptor de elétrons na cadeia respiratória, ao invés do
O2, dessa forma a desnitrificação também é conhecida como Respiração do Nitrato (Esteves,
1988).
Um dos gêneros envolvidas nesse processo é o Pseudomonas, cujos representantes
são encontradas na primeira camada acima do sedimento (Pádua, 1996).
CH2O + NO3-  CO2 + H2O + N2 (equação 3)
12.1.3. AMONIFICAÇÃO
Consiste na redução do nitrato e de outros compostos nitrogenados da decomposição
e excreção a amônio. Este processo ocorre, em geral, no substrato e no sedimento dos
sistemas aquáticos, na presença de bactérias dos gêneros Micrococcus e Sporosarcina, entre
outras, bem como por algumas espécies de fungos, sendo estes últimos em meio ácido
(Esteves, 1988 e Pádua, 1996).

38. 38
CH2O + H+ + NO3-  NH4+ + OH- + 2H2O (equação 4)
O esquema do Ciclo do Nitrogênio encontra-se representado na Figura 10:
FIGURA 10. O ciclo do Nitrogênio, adaptado de Barnabé, 1990.
12.2. PROCESSOS BIOQUÍMICOS ENVOLVIDOS COM OS COMPOSTOS
NITROGENADOS EM PEIXES
12.2.1. RESPIRAÇÃO
Butler e Metcalfe (1983), descrevendo o sistema respiratório de peixes, informaram
que cada um dos arcos branquiais dos peixes possui duas fileiras de filamentos, cada um
desses filamentos possui uma série de projeções (lamelas secundárias) nas superfícies dorsal e
ventral, sendo que as trocas gasosas ocorrem de forma cruzada, com a água em contato com
essas lamelas secundárias. Apesar de haverem diferenças na respiração de espécie para
espécie de peixe, o sistema respiratório geralmente pode ser considerado como um processo
onde a água é forçada a cruzar as brânquias pelo ativo movimento de abertura e fechamento
da boca, sendo esta água succionada pelo ativo fechamento do opérculo nos teleósteos. As
características macro-anatômicas de cada espécie de peixe pode influenciar no volume das

39. 39
cavidades bucal e branquial e o sistema de músculos envolvidos neste processo têm sua
atividade ligada diretamente com o sistema nervoso central, mais especificamente pelos
nervos craniânos.
Os arcos branquiais dos peixes, teleósteos e elasmobranquios, possuem numerosos
mecanoreceptores, nos filamentos e nas raques, os arcos são enervados pelo nervo
glossofaringeal no primeiro arco e pelo vago nos outros arcos.
Roberts (1989) relatou que a área epitelial das brânquias é comparável a área total da
pele e, em algumas espécies é consideravelmente maior, sendo que seu epitélio tem como
função principal viabilizar as trocas gasosas do organismo do peixe com o meio, bem como
são responsáveis pela regulação das trocas de sal e excreção de produtos nitrogenados.
12.2.1.1. AS TROCAS GASOSAS
Os arcos branquiais dos teleósteos são estruturas ósseas curvadas das quais saem
suportes ósseos das lamelas branquiais (os raios branquiais). O ângulo destes raios lamelares
podem ser alterados pelos músculos adutores para ajustar a quantidade de ventilação da
lamela. Dentro destes arcos estão localizadas as artérias eferentes branquiais, as quais
alimentam a aorta dorsal com sangue oxigenado. Já os filamentos branquiais aferentes correm
ao longo da margem opercular da lamela primária, a qual corre abaixo do fluxo d’água. O
sangue entra nos espaços sangüíneos da lamela secundária pelas curtas artérias aferentes
branquiais. O fluxo de sangue desoxigenado passa em direção oposta ao fluxo d’água
bombeado, que passa através das brânquias, resultando em um fluxo contracorrente, o qual é
responsável por 60 a 80 % da transferência de O2 da água para o sangue. Os vasos aferentes
são ramificações da artéria aorta ventral e formam uma extensa rede de capilares ao longo das
lamelas branquiais, o que permite que as trocas gasosas ocorram (Roberts, 1989).
O mesmo autor afirmou que quando comparado aos animais terrestres o custo
energético da oxigenação em peixes é muito alto, especialmente quando as concentrações de
O2D na água são baixas, em águas quentes ou em condições de poluição excessiva. Essa
característica é conhecida na aquicultura como Síndrome do Estresse Respiratório, que ocorre
quando a energia requerida para a ventilação das brânquias excedem a energia liberada para
extrair o oxigênio. O CO2 é altamente solúvel na água o que facilita sua liberação pelas
brânquias ao meio. Evans (1993) afirmou que o gasto energético com a ventilação em peixes,
quando comparado com animais terrestres é da ordem de 4 a 8 vezes maior. Isto se deve ao
fato de que a água contém 1/30 do conteúdo de oxigênio do ar, além da maior viscosidade da
água (840 x ar) e da maior densidade da água (60 x ar).
12.3. O SISTEMA CIRCULATÓRIO

40. 40
Os peixes são heterotérmicos (sangue frio), possuem sangue vermelho, o qual adapta
a temperatura corporal com a temperatura do meio ambiente. O volume do sangue representa
dois porcento do peso do corpo, sem incluir a linfa (Usinger et al. 1995).
Dos ciclóstomos aos teleósteos, com exceção dos dipnóicos, o sistema circulatório é
simples, pois somente o sangue não oxigenado passa pelo coração.
O coração nos teleósteos está situado dentro do pericárdio anterior, na cavidade
principal do corpo e, normalmente, localiza-se ventralmente à faringe. O sangue venoso
desoxigenado entra no sinus venosus do ducto de Cuvier e veias principais, passa para a
aurícula e em seguida para o ventrículo, daí segue para o cone ventral, que se divide em
quatro pares de artérias, as eferentes branquiais, uma para cada par de brânquia. Nas
brânquias, as artérias ramificam-se numa rede capilar, onde o sangue é oxigenado,
tranformando-se em sangue arterial que irriga todos os órgãos e tecidos e, após isso é
conduzido para o coração através de quatro veias, duas vindas da cabeça, as cardinais
anteriores ou jugulares e duas provenientes da parte posterior do corpo, as veias cardinais
posteriores, ou veias cava; estas últimas, em cada lado do corpo do peixe, juntam-se no ducto
de Cuvier, que abre-se no seio venoso, onde desembocam as veias porta renal e hepática
(Rankin et al., 1983).
12.3.1. TRANSPORTE DE GASES NO SANGUE
De acordo com Evans (1993), o oxigênio é transportado no sangue de duas formas,
como oxigênio fisicamente dissolvido e como oxigênio quimicamente ligado a um pigmento
respiratório chamado hemoglobina. A quantidade de oxigênio fisicamente dissolvido é
determinada essencialmente pela pressão de oxigênio (PO2) existente e pelo coeficiente de
solubilidade do O2 no plasma. Este tipo de O2 corresponde a menos que 5 % do total
transportado no sangue. A quantidade de hemoglobina dentro das células vermelhas do
sangue (concentração média de hemoglobina celular – MCHC) parece ser relativamente
constante entre as espécies. Este autor citou o valor de 30g/100ml, mas as quantidades de
células vermelhas no plasma são altamente variáveis, o que indica que a capacidade de
transporte de O2 pela hemoglobina está diretamente relacionado ao hematócrito.
A natureza dinâmica da ligação entre a hemoglobina e o oxigênio (Hb-O2) é afetada
por vários moduladores alostéricos intracelulares, incluindo a adenosina trifosfato (ATP) para
salmonídeos e elasmobranquios e guanosina trifosfato (GTP) para carpas, enguias e goldfish,
entre outros. Esses moduladores são conhecidos genericamente como nucleosíodeos trifosfato
(NTPs) e, as quedas de seus níveis causam aumento da afinidade da ligação Hb-O2, indicado
pela redução da P50 (a PO2 na qual 50% da hemoglobina estão saturados com O2). O efeito da

41. 41
alteração do pH na afinidade Hb-O2 é chamado de efeito de Bohr. Reduções no pH devidas ao
aumento na produção de ácidos metabólicos ou CO2 reduzem a afinidade da ligação Hb-O2
(Evans, 1993).
O mesmo autor informou que em algumas espécies de peixes as mudanças no pH não
somente afetam a máxima capacidade de ligação com O2 de forma que em pH baixo não
ocorre a completa saturação da hemoglobina, mesmo em situação de níveis suprafisiológicos
de PO2, a este efeito da acidose, de redução dos níveis de O2 no sangue dá-se o nome de
Efeito Root em homenagem ao seu identificador. Este efeito é fisiologicamente importante no
estabelecimento das pressões parciais de O2 extremamente altas na bexiga natatória ou no
humor vitreo dos olhos, via acidificação do sangue e, conseqüente liberação do O2 da
hemoglobina na rede maravilhosa (rete mirabile) e na rede coróide (rete Choroid),
respectivamente. Já com respeito ao CO2, a quantidade total de CO2 transportado no sangue
dos peixes é a soma do CO2 fisicamente dissolvido e o CO2 quimicamente ligado, sendo que o
CO2 fisicamente dissolvido, tal como o O2 fisicamente dissolvido constitui menos que 5 % de
todo o CO2 transportado no sangue dos peixes. O CO2 quimicamente ligado é a diferença
entre o total e o fisicamente dissolvido, e é equivalente à concentração de HCO3- (CO3-- é
desprezível em pH fisiológico) mais algum CO2 ligado às proteínas plasmáticas ou à
hemoglobina (chamado de Carbamido CO2). O Carbamido CO2 tem pouca importância para
peixes, talvez devido à acetilação do terminal dos grupos -amino na cadeia alfa da
hemoglobina. Então a maior fração do CO2 total é transportada na froma de HCO3- e
geralmente constitui cerca de 90 a 95 % do total de CO2 no sangue. HCO3- é transportado no
plasma e nas células vermelhas, com uma maior fração residindo no plasma.
12.4. QUÍMICA DA RESPIRAÇÃO
Smith et. al (1988) relataram que a descrição da concentração de um gás em solução
é dada citando-se a pressão parcial com que essa solução poderia estar em equilíbrio, a isso
dá-se o nome de tensão do gás na solução e, é expressa em milímetros de mercúrio (mmHg).
Como já foi visto, as trocas gasosas entre o peixe e a água dão-se ao nível das
brânquias, de forma que o O2 difunde-se para o sangue circulante através das paredes
capilares, por meio de um mecanismo denominado, diferença de gradiente de concentração,
ou seja, a pressão parcial de O2 (PO2) na água é muito superior à PO2 do sangue, ocorrendo aí
a difusão do O2 do meio mais concentrado (água) para o meio menos concentrado (sangue)
até que não haja diferença de concentração. Já o CO2 realiza uma migração oposta, passando
do sangue para o meio, sendo que a diferença de concentração entre o sangue e o meio, para
que ocorra a difusão deste gás para a água é muito menor que a do O2 , pois o coeficiente de

42. 42
difusão do CO2 é 30 vezes maior que o do O2. O esquema da troca do CO2 entre a água e o
sangue encontra-se apresentado na Figura 11.
FIGURA 11. Representação esquemática dos processos que ocorrem quando o CO2
passa dos tecidos para os eritrócitos. O grupo imidazol da histidina é mostrado
como a porção reativa da molécula de hemoglobina (Smith et al. 1980).
No organismo (corrente sangüínea) o O2 liga-se à hemoglobina (Hb), de modo que
cada grama de hemoglobina pode combinar-se a 1,34 ml de O2. Devido à sua estrutura
peculiar, a Hb possui propriedades funcionais particularmente adequadas para satisfazer as
demandas da respiração. Cada uma das quatro cadeias polipeptídicas na globina, 2 2,
contém uma molécula heme, sendo que cada heme pode se ligar reversivelmente através do
átomo de ferro a uma molécula de O2 (Smith et al, 1988), como segue:
2 2 (heme)4 + 4 O2  2 2 (heme - O2 )4 (equação 5)
Desoxiemoglobina Oxiemoglobina
Os autores ainda afirmaram que a hemoglobina pode apresentar-se de diferentes
formas:
- Desoxiemoglobina - é a hemoglobina não ligada ao O2 e apresentando o heme
com o Ferro ferroso (Fe++) - também chamada de Ferremoglobina ou hemoglobina reduzida
 Hb;
- Oxiemoglobina - é a desoxiemoglobina com os quatro grupos hêmicos ligados
reversivelmente à uma molécula de O2  HbO2;

43. 43
- Carboxiemoglobina - é a Hb ligada a quatro moléculas de CO. Esta é fotossensível,
na presença de luz se degrada e libera CO. Pode ligar-se também a quatro moléculas de NO,
mais estável  HbCO e HbNO;
- Metaemoglobina - é a Hb com o Fe++ oxidado por peróxidos, ferricianeto ou
quinonas, fazendo com que a hemoglobina perca a afinidade pela ligação com o O2, podendo
ser reduzida a Hb pela ação de agentes como ditionita (Na2 S2O4)  Methb;
- Cianometaemoglobina - é a MetHb reagindo com o CN- , produzindo outros
derivados como azida e sulfeto.
12.5. DIGESTÃO E EXCREÇÃO DE NITROGÊNIO EM PEIXES
Rankin e Jensen (1993) descreveram a excreção de produtos nitrogenados onde
informaram que o processo de desaminação de aminoácidos pode liberar grupos amino que
não podem ser reciclados em outros processos metabólicos, devendo ser excretados. Em
peixes, a excreção do nitrogênio dá-se principalmente (cerca de 80%) pela superfície das
brânquias sob a forma de íons amônio e amônia, cuja maior parte é produzida no fígado donde
são transportadas pelo sistema sangüíneo para as brânquias, rins e músculos. Outros produtos
finais do metabolismo do nitrogênio (uréia e creatina) são produzidos em menor quantidade e
podem ser excretados pela urina, pela pele ou mesmo pelas brânquias. As fontes de nitrogênio
podem ser endógenas, cuja origem é resultado das transaminação e desaminação de
aminoácidos retirados da proteína dos tecidos, sendo que a maior parte (cerca de 90%) destes
aminoácidos são reutilizados na síntese protéica, e a sua taxa de excreção é extremamente
baixa e só ocorre quando os peixes são privados de alimento por vários dias (jejum severo), e
o nitrogênio exógeno que é considerado como o resultado da desaminação direta dos
aminoácidos ingeridos e absorvidos do alimento. A excreção deste nitrogênio é influenciada
por vários fatores tais como, taxa de alimentação, conteúdo e fonte de proteína do alimento, e
da composição aminoacídica da dieta. Com respeito aos níveis de aminoácidos essenciais e
não essenciais, a excreção do nitrogênio exógeno é principalmente influenciada pelo tamanho
do peixe e pela temperatura ambiente.
A ingestão de alimento pode levar a um aumento na taxa de excreção, com o seu pico
sendo atingido algumas horas após a total ingestão. O maior aumento na excreção de
nitrogênio pode ser devido a um pico na excreção de amônia/amônio, com a taxa de produção
de uréia e sua excreção pouco afetada pela ingestão do alimento. No pico a taxa de excreção
de amônia de um peixe recentemente alimentado pode ser duplamente maior que a de um
peixe não alimentado. A excreção exógena pode declinar lentamente até o nível endógeno de

44. 44
excreção após um período de várias horas ou talvez dias, a duração desse tempo será
determinada pelo tamanho do alimento, sua composição (relação proteína:energia e balanço
de aminoácidos) e pela temperatura da água. Com respeito a perda energética no processo de
excreção do nitrogênio exógeno, estima-se que esta seja da ordem de quatro a 15 % da energia
ingerida, dependendo do regime alimentar, composição da dieta e condições sob as quais os
peixes estão sendo mantidos (Rankin e Jensen, 1993).
Lovell (1989), tomando como exemplo um exemplar de Ictalurus punctatus de um
quilograma de peso vivo, alimentado com uma dieta artificial com 32 % de proteína bruta
(PB), excreta aproximadamente 600 mg de amonia, este resultado baseou-se nas seguintes
suposições: um peixe de um quilograma de peso vivo consome 25 g de alimento/dia; 20% da
proteína é tida como não utilizável, 40% é retida no organismo e os 40% restantes são
excretados pelo peixe como amônia ou outros produtos que podem ser rapidamente
convertidos em amônia pelas bactérias. Calculando-se assim como segue:
(25 g de alimento) X (32 % PB) X (16 % de N na proteína) X (40% de N excretado)
X (1,2g de NH3 por grama de N) = 614,40 mg de amônio
A produção dos compostos nitrogenados destinados à excreção dão-se com já visto
através da desaminação protéica e degradação oxidativa dos aminoácidos, nas Figuras 12 e
13 encontra-se apresentados resumos esquemáticos do catabolismo de aminoácidos.
Fonte: Lehninger et al. 1993.
FIGURA 12. Apresentação esquemática do catabolismo de aminoácidos e excreção
de nitrogênio.

45. 45
DIETA Proteínas dos Tecidos
POOL DE
Fontes não
AMINOÁCIDOS Protéicas
CORPORAIS
AMÔNIA
Hormônios
Purinas
Neurotransmissores CETO-ÁCIDOS Glicose
Etc.
Lipídios
Ciclo do ácido
cítrico
ENERGIA
FIGURA 13. Resumo do metabolismo de aminoácidos em peixes segundo Walton,
1985.
A amônia/amônio, principal composto nitrogenado excretado pelos peixes é formada
à partir do glutamato, o que segundo Lenninger et al (1993) é transportado do citosol para o
interior das mitocôndrias, onde ele sofre a desaminação oxidativa, catalisada pela L-glutamato
desidrogenase. Essa enzima, presente na matriz mitocondrial requer NAD+ (ou NADH+) como
receptor dos equivalentes produtores (ATP e GTP). A ação combinada das aminotranferases e
da glutamato desidrogenase é conhecida como transdesaminação. Alguns poucos aminoácidos
contornam a via da transdesaminação e sofrem desaminação oxidativa direta. A molécula da
enzima glutamato desidrogenase consiste de seis subunidades idênticas e, sua atividade é
regulada ADP (modulador positivo) e pelo GTP (modulador negativo) e por um produto da
reação catalizada pela succinil-CaA sintetase (enzima do Ciclo do ácido cítrico), como
mostrado na Figura 2.6.. O controle do fornecimento de energia para o hepatócito é realizado
pela variação na intensidade da atividade da glutamato desidrogenase, tornando o -
cetoglutarato disponível para o ciclo do ácido cítrico, liberando NH4+ para excreção. A
atividade cessa quando o GTP acumula-se na mitocôndria, inibindo a desaminação oxidativa
(Lehninger et al, 1993).

46. 46
FIGURA 14. Ação da enzima glutamato desidrogenase
12.6. O DESTINO DA AMÔNIA/AMÔNIO APÓS A EXCREÇÃO PELOS
PEIXES
Tucker e Robinson (1990) reportaram que a amônia na água estabelece um equilíbrio que
pode ser descrito como se segue:
NH3 + H2O = NH4+ + OH- (equação 6)
+
A proporção relativa de NH3 e NH4 depende primariamente do pH e da temperatura,
ou seja, para uma dada concentração de amônia total, a concentração de amônia não-ionizada
aumenta com o aumento do pH e da temperatura.
Como já visto, a amônia é o principal produto da degradação protéica em peixes. O
pH do sangue do Ictalurus punctatus, segundo Tucker e Robinson (1990), é de 7,3 a 7,6 , e a
maior parte da amônia é transportada no sangue como NH4+. A amônia é excretada nas
brânquias como NH3, por difusão. Como a NH3 é perdida, ocorre um restabelecimento
contínuo do equilíbrio no sangue, levando mais amônia na forma não-ionizada difuzível. Esse
sistema promove uma perda local do metabólito amônia, desde que as concentrações no
ambiente sejam baixas. Após se difundir pelas membranas branquiais, a amônia não-ionizada
restabelece um equilíbrio com a amônia ionizada, equilíbrio este, dependente do pH e da
temperatura da água. Uma pequena quantidade da amônia é excretada pelo peixe na forma de
NH4+, em troca ativa pelo sódio (Na+). A concentração ambiental de amônia não-ionizada
aumenta, o gradiente de concentração entre o sangue e a água é reduzido e a taxa de excreção
de amônia diminui, isso resulta em um aumento nos níveis deste produto no sangue.
As concentrações de amônia não-ionizada na água podem sofrer dramáticas
variações no ciclo nictemeral, devido às mudanças diuturnas no pH, reguladas pelas reservas
alcalinas e, pelos processos de fotossíntese/respiração dos vegetais e, pela decomposição da

47. 47
matéria orgânica, de forma que durante as horas iluminadas o pH está alto, atingindo seu pico
no meio da tarde, fazendo com que uma fração maior de amônia esteja presente no meio como
NH3. Já quando o pH se reduz à noite, em função da maior concentração de CO2 na água
(originário principalmente pela respiração dos vegetais), as concentrações de NH3 diminuem.
Essas variações constantes nas concentrações de NH3 e seu oposto (em termos de
concentração na água) NH4+ na água , dificultam o estabelecimento do nível crítico da NH3
sobre os peixes (Tucker e Robinson, 1990).
A Figura 15. apresenta um diagrama esquemático do movimento da difusão da
amônia das brânquias para a água, em função do gradiente de concentração.
A Tabela 6. apresenta a distribuição nas concentrações de NH3 e NH4+ na água, em
função do pH e da temperatura ambiente.
TABELA 6. Porcentagem de amônia não-ionizada, em água doce, a diferentes
valores de pH e temperatura
TempoC PH
2 0,0097 0,0309 0,0977 0,308 0,968 3,000 8,90 23,6 49,4
6,0 6,5 7,0 7,5 8,0 8,5 9,0 9,5 10,0
4 0,0115 0,0364 0,115 0,363 1,14 3,25 10,3 26,7 53,6
6 0,0136 0,0425 0,135 0,427 1,34 4,11 11,9 30,0 57,6
8 0,0159 0,0503 0,159 0,501 1,57 4,79 13,7 32,3 61,4
10 0,0186 0,0589 0,186 0,586 1,83 5,56 15,7 37,1 65,1
12 0,0218 0,0688 0,217 0,684 2,13 6,44 17,9 40,8 68,5
15 0,0274 0,0865 0,273 0,859 2,67 7,97 21,5 46,4 73,3
20 0,0397 0,125 0,396 1,24 3,82 11,2 28,4 55,7 79,9
22 0,0459 0,145 0,457 1,43 4,39 12,7 31,5 59,2 82,1
24 0,0530 0,167 0,527 1,65 5,03 14,4 34,6 62,6 84,1
26 0,0610 0,193 0,607 1,89 5,75 16,2 37,9 65,9 85,9
27 0,0654 0,207 0,651 2,03 6,15 17,2 39,6 67,4 86,8
28 0,0701 0,221 0,697 2,17 6,56 18,2 41,2 68,9 87,5
29 0,0752 0,237 0,747 2,32 7,00 19,2 42,9 70,4 88,3
30 0,0805 0,254 0,799 2,48 7,46 20,3 44,6 71,8 89,0
Fonte: Boyd, 1982.

48. 48
Estudos mais aprofundados, relatados por Evans (1993), encontraram que há três
formas de transferência da amônia do epitélio das brânquias dos peixes para a água, ou seja,
difusão não-iônica, difusão iônica e transferência iônica ativa, mediada pelos movimentos do
íon Na+. A intensidade destas três formas de trocas estão condicionadas à composição da
água, entre outros fatores. A eliminação por difusão iônica de amônia (como NH4+), ou pela
atividade de troca iônica do NH4+ contra o Na+, implica na alcalinização dos fluidos corporais,
pela remoção de íons H+ utilizados para a ionização do NH3. Este processo pode representar
uma grande alcalinização interna, alterando o sistema de regulação ácido-base, o que implica
em um aumento no consumo de O2 de 15 %, afirmou o autor. O mecanismo de troca
NH4+/Na+ é grandemente utilizado sob condições de estresse ácido-base, como indicado pela
normalmente alta taxa de eliminação de amônia, mesmo durante severas perturbações ácido-
base. Somente durante condições especiais a eliminação de amônia é aumentada, tal como
durante a indução de distúrbios no equilíbrio ácido-base pela infusão clorídrica da amônia, ou
pelo pH ambiental baixo. O aumento do fluxo amoniacal está provavelmente relacionado com
difusão não iônica de NH3 pelo epitélio branquial, tal como a eliminação de CO2.
Desaminação de
AMBIENTE COM ALTAS CONCENTRAÇÕES
Aminoácidos DE NH3
AMBIENTE COM BAIXA CONCENTRAÇÃO DE NH3
SANGUE BRÂNQUIAS ÁGUA
FIGURA 15. Diagrama esquemático do movimento da amônia através das
membranas branquiais (Adaptado de Tucker e Robinson, 1990)

49. 49
A Tabela 7. apresenta as taxas e porcentagens relativas de excreção de nitrogênio
como Amônia-N e Uréia, pelas brânquias e rins.
TABELA 7. Taxas (mol-N/kg/h) e Porcentagens Relativas de excreção de nitrogênio
como Amônia-N e Uréia-N pelas Brânquias e pelos Rins (Adaptado de Evans, 1994).
Brânquias Rins
Espécie Amônia Uréia Amônia Úréia
Meio
Água Doce 315 (88%) 27 (7%) 15 (4%) 3 (1%)
Cyprinus carpio
Cyprinus carpio Água Doce 115 (82%) 11 (8%) 15 (10%) 0 (0%)
Carassius auratus Água Doce 177 (79%) 28 (13%) 17 (7%) 2 (1%)
Onchorhynchus mykiss Água Doce 270 (86%) 34 (11%) 4 (1%) 6 (2%)
Oreochromis mossambicus Água Doce 59 (61%) 24 (25%) 0 (0%) 13 (14%)
Onchorhynchus clarki Mar 105 (56%) 60 (32%) 19 (10%) 4 (2%)
henshawi
Periophtalmus cantonensis 25 % mar 351 (47%) 174 (23%) 94 (13%) 131 (17%)
Crenilabrus melops Mar 263 (67%) 6 (2%) 109 (28%) 12 (3%)
Potamotrygon sp Água Doce 981 - 70 ? -30
Raja erinacea Mar 111 454 ? 24
12.7. O EFEITO DA AMÔNIA EM PEIXES
De acordo com Boyd (1982) a amônia presente na água pode originar-se por meio de
fertilizantes, excrementos dos peixes e pela ação microbiana. Os organismos produtores
absorvem rapidamente o amônio, certas bactérias como já mencionado oxidam amônia a
nitrato, e a amônia pode ser removida de outras formas, mas em tanques, quando utiliza-se
altas taxas de estocagem, com os peixes sendo alimentados com dietas suplementares, os
níveis de amônia podem aumentar consideravelmente.
Na água a amônia não-ionizada existe em equilíbrio, pH e temperatura dependente,
como o íon amônio:
NH3 + H2O = NH4+ + OH- (equação 7)
A amônia (NH3) é altamente tóxica para os peixes, mas o amônio (NH4+) possui
baixíssima toxidez. A soma da amônia mais o íon amônio é chamada de nitrogênio amoniacal.
A concentração de amônia não-ionizada para um dado pH e temperatura é calculada
multiplicando-se a concentração de nitrogênio amoniacal pela porcentagem de amônia não-
ionizada, para um dado pH e temperatura. Boyd (1982) citou como exemplo uma água com
pH 7,0 a 26 ºC, e 2,0 mg/l de nitrogênio amoniacal, desta forma a concentração de NH3 = 2,0
mg/l x 0,006 = 0,012 mg/l, a um pH = 9,0 a 28ºC a concentração de NH3 = 2,0 x 0,4123 = 0,
823 mg/l.

50. 50
O aumento da concentração de NH3 na água faz com que as taxas de excreção de
amônia/amônia pelos peixes se reduza, promovendo uma retenção destes compostos no
sangue e nos tecidos, o que eleva o pH do sangue, pois como foi mostrado na equação, há
uma grande produção de íons hidroxila, provocando efeitos adversos nas reações catalizadas
por enzimas e na estabilidade das membranas, reduzindo a concentração interna de íons,
aumenta a exigência de consumo de O2 pelos tecidos (por compensação, pela menor
oxigenação dos sangue), prejudica a estrutura das brânquias; diminui a capacidade de
transporte de O2 pelo sangue devido à alterações na afinidade da ligação Hb-O2; promove
danos em nível histológico nos rins (pelo incremento do fluxo urinário), baço, tecido
tireóidiano e no sangue; diminui a resistência à doenças e reduz o crescimento pelo bloqueio
no processo de fosforilação oxidativa, incapacitando o organismo de transformar a energia do
alimento em ATP (Boyd, 1982, Tavares, 1995, Pádua, 1996 e Arana, 1997).
Além destes efeitos a amônia não-ionizada pode reduzir as taxas de eclosão de ovos
de peixes, bem como as taxas de sobrevivência de larvas e alevinos (Alabaster e Lloyd, 1980,
Holt e Arnold, 1983). A Tabela 2.3. apresenta uma revisão dos efeitos tóxicos da amônia para
diferentes espécies de peixes.

51. 19
TABELA 8. Efeitos tóxicos da Amônia para diferentes espécies de peixes.
ESPÉCIE
CONCENTRAÇÃ PERÍODO DE EXPOSIÇÃO EFEITO NOS PEIXES AUTOR/ANO
O DE NH3 (em
mg/l)
0,25 Peixes de 17 a 23 cm Aumento linear na produção de
urina, em função de um aumento Salmo gairdneri Lloyd e Orr, 1969
na temperatura da água
0,54 Peixes de 200 – 300g – 14 – 15ºC letalidade Salmo gairdneri Smart (1976)
0,25 Exposição contínua dos ovos e dos alevinos LC50 com 21 dias de Salmo gairdneri Burkhalter e Kaya (1977)
por 42 dias após a eclosão experimento
Exposição contínua dos ovos e dos alevinos Crescimento lento Salmo gairdneri Burkhalter e Kaya (1977)
0,05 por 42 dias após a eclosão
Exposição contínua dos ovos e dos alevinos Lesões branquiais Salmo gairdneri Burkhalter e Kaya (1977)
0,1 por 42 dias após a eclosão
Exposição contínua dos ovos e dos alevinos Hidropesia vesicular Salmo gairdneri Burkhalter e Kaya (1977)
0,19 por 42 dias após a eclosão
0,49 Ovos em incubação – 96 horas LC50 Salmo gairdneri Alabaster e Lloyd (1980)
0,35 Ovos em incubação – 21 dias LC50 em 12 dias de exposição Salmo gairdneri Alabaster e Lloyd (1980)
0,37 Alevinos em absorção do vitelo – 96 horas LC50 Salmo gairdneri Alabaster e Lloyd (1980)
0,16 Os mesmos 32 dias depois – 96 horas LC50 Salmo gairdneri Alabaster e Lloyd (1980)
0,01 – 0,07 Reprodutores expostos por 11 meses Sem efeito da fertilidade nem na Salmo gairdneri Thurston et al. (1984)
viabilidade dos ovos
0,04 Reprodutores mantidos por 52 meses – pH Lesões branquiais e nefroses Salmo gairdneri Thurston et al. (1984)
7,7 – 9 a 10ºC epiteliais
0,04 Exposição contínua Hipertrofia com necrose das Salmo gairdneri Thurston et al. (1984)
brânquias e degeneração dos
túbulos renais
0,4 Peixes com 5 cm mantidos por 90 dias – pH Alterações nervosas e Salmo gairdneri Daout e Ferguson (1984)
7,9 – 8 a 12ºC inapetência, nefroses epiteliais
0,12 – 0,4 - Danos no tecido branquial Salmo gairdneri Lovell (1989)
1,48 Alevinos de 0,14g exposição por 24 horas LC50 Odontesthes argentinenses Ostrensky e Brugger (1992)
1,30 Alevinos de 0,14g exposição por 48 horas LC50 Odontesthes argentinenses Ostrensky e Brugger (1992)
0,80 Alevinos de 0,14g exposição por 72 horas LC50 Odontesthes argentinenses Ostrensky e Brugger (1992)
0,80 Alevinos de 0,14g exposição por 96 horas LC50 Odontesthes argentinenses Ostrensky e Brugger (1992)
0,6 – 2,0 Curta exposição Geral Maior parte das espécies European Inland Fisheries

52. Continuação da Tabela 8...... 20
Comission (1973)
0,4 – 3,1 Exposição 24 horas LC50 Ictalurus punctatus Colt e Tchobanoglous (1976)
3,8 Exposição por 96 horas a 30ºC LC50 Ictalurus punctatus Colt e Tchobanoglous (1976)
2,85 Peixes com 20 a 47 g expostos por 24 horas Crescimento lento Robinette, (1976)
– pH 8,0 e 25oC
Ictalurus punctatus
2,36 Alevinos expostos por 24 horas LC50 Ictalurus punctatus Robinette (1976)
0,12 Redução no crescimento e danos Ictalurus punctatus Robinette (1976)
- branquiais
0,52 Exposição por 31 dias Sem crescimento Ictalurus punctatus Colt e Tchobanoglous (1978)
1,90 Peixes de 1,0-1,3g expostos por 96 horas – Crescimento lento Ictalurus punctatus Colt e Tchanoglous (1978)
pH 7,5 e 28ºC
2,5 Letalidade Ictalurus punctatus Lovell (1989)
-
0,12 – 0,4 - Danos no tecido branquial Lovell (1989)
1,3 +-0,31
Ictalurus punctatus
Alevinos de 0,2g LC50 com 10 dias- lentidão e Anguila anguilla Sadler (1981)
ausência no crescimento
1,75 +- 0,20 - Toxicidade aguda Anguila anguilla Sadler (1981)
0,14 - Toxixidade crônica Anguila anguilla Sadler (1981)
0,55 24 – 28 horas de idade Altas taxas de mortalidade Sciaenops ocellatus Holt e Arnold (1983)
0,39 24 – 28 dias de idade LC5096h Sciaenops ocellatus Holt e Arnold (1983)
0,2 - Toxidez crônica Geral Ono e Kubitza (1997)
0,7 – 2,4 Curto período de exposição Letalidade generalizada Geral Ono e Kubtiza (1997)
- Alevinos de 0,58 a 2,0g – 16 a 20ºC Crescimento lento S. solea Anderson (1979)
- Alevinos de 2,3g a 17ºC Toxicidade crônica P. maxima Anderson (1979)
2,9 Juvenis expostos por 96 horas LC50 T. aurata Redner e Stickney (1979)
4,1 Juvenis adaptados por 35 dias a 0,6 mg/l de Sobrevivência total T. aurata Redner e Stickney (1979)
amônia
0,037 Alevinos expostos por 60 dias Severa redução no crescimento Mugil platanus Miranda Filho et al. (1995)
0,6 – 2,0 Exposição por 24 e 48 horas LC50 e toxicidade aguda Cyprinus carpio Alabastery e Lloyd (1980)
1,87 Alevinos com 206g expostos por 48 horas LC50 Cyprinus carpio Hasan e Machintosh (1986)
1,84 Alevinos com 206g expostos por 96 horas LC50 Cyprinus carpio Hasan e Machintosh (1986)
1,78 Alevinos com 206g expostos por 168horas LC50 Cyprinus carpio Hasan e Machintosh (1986)
1,76 Alevinos com 299g expostos por 48 horas LC50 Cyprinus carpio Hasan e Machintosh (1986)
1,74 Alevinos com 299g expostos por 96 horas LC50 Cyprinus carpio Hasan e Machintosh (1986)
1,68 Alevinos com 299g expostos por 168 horas LC50 Cyprinus carpio Hasan e Machintosh (1986)
0,57 Peixes com 24 dias – 96 horas de exposição LC50 Ctenopharyngodon idella Zhou et al. (1986)
1,61 Peixes com 47dias – 96 horas de exposição LC50 Ctenopharyngodon idella Zhou et al. (1986)

53. 21
1,68 Peixes com 125dias – 96 horas de exposição LC50 Zhou et al. (1986)
Continuação da Tabela 8.......
Ctenopharyngodon idella
1,73 Peixes com 47 dias – 48 horas de exposição LC50 Ctenopharyngodon idella
2,05 Peixes com 60 dias – 48 horas de exposição LC50 Ctenopharyngodon idella Zhou et al. (1986)
2,14 Peixes com 125 dias – 48 horas de LC50 Ctenopharyngodon idella Zhou et al. (1986)
exposição
15,78 48 horas de exposição LC50 Clarias batrachus Sripumum e Sonsiri (1982)
0,7-1,2 - LC50 Micropterus salmoides Ruffier et al. (1981)

54. 22
12.8. A TOXIDEZ DE NITRITO EM PEIXES
O nitrito (NO2-) é a forma ionizada do ácido nitroso (HNO2) –( segundo a reação –
HNO2 = H+ + NO2-), como já foi observado o nitrito é um composto produzido no ciclo do
nitrogênio, é um resultado intermediário da ação das bactérias nitrificantes da amônia a
nitrato, em meios oxidantes, ou origina-se como um produto da desnitrificação do nitrato em
ambientes redutores, apresenta sua toxicidade dependente de sua concentração no meio, bem
como do estado fisiológico dos peixes (Thurston e Russo, 1978).
O nitrito pode causar mortalidade nos organismos aquáticos, pois em elevadas
concentrações no meio aquático pode causar a oxidação do ferro da hemoglobina (o ferro
passa do estado ferroso – Fe+2 – para o estado férrico – Fe+3), tranformando-a em
metaemoglobina, comprometendo a capacidade de transporte de O2 para os tecidos (Chen et
el, 1986), matando o indivíduo por asfixia e cianose (Spotte, 1979). No sangue quando
presente a Met-Hb, em altas concentrações, apresenta uma coloração característica marrom,
com a tonalidade dependendo da concentração de Met-Hb (Huey et al., 1980).
Segundo Arana (1997) os peixes são incapazes de absorver o ácido nitroso, bem
como o nitrito, por ambos serem ativamente tranportados através das brânquias pelas células
lamelares de cloro. Já Tucker e Robinson (1990) afirmaram que o nitrito entra na corrente
sanguínea primariamente como ácido nitroso quando o pH está abaixo de 5. Com valores de
pH maiores, o nitrito passa ativamente concentrado da água para o sangue pelo mesmo
mecanismo responsável pelo transporte do ânion cloro, através das brânquias. O mecanismo
não pode discriminar os dois íons, pois ambos carregam uma carga negativa e, apresentam
tamanho iônico similar. Se uma quantidade suficiente de cloro está presente, pouco nitrito
pode entrar na circulação mesmo se a concentração ambiental de nitrito for alta. Então a
adição do cloro, através da aplicação de sal comum (NaCl) é uma tática adequada sob
condições de altos níveis de nitrito, sendo que os autores recomendam que se mantenha na
água uma relação de 10:1 de cloro:nitrito. Já para exposição de longo-tempo, recomenda-se
que esta proporção seja de 20:1, pois a quantidade de cloro irá controlar a quantidade de Met-
Hb que será produzida como mostra a Figura 2.8.. Já Stickney (1994), afirmou que a adição
de vitamina C na dieta dos peixes aumenta a tolerância às concentrações de nitrito na água,
pois essa vitamina reduz a metaemoglobina para hemoglobina, age também reduzindo os
efeitos do estresse, aumentando a resistência dos peixes às doenças e infecções.

55. 23
Porcentagem de
Metaemoglobina
RELAÇÃO ENTRE ppm DE CLORO E ppm DE NO2--N
FIGURA 16: Relação entre a taxa ambiental de cloro:nitrito e a quantidade de
metaemoglobina (em porcentagem da hemoglobina total) formada no sangue de Ictalurus
punctatus.
Stickney (1994) em uma revisão encontrou que os salmonídeos, em geral, são as
espécies mais sensíveis ao nitrito na água.
Huey et al. (1980) observaram que o pH tem uma relação direta com a formação da
Met-Hb, sendo que quanto maior for o pH, maior será a toxidez do nitrito, provavelmente
devido ao incremento da forma ionizada, mas este efeito pode tornar-se secundário na
presença de altas concentrações de cloretos e carbonatos na água. Kinkelin et al. (1991)
afirmaram que o NO2- é produzido em águas com alcalinidade baixa (25 mg de bicarbonatos)
e com pH geralmente inferior a 7,0. Afirmaram ainda que uma água normal não deve conter
nitritos, mas devido à contaminação, podem produzir acidentes, e que em cultivos intensivos a
reutilização da água favorece a aparição de alterações nos peixes devidas ao nitrito.
Como efeitos crônicos da exposição dos peixes ao nitrito, observou-se um aumento
na susceptibilidade às enfermidades bacterianas (Hanson e Grizzle, 1985).
Arana (1997) citando um trabalho de revisão de Lewis e Morris (1986) apresentou
uma tabela relacionando o efeito do nitrito com a composição eletrolítica da água,
considerando-se várias espécies de peixes e, esses dados encontram-se na Tabela 9.

56. 24
TABELA 9. Concentrações letais de nitrito (mg/l) com 50 % de mortalidade (LC50 96
horas) para algumas espécies de cultivo – Adaptado de Lewis e Morris (1986) citdados por
Arana (1997).
ESPÉCIE Cl- (mg/l) Ca++ CaCO3 TOC pH LC50 Nitrito
(mg/l) (mg/l) (96h)
Salmo gairdneri 0,35 60 176 10 7,9 0,24
Salmo gairdneri 0,24 54 186 11 8,6 0,70
Salmo gairdneri 1,40 8 25 10 6,2 0,50
Salmo gairdneri 1,90 16 50 10 6,8 0,50
Salmo gairdneri 40,90 50 177 10 7,7 12,20
Salmo gairdneri 10,00 51 184 12 8,6 5,34
Ictalurus punctatus 22,00 80 190 32 7,9 7,10
Cyprinus carpio 10,00 - - - - 32,00
Micropterus salmoides 22,00 80 190 23 7,9 140
Lepomis macrochirus 60,00 - - 30 4,0 2,40
Tilapia aurea 22,00 80 190 23 7,9 16,00
A seguir apresentamos uma tabela (Tabela 10), informando a toxidez do nitrito para
várias espécies de peixes.

57. 26
TABELA 10. O efeito do nitrito em diferentes espécies de peixes
CONCENTRAÇÃO PERÍODO DE EXPOSIÇÃO EFEITO NO PEIXE ESPÉCIE AUTOR/ANO
-
DE NO2
33,8 24 horas de exposição LC50 Ictalurus punctatus Konikoff (1975)
28,8 48 horas de exposição LC50 Ictalurus punctatus Konikoff (1975)
27,3 72 horas de exposição LC50 Ictalurus punctatus Konikoff (1975)
24,8 96 horas de exposição LC50 Ictalurus punctatus Konikoff (1975)
7,1 96 horas de exposição LC50 Ictalurus punctatus Konikoff (1975)
4,6 96 horas de exposição LC50 Ictalurus punctatus Konikoff (1977)
13,0 96 horas de exposição LC50 Ictalurus punctatus Russo e Thurston
1 Juvenis de 7 a 10 cm expostos por 24 horas LC100 Ictalurus punctatus Huey et al. (1980)
2 Juvenis de 7 a 10 cm expostos por 24 horas LC100 Ictalurus punctatus Huey et al. (1980)
3 Juvenis de 7 a 10 cm expostos por 24 horas LC100 Ictalurus punctatus Huey et al. (1980)
4 Juvenis de 7 a 10 cm expostos por 24 horas LC100 Ictalurus punctatus Huey et al. (1980)
5 Juvenis de 7 a 10 cm expostos por 24 horas LC100 Ictalurus punctatus Huey et al. (1980)
1,8 Alevinos de 100g expostos por 24 horas – 10ºC e 8,5mg LC50 Onchorhynchus tschawytscha Smith e Willians
5,26 Alevinos de 4,5g expostos por 24 horas 10ºC e 8,5mg O2/l LC50 Onchorhynchus tschawytscha Smith e Willians
Alevinos de 32 g LC40 Onchorhynchus tschawytscha Smith e Willians
0,55 Juvenis de um ano expostos por 24 horas LC40 e LC50 Onchorhynchus tschawytscha Smith e Willians
0,15 Juvenis de um ano expostos por 24 horas Estresse sem mortalidade, Onchorhynchus tschawytscha Smith e Willians
19 Alevinos em água doce 48 horas de exposição LC50 Onchorhynchus tschawytscha Crowford e Allen
27 Alevinos em água doce – 48 horas de exposição LC50 Onchorhynchus tschawytscha Crowford e Allen
815 Alevinos em água salgada – 48 horas de exposição LC50 Onchorhynchus tschawytscha Crowford e Allen
3,276 Ovos expostos por 24 horas LC50 Salmo truta Willians e Eddy
2,940 Pós-larvas expostas por 24 horas LC50 Salmo truta Willians e Eddy
1,218 Alevinos expostos por 24 horas LC50 Salmo truta Willians e Eddy
1,8 Alevinos de 100g expsotos por 24 horas – To.C e 8,5 mg LC50 Salmo gairdneri Smith e Willians
0,55 24 horas de exposição LC40 e LC55 Salmo gairdneri Willians e Eddy
140,2 Exposição por 96 horas LC50 Micropterus salmoides Palachek e Tomasso
4,62 Exposição por 96 horas LC50 Ctenopharyngodon idella Vang e Hu (1989)
1,0 Alevinos expostos por 60 dias LC5 Mugil platanus Miranda Filho et al.

58. 27
Continuação da Tabela 10 ...
2,0 Alevinos expostos por 60 dias LC5 Mugil platanus Miranda Filho et al.
4,0 Alevinos expostos por 60 dias LC10 Mugil platanus Miranda Filho et al.
8,0 Alevinos expostos por 60 dias LC8 Mugil platanus Miranda Filho et al.
12 Juvenis em água doce expostos por 48 horas LC50 Chanus chanus Almendras (1987)
675 Juvenis em água salobra (13-18/1000) LC50 Chanus chanus Almendras (1987)
35,6 Exposição por 48 horas LC50 Clarias batrachus Duangsawasdi e
28 Exposição por 96 horas a 32ºC LC50 Clarias lazera Hilmy et al. (1987)
16,2 Exposição por 96 horas LC50 Tilapia aurea Palacheck e Tomaso

59. 28
12.9. OS EFEITOS DO NITRATO EM PEIXES
O nitrato (NO3-) é o produto final da amônia pela ação das Nitrosomonas ou
como resultado da transformação do nitrito em nitrato por ação de Nitrobacter.
De acordo com Arana (1997), a toxidez do nitrato, em peixes, parece não ser
um problema considerável, visto que apresenta apenas uma potencial de toxidez em
sistemas de recirculação de água, quando em concentrações excessivamente altas, pode
provocar alterações no equilíbrio osmótico e, possivelmente sobre o transporte de O2,
pois tem capacidade de oxidar a hemoglobina, promovendo a produção da
ferriemoglobina. Um outro efeito também relatado pelo autor é a ocorrência de sérios
danos nos centros hematopoiéticos e no tecido renal.
13. AJUSTE DA QUALIDADE DE ÁGUA, DE ACORDO COM AS
NECESSIDADES DOS PEIXES
13.1. AMÔNIA
Segundo Kinkelin et al. (1991), em uma exploração piscícola, se os tanques
encontram-se bem limpos, a excreção de nitrogênio pelos peixes, constituir-se-á na
fonte de amônia. A intervenção consiste em manter a concentração de NH3 abaixo do
índice de toxicidade da espécie, atuando sobre a densidade de estocagem, arraçoamento
e á oxigenação. A possibilidade de ação, evidentemente é maior quando nenhuma
quantidade de amônia encontra-se na água superficial do corpo aquático, onde os peixes
podem refugiar-se em situações adversas.
Como medidas recomendadas, utiliza-se o aumento da vazão da água que entra
no tanque, a diminuição nas densidades de estocagem e o uso de rações que reduzam a
excreção de nitrogênio (com menores quantidades de proteína).
13.2. NITRITO
O nitrito presente na água, tal como a amônia, possuem uma origem comum,
para sua correção será necessário levar a cabo, a redução das densidades de estocagem,
bem como, nas taxas de arraçoamento e também a entrada de qualquer tipo de matéria
orgânica exógena, procurando-se manter as taxas de nitrito inferiores a 0,2 mg/l, em
águas duras (> 100 mg de CaCO3/l) e a 0,1 mg/l em água de média dureza ou moles (<
100 mg de CaCO3/l).

60. 29
Para a prevenção recomenda-se a aplicação de cloreto de cálcio até que a
mineralização (alcalinidade) da água atinja 300 mg de Ca/l (Kinkelin et al, 1991).
Como medida genérica, para manter-se a qualidade da água, somente
justificável para cultivos intensivos de peixes, com reutilização da água Shilo e Sarig
(1989), recomendaram o uso de biofiltros, os quais quando bem planejados, em sua
capacidade e eficiência de filtração podem apresentar uma boa eficiência.
13.3. CONCLUSÃO
Considerando-se que os peixes podem ser responsáveis por até 80% das
concentrações de compostos nitrogenados no meio (Kinkelin et al, 1991), e que a
toxicidade desses compostos varia com a espécie, estado fisiológico, pH, temperatura,
salinidade, e do tipo e composição do alimento consumido, é vital para que se tenha
sucesso nas atividades de aqüicultura, bem como para o bom conhecimento do
ambiente, que se entenda perfeitamente a complexidade das interações existente entre os
peixes e o ambiente onde ele vive, a água. E especificamente no caso da aqüicultura,
que o uso das dietas artificiais seja criterioso, de forma que é necessário entender-se que
dietas com altos valores nutricionais não se aplicam para todos os casos, pois como foi
visto, quanto mais protéica a dieta, maiores serão as taxas de excreção de nitrogênio
amoniacal.
14. O FÓSFORO NO MEIO AQUATICO
O fósforo é um elemento de grande importância nos seres vivos, pois é um constituinte
de todos os tecidos vivos, fazendo parte de muitas moléculas essenciais à vida como o ATP
(associado com o transporte intracelular de energia), ácidos nucléicos, proteínas e fosfolipídeos
(NRC, 1993).
O fósforo é considerado um nutriente chave para os tanques de piscicultura, pois eleva
a produção primária do meio aquático, ou seja, aumenta a produção de fitoplâncton
(BOYD,1982 e SIPAÚBA-TAVARES, 1995). A produção de fitoplâncton é essencial para o
desenvolvimento do zooplâncton que é indispensável ao desenvolvimento das fases larvais da
maioria das espécies de peixes (CASTAGNOLLI, 1992 e SOARES, et al., 1997), servem de

61. 30
alimento a peixes planctófagos e, peixes onívoros também têm no plâncton uma fonte de
alimento (WELCH, 1992 e SIPAÚBA-TAVARES, 1995).
Embora ocorra em baixa concentração na água, o fósforo é o nutriente com maior fator
de concentração no fitoplâncton, seguido pelo nitrogênio e carbono (KUBITZA, 1998).
O fósforo é um nutriente indispensável em sistemas aquícolas extensivos e semi-
intensivos. Entretanto, pode se tornar uma fonte de poluição através do arraçoamento
inadequado causando excessivos “blooms” de fitoplâncton, devido ao aumento dos níveis de
fósforo e nitrogênio, levando a uma deterioração da qualidade de água, em função do processo
de respiração das bactérias durante a decomposição da matéira orgânica o que reduz o nível de
oxigênio dissolvido nos tanques podendo até levar a mortalidade dos peixes (BOYD, 1998,
CAIN e CARLING, 1995). E em sistemas intensivos de criação o fósforo é um fator dispensável
e pode até ser considerado uma fonte de poluição (KUBITZA, 1997b).
14.1 FORMAS DO FÓSFORO NO AMBIENTE AQUÁTICO
Toda forma de fósforo no ecossistema aquático está como fosfato, sendo o ortofosfato o
mais comum e a principal forma de fosfato assimilada pelos vegetais aquáticos (SIPAÚBA-
TAVARES, 1995 e ESTEVES, 1998).
Atualmente, o fósforo tem sido agrupado em cinco formas: fosfato particulado,
fosfato orgânico dissolvido, ortofosfato, fosfato total dissolvido e fosfato total (ESTEVES,
1998).
Como em águas continentais a faixa de pH mais freqüente situa-se entre cinco e
oito, as formas iônicas predominantes, são H2PO4- e HPO4-2 (ESTEVES, 1998)
Em função do pH do meio, o íon fosfato (ortofosfato), pode estar sob diferentes
formas iônicas na água, como mostra a Tabela 11.
TABELA 11. Percentagem das espécies iônicas de fosfato presente em solução, em
diferentes valores de pH
% de cada espécie iônica presente
pH H3PO4 H2PO4- HPO4-2 PO4-3

62. 31
4,0 0,9 99,0 0,2 7,0 x 10-10
5,0 0,1 98,0 2,0 7,0 x 10-8
6,0 8,0 x 10-3 82,0 18,0 6,0 x 10-6
7,0 3,0 x 10-4 33,0 67,0 2,0 x 10-4
8,0 4,0 x 10-6 3,0 97,0 2,0 x 10-3
9,0 5,0 x 10-8 0,5 99,5 4,0 x 10-2
Fonte: adaptado de ESTEVES (1998).
14.2. FONTES DE FÓSFORO
O fósforo nas águas naturais é proveniente do fosfato de rocha o qual vem dissolvido
na água, e também está presente no solo do leito do corpo d’água, e do sedimento presente no
fundo dos mesmos (ESTEVES, 1998).
As fontes artificiais de fosfato mais importantes são: esgotos domésticos e industriais e
material particulado de origem industrial contido na atmosfera. Em muitas regiões, notadamente
nas regiões industrializadas e com elevada densidade populacional, as fontes artificiais de fosfato
são mais importantes do que as naturais, sendo que a maior parte dele advém dos detergentes
(ESTEVES, 1998).
Em tanques de piscicultura as fontes de fósforo são provenientes principalmente pela
adubação, pelas fezes do peixes alimentados com ração e também pela própria ração que pode se
dissolver em parte (BOYD, 1982).
A fonte de fósforo para os peixes é proveniente do seu alimento (plâncton, plantas,
peixes, ração), já que está em baixas concentrações na água. O requerimento de fósforo total
varia de 0,5 a 0,8% da dieta para a maioria dos peixes utilizados na piscicultura (NRC, 1993).
O grau de trofia indica o estado de um ambiente, como pode ser verificado na tabela 2,
que pode ser eutrófico (ambiente rico em nutrientes) e oligotrófico (com pequeno suprimento de
nutrientes ou espectro limitado de nutrientes), portanto o fósforo serve como indicador do grau
de trofia de um sistema aquático (TAVARES, 1995).
TABELA 12. Concentração de fósforo total em relação ao estado trófico de lagos.
Estado-Trófico Fósforo total g/l

63. 32
Ultra-oligotrófico <5
Oligomesotrófico 5 - 10
Meso-eutrófico 10 - 30
Eu-politrófico 30 - 100
Politrófico >100
Fonte: Adaptado de ESTEVES (1998)
14.3. CICLOS DO FÓSFORO
Vários fatores interferem na precipitação do íon fosfato no ambiente aquático, dentre
eles podem ser destacados as concentrações de íons ferro (solos argilosos), alumínio (solos
arenosos), sulfetos orgânicos e carbonatos, o pH e condições de oxidoredução (ESTEVES,
1998 e WELCH, 1992).
O ferro é o íon mais importante na precipitação do fosfato, a dinâmica de ação dos íons
de ferro sobre o fosfato depende do seu estado de oxidação e do pH do meio. Em condições
menos ácidas, como a maioria das águas continentais, a maior parte do íon férrico encontra-se
+3
complexado na forma de hidróxido de ferro hidratado (Fe + 6H20 [Fe6H2O]3+ [Fe(OH)
5H2O]2+ + H+), em sua superfície e precipitando-as principalmente no sedimento (ESTEVES,
1998).
Na água com altas concentrações de Ca e pH elevado, pode formar fosfato de cálcio, que
se precipita no sedimento podendo ser perdido do sistema. Outros dois elementos ligados ao
ciclo do fósforo na água são o ferro e o alumínio.
Os seres vivos, que vivem na coluna d’água têm um papel importante na dinâmica do
fosfato na coluna d’água, o fitoplâncton, o zooplâncton, as macrófitas, as bactérias,
protozoários e os peixes são constituintes desta população, e suas interações são responsáveis
pela manutenção de uma concentração de fosfato inorgânico na coluna d’água, principalmente
no epilimínio (ESTEVES, 1998).

64. 33
Um dos maiores responsáveis pela remoção dos fosfatos da coluna d’água é o
fitoplâncton. O fitoplâncton tem a capacidade de absorver mais fosfato do que a sua necessidade
nutricional, armazenando este fosfato para uso durante a escassez do mesmo na coluna d’água. O
fitoplâncton absorve principalmente e preferencialmente o fosfato inorgânico. (BOYD, 1982,
ESTEVES, 1998, WELCH, 1992 e LAWS, 1992).
As macrófitas têm uma alta capacidade de absorção de fosfato da coluna d’água, e
como o fitoplâncton pode absorver fosfato orgânico e também absorver mais fosfato do que sua
exigência nutricional para utilização em época de falta deste nutriente. A absorção do fosfato
da coluna d’água se dá por meio das folhas, o qual varia de acordo com a espécie e a
temperatura (ESTEVES, 1998 e WELCH, 1992). As macrófitas também tem a capacidade de
absorver o fosfato do sedimento, o qual é em parte incorporado a sua biomassa e o restante é
eliminado para a coluna d’água. A autólise de suas células também é importante como fonte de
fosfato solúvel a coluna d’água (ESTEVES, 1998).
ESTEVES (1998), cita valores de 27 a 58% do fosfato absorvido do sedimento é
excretado para a água. As macrófitas podem ainda contribuir para o fosfato do sedimento a
partir de partes da mesma, células mortas, que não sofrem decomposição na coluna d’água e se
depositam no sedimento.
Os peixes têm sua necessidade nutricional de fósforo provida pelo alimento, e este
fósforo volta para o meio através da decomposição das fezes e das carcaças de peixes mortos. Os
peixes reciclam o fosfato do sedimento através do hábito alimentar detritívoro de algumas
espécies, do consumo de bentos e da ação de biorrevolvimento (ESTEVES, 1998).
A permuta de fosfato inorgânico entre o sedimento e água pode depender de uma série
de fatores agindo separadamente ou em conjunto. Os mais importantes são o potencial de
oxido-redução, que é dependente da concentração de oxigênio, pH, troca de água, que afeta a
difusão e o transporte, e a fração relativa de fosfato que se liga ao ferro, alumínio, cálcio e
matéria orgânica, que pode variar bastante de um lago para outro. A importância relativa destes
processos irá variar de acordo com a profundidade e a intensidade da estratificação térmica
(WELCH, 1992).
Os organismos presentes no sedimento, os bentos, atuam na ciclagem dos nutrientes
do sedimento, participando do processo de decomposição da matéria orgânica, reduzindo o
tamanho das partículas, a liberação de nutrientes pela ação mecânica de muitos destes
organismos (biorrevolvimento) e também fazem parte na cadeia alimentar de vários organismos
aquáticos, notadamente a dos peixes (ESTEVES, 1998).

65. 34
14.4. ADUBAÇÃO FOSFATADA EM TANQUES DE PISCICULTURA
Em tanques de piscicultura, a adubação é feita em sistemas de criação semi-intensiva e
extensiva, com o objetivo de fornecer suplemento adequado de nutrientes para uma
produtividade primária ideal de acordo com às necessidades da criação.
Fertilizantes fornecem nutrientes, principalmente nitrogênio e fósforo, para estimular o
crescimento do fitoplâncton e a melhoria na cadeia alimentar que culmina com a produção de
camarões e tilápias. Fertilizantes químicos e estercos podem ser igualmente eficientes, mas
fertilizantes inorgânicos são mais fáceis de usar e mais seguros que estercos. Estercos têm
baixas concentrações de nutrientes e devem ser aplicados em quantidades maiores que
fertilizantes químicos, além de serem muito variados em sua composição (RIBEIRO,1999a).
Os adubos químicos utilizados como fonte de fósforo no Brasil, são os fosfatos de
rocha, o superfosfato simples, superfosfato triplo, são adubos granulados ou farelados, e
facilmente encontrados em estabelecimentos comerciais agrícolas.
Um problema enfrentado na adubação é que as partículas do adubo se assentam no fundo
antes de se dissolverem. O fosfato do sedimento é uma importante fonte para a manutenção da
regularidade da produção fitoplanctônica. No entanto, mesmo após anos de adubação, o fósforo
deve ser usado na adubação de tanques para a manutenção de uma alta produtividade primária
(BOYD, 1982).
Aplicação de fertilizantes fosfatados deve ser feita, preferencialmente, em tanques e
viveiros cheios. No caso de viveiros que receberam calagem no fundo, deve-se esperar de uma a
duas semanas, após o enchimento, para início da adubação fosfatada. Quando a calagem for
aplicada em viveiros cheios, recomenda-se que a adubação fosfatada seja feita pelo menos duas a
três semanas após a calagem (KUBITZA, 1998).
O programa de adubação deve ser baseado em doses e frequência de aplicações
adequadas para manutenção de uma transparência da água em torno de 30 a 50 cm em tanques
exclusivamente adubados e destinados à produção de peixes planctófagos em monocultivos ou
policultivos. Em tanques onde se realiza a alimentação dos peixes com ração suplementar além
da adubação, o valor minímo de transparência não deve ficar abaixo de 40 cm. Em cultivos
baseados no uso de rações completas, os programas de adubação devem se limitar à aplicações
de fertilizantes previamente à estocagem e durante as fases iniciais de cultivo, onde os níveis de
arraçoamento ainda são baixos (KUBITZA, 1998).
Na tabela 3 seguem listados alguns dos fertilizantes inorgânicos mais comuns.
TABELA 13. Composição química, forma, solubilidade e potencial acidificante dos principais
fertilizantes inorgânicos na adubação de tanques e viveiros.

66. 35
P2O5
Material Forma N Solub. na Acidez potencial
(%) Água (%)¹ (Kg CaCO3/ton.)
Nitrato de amônia Granular 33 - 98,8 1.118
Nitrato de cálcio Granular 15-17 - 98,7 0
Sulfato de amônia Granular 21 - 85,9 1.510
Uréia Granular 45 - - 1.610
Superfosfato Simples Granular - 18-20 4,6 0
Superfosfato Triplo Granular - 43-50 5,1 0
Fosf. Monoamônio (MAP) Granular 11 46 7,1 790
Fosf. Diamônio (DAP) Granular 16-21 18-53 16,8 970
10-34-00 Líquida 10 34 - 711
11-37-00 Líquida 11 37 - 783
13-38-00 Líquida 13 38 - 926
¹ Após passar por uma coluna d’água de 2m (BOYD, 1990)
Excesso de adubação fosfatada pode trazer sérios problemas, pois propicia um
crescimento na população fitoplanctônica, podendo levar a um estado de anoxia após um
“bloom” deste fitoplâncton e, consequentemente, levar a uma grande mortalidade de peixes nos
tanques. Então é importante a constante observação dos tanques de piscicultura, e dispor de
meios para contornar este tipo de situação, como aeradores e possibilidade de renovação de
água (BOYD, 1982).
15. EUTROFIZAÇÃO DO AMBIENTE AQUÁTICO
De acordo com ESTEVES (1998), a eutrofização pode ser natural ou artificial. A do
tipo natural é um processo lento e contínuo, resultante do acúmulo de nutrientes transportados
pelas chuvas e pelas águas superficiais, que erodem e lixiviam a superfície terrestre. Quando é
induzida pela ação do homem é denominada eutrofização artificial.
A eutrofização é o enriquecimento dos nutrientes da água, especialmente nitrogênio e
fósforo, que causa um crescimento acelerado das algas e formas de plantas superiores,

67. 36
produzindo um distúrbio não desejado no balanço dos organismos presentes na água (GOWEN,
1994).
Fonte: ESTEVES, 1998.
FIGURA 17. Principais fontes de nutrientes e conseqüências do processo de
eutrofização artificial.
Em aqüicultura podem ocorrer problemas ambientais como a eutrofização artificial em
locais com alta concentração de fazendas píscicolas o que pode levar a degradação do meio
ambiente. Nestes sistemas, a descarga de nutrientes como N e P provenientes de culturas
intensivas deve ser motivo de preocupação devido ao impacto que pode ser causado nos
efluentes de piscicultura (LANARI et al., 1998).
Apenas uma pequena porção dos constituintes alimentares são assimilados diretamente
pelo peixe e cerca de 25% do nitrogênio alimentar e 20% do fósforo no meio são
aproveitados, o restante é acumulado no sedimento (AVNIMELECH, 1998).

68. 37
Formas de reduzir a quantidade de nitrogênio e fósforo nas rações sem afetar a
qualidade da ração ou métodos que melhorem a eficiência com que a ração é convertida em
músculo do animal aquático, reduzem a carga de nitrogênio e fósforo, reduzindo a produção de
fitoplâncton por unidade de produção de peixe ou camarão, elevando a qualidade de água do
viveiro e melhorando a qualidade do efluente (BOYD, 1997).
16. TRATAMENTOS DE VIVEIROS
É possível remover fósforo da água de viveiros pela aplicação de fontes de ferro,
alumínio ou íons de cálcio para precipitar ferro, alumínio ou fosfato de cálcio insolúveis. Estes
precipitados passam a fazer parte do solo do fundo e o fósforo permanece fixado no solo e
indisponível para o fitoplâncton. Doses de tratamento de 20-30 mg/l de sulfato de alumínio e
100-200 mg/l de gesso têm sido utilizados para reduzir a concentração de fósforo na água dos
viveiros (BOYD, 1997).
Segundo BOYD (1995), a manutenção da qualidade de água dentro de uma adequada
produção animal em viveiros comerciais utilizados para aqüicultura torna-se mais difícil
conforme o envelhecimento do viveiro, O acúmulo de sedimento enriquecido com nutrientes e
matéria orgânica é o principal fator dos viveiros velhos, provenientes do manejo intensificado,
sendo um problema. Entretanto, técnicas de remoção deste material acumulado em fundo de
viveiros velhos tem sido utilizadas, sendo uma delas a retirada através de dragas.
17. EFLUENTES
Todo material orgânico, nutrientes da ração não consumida, fezes e excreção de
metabólitos representam poluição ou carga de dejetos nos viveiros. Portanto, efluentes de
viveiros podem poluir águas naturais (BOYD, 1997).
Entre as características desejáveis em um alimento, apontadas por PEZZATO (1995),
está a de apresentar baixo impacto poluente. O mesmo considera que as dietas devem ser
processadas de forma a apresentar adequada estabilidade na água, levando a um melhor
aproveitamento dos peixes e conseqüentemente minimizando a excreção de resíduos fecais e as
perdas de nutrientes por dissolução na água.
No Brasil existem regulamentações estabelecidas pela CETESB sobre a qualidade de
efluentes urbanos e industriais, as quais deverão ser estendidas aos efluentes de aqüicultura.
Entretanto, em relação aos níveis de P, ainda não há regulamentação, o que deve ser de
preocupação no futuro, uma vez que os efluentes de aqüicultura têm altos níveis deste nutriente.

69. 38
Enquanto isto os produtores devem adotar as estratégias adequadas de alimentação,
granulometria das dietas, freqüência e taxas de arraçoamento de acordo com a espécie e fase em
cultivo (KUBITZA, 1997).
Dentro deste enfoque as situações atuais mostram que cada indivíduo deverá buscar
formas de minimizar a carga de seus efluentes, principalmente se analisarmos do ponto de vista
de escassez de água, o que já ocorre em algumas regiões do Brasil e do mundo.
O crescimento da aqüicultura em diversos países deve-se ao emprego de tecnologia
moderna que propricia altas produtividades e sobretudo o uso racional da água, considerada um
dos recursos mais críticos e estratégicos para o desenvolvimento no século 21 (RIBEIRO,
2000).
Estudos relatam que é possível na despesca do viveiro transferir os primeiros 80 % do
volume do viveiro para viveiros adjacentes para a reutilização da água no mesmo ou em outros
viveiros. Os últimos 20 % da água são concentrados em poluentes e devem ser tratados para
melhorar sua qualidade antes da descarga em águas naturais (BOYD, 1997).
BRANCO (1971), citado por ESTEVES (1998), mostra que um dos métodos mais
eficientes na eliminação de fosfato e nitrogênio dos efluentes é o seu tratamento em três
estágios: mêcanico (tratamento primário), biológico (tratamento secundário) e químico
(tratamento terciário). Sendo que o primário consiste na retirada da matéria sólida, através de
sua decantação, o tratamento secundário, baseia-se na atividade dos microorganismos,
especialmente os aeróbios e no tratamento químico (terciário), o fosfato e o nitrogênio,
remanescentes ainda do tratamento biológico (secundário), são eliminados na sua quase
totalidade. Para a eliminação do fosfato, utiliza-se diferentes compostos a base de ferro e
alumínio, que atuam como floculadores, com o terceiro estágio de tratamento, a eliminação de
fosfato pode alcançar 90% do valor inicial.
A utilização de biofiltros ou filtros biológicos como forma de minimizar a eutrofização
da aqüicultura é bem conhecida, devido à remoção da matéria orgânica e inorgânica,
principalmente em relação aos compostos nitrogenados. Existem vários tipos de biofiltros que
podem ser utilizados na aqüicultura, sendo os biofiltros de plantas aquáticas (macrófitas) irão
absorver boa parte do fósforo liberado dos viveiros e tanques de cultivo de peixes, pois essas
plantas necessitam destes nutrientes para seu crescimento, reduzindo assim parte das descargas
destes sistemas (SIPAÚBA, 2000).

70. 39
18. CONSIDERAÇÕES FINAIS
O fósforo para o ecossistema aquático é sem dúvida alguma, um nutriente fundamental
para a produtividade primária. Sendo assim, de extrema importância para o sucesso da
larvicultura em especial e criação extensiva e semi-intensiva de peixes.
Como já descrito o fósforo é um indicador do grau de eutrofização do ambiente
aquático, portanto, o conhecimento da concentração deste nutriente em tanques de piscicultura é
reelevante para o sucesso da criação de peixes, podendo ser controlado através da transparência
da água pelo disco de Secchi.
Com um monitoramento constante da qualidade de água e um bom manejo de fundo de
viveiros, o piscicultor estará prevenindo-se contra riscos consideráveis, obtidos numa possível
queda de sua produção.
Para os sistemas intensivos de criação a utilização de tanques de decantação reduzindo
a carga poluente no ambiente aquático natural, será talvez, a melhor forma dos órgãos
ambientais regularizarem o uso das águas dentro dos sistemas de aqüicultura, assegurando
assim, um futuro, visando qualidade ambiental de produção.
Sendo a aqüicultura uma atividade produtiva que depende exclusivamente de água, e o
seu crescente desenvolvimento não deixa de causar, de uma certa forma, danos ao meio
ambiente, faz-se necessário o estudo aprofundado de técnicas para o desenvolvimento
sustentável. Buscando alcançar um equilíbrio entre a produção e o meio ambiente aquático, pois
na ausência deste pode-se acarretar sérios prejuízos, tanto no aspecto econômico, social, quanto
com relação ao meio ambiente.

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