1. REVISTA DE BIOLOGIA E CIÊNCIAS DA TERRA ISSN 1519-5228
Volume 23 - Número 1 - 1º Semestre 2023
BIODESCOLORAÇÃO DE CORANTES SINTÉTICOS PELA LEVEDURA
Hyphopichia heimii AR43 ISOLADA DE JARDINS DE FUNGOS DA FORMIGA Atta
robusta
Patrícia Lima Alves1
, Tiago Santos Freitas2
, Thiara Teixeira Santos3
, Marcia Luciana Cazetta4*
RESUMO
A levedura Hyphopichia heimii AR43, isolada de jardim de fungos da formiga da tribo Atta robusta,
foi estudada quanto à sua capacidade de degradação de quatro corantes sintéticos: Remazol Brilhante
Violeta (RBV), Remazol Brilhante Azul (RBA), Alaranjado G (AG) e Preto Reativo 5 (PR5), por
fermentação submersa durante 72 h, agitação de 150 rpm e 35 o
C. Após os ensaios, as amostras foram
centrifugadas e da biomassa foi avaliado o crescimento celular (D.O. 600 nm). O sobrenadante foi
utilizado para determinação da taxa de descoloração por espectrofotometria e para os testes de
fitotoxicidade com sementes de alface. H. heimii apresentou ótimos resultados para os corantes RBV
e PR5, atingindo 94,5% e 97,3% de taxa de descoloração após 24 h, respectivamente. Os demais
corantes apresentaram taxas menores de descoloração, de 25,8% para AG e de 42,1% para RBA. Os
testes de fitotoxicidade foram realizados com os corantes RBV e PR5 e os sobrenadantes
apresentaram, de um modo geral, diminuição da toxicidade em baixas concentrações. Entretanto, em
altas concentrações a toxicidade se elevou e sem diluição os sobrenadantes mostraram-se tóxicos,
pois não ocorreu germinação das sementes, sugerindo que ocorreu biodegradação parcial dos corantes
cujos metabólitos, em altas concentrações, foram fitotóxicos.
Palavras-chave: Fungos, Insetos sociais, Biodegradação, Corantes.
BIODECOLORIZATION OF SINTETIC DYES BY YEAST Hyphopichia heimii AR43
ISOLATED FROM ANT FUNGIUS-GARDEN Atta robusta
ABSTRACT
The yeast Hyphopichia heimii AR43, isolated from the ant fungus-garden of the tribe Atta robusta,
was studied for its ability to degrade four synthetic dyes: Remazol Brilliant Violet (RBV), Remazol
Brilliant Blue (RBB), Orange G (OG) and Reactive Black 5 (RB5) by submerged fermentation for
72 h, 150 rpm and 35 o
C. After the tests, the samples were centrifuged and the cell growth was
evaluated from the biomass by optic density at 600 nm. The supernatant was used to determine the
decolorization rate by spectrophotometry and for phytotoxicity tests with lettuce seeds. H. heimii
showed excellent results for RBV and RB5 dyes, reaching 94.5% and 97.3% of decolorization rate
after 24 h, respectively. The other dyes showed lower discoloration rates, 25.8% for OG and 42.1%
for RBB. Phytotoxicity tests were carried out with RBV and RB5 dyes and the supernatants showed,
in general, a decrease in toxicity at low concentrations. However, at high concentrations, toxicity
increased and without dilution the supernatants proved to be toxic, since seed germination did not
occur, suggesting that there was partial biodegradation of dyes whose metabolites, in high
concentrations, were phytotoxic.
Keywords: Fungi, Social insect, Biodegradation, Dyes.
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2. INTRODUÇÃO
Os corantes estão amplamente presentes
na cadeia produtiva industrial nos alimentos,
cosméticos, fármacos, indústria de impressão, de
papel e, principalmente, na indústria têxtil, cujo
processo produtivo está intimamente relacionado
ao tingimento de tecidos, couro e calçados com
corantes sintéticos (KANNAN et al., 2016;
NABILAH et al., 2022). Estima-se que cerca de
10 a 15% dos efluentes industriais contendo
corantes são despejados em corpos d'água,
causando efeitos nocivos sobre a flora e fauna
aquáticas uma vez que são substâncias, muitas
vezes, poluentes e recalcitrantes (ALMEIDA;
CORSO, 2019; ALI et al., 2021a; HAMDI et al.,
2022).
Na indústria têxtil, mais de 60% dos
corantes utilizados são do tipo azo, pois possuem
elevada solubilidade em água e estabelecem uma
forte ligação covalente com as fibras têxteis
através de seus grupos amino, melhorando a
fixação da cor ao tecido. Os azocorantes são
caracterizados pela presença de um ou mais
grupos azo (-N=N-) unindo radicais simétricos
ou assimétricos de benzeno ou naftaleno,
podendo ser classificados como monoazo,
disazo, trisazo e poliazo (GUARATINI;
ZANONI, 2000; BENKHAYA et al., 2020).
Porém, os azocorantes estão entre os mais
perigosos para o meio ambiente pois, além de
afetar a fotossíntese e a cadeia alimentar, podem
apresentar efeitos mutagênicos e carcinogênicos
aos seres vivos, inclusive os seres humanos
(UMBUZEIRO et al., 2005; EL-SAYED et al.,
2018). Além disso, a distribuição dos corantes na
água aumenta com o aumento do peso molecular
do corante, pois ocorrem mais ligações azo,
dificultando ainda mais a degradação deste tipo
de corante (BENKHAYA et al., 2020).
A remoção desses corantes pode ocorrer
de forma física, química ou biológica, entretanto,
a biorremediação microbiana é um dos processos
mais econômicos e eficientes, pois utiliza
microrganismos capazes de degradar compostos
tóxicos, recuperando o local total ou
parcialmente (CAMARGO et al., 2007; GUO et
al., 2019). Os fungos apresentam um grande
potencial para degradar corantes sintéticos,
sendo de grande importância na biorremediação
destas substâncias na medida em que apresentam
elevada tolerância a poluentes químicos
(NABILAH et al., 2022). As leveduras vêm
despertando grande interesse, pois possuem um
aparato enzimático que possibilita sua
colonização nos mais variados ambientes,
incluindo os mais recalcitrantes. Nos fungos as
principais enzimas envolvidas no processo de
degradação de corantes pertencem ao complexo
ligninolítico, sendo descritas especialmente:
lignina peroxidase (LiP), manganês peroxidase
(MnP), lacase (Lac) e NADH-Diclofenol
indofenol redutase (NADH-DCIP), entre outras
(BANKOLE et al., 2017; AL-THOAMY et al.,
2020a; AL-THOAMY et al., 2020b; HAMDI et
al., 2022; ALI et al., 2022a).
As leveduras podem ser isoladas de
diferentes locais como plantas, solo, água (doce
e salgada), alimentos fermentados e, até mesmo,
insetos. Os insetos são boas fontes para
isolamento de microrganismos, pois apresentam
uma interação simbiótica que favorece a ambas
as partes, fornecendo proteção para as leveduras,
além de possibilitar a sua dispersão para novos
habitas e substratos para seu crescimento
(MADDEN et al., 2018; STEFANINI, 2018;
BIZARRIA et al., 2021). As formigas cortadeiras
realizam interações simbióticas com
microrganismos que são abrigados em seus
ninhos e, por isso, são bons vetores de dispersão
de leveduras. Elas transportam pedaços de
plantas para o formigueiro e fungos simbiontes
utilizam o substrato vegetal para o seu
crescimento, que é utilizado posteriormente
como alimento, em câmaras subterrâneas
denominadas de jardins de fungos (BORBA et
al., 2006). Embora o papel das leveduras nos
formigueiros ainda não tenha sido totalmente
esclarecido, a variada atividade enzimática
descrita para leveduras isoladas de jardins de
fungos de formigas das tribos Atta texana e
Acromyrmex spp. sugerem que essas câmaras
funcionam como um sistema microbiano que
converte o material vegetal trazido pelas
formigas em nutrientes de rápida e fácil
assimilação, além da remoção de compostos
tóxicos (PINTO-TOMÁS et al., 2009; MENDES
et al., 2012).
Existem diversos trabalhos descrevendo a
diversidade de leveduras encontradas em
formigueiros. Rodrigues et al. (2009)
descreveram vários gêneros de leveduras
isoladas de jardins de fungos da formiga

3. cortadeira Atta texana, especialmente
Cryptocccus, Rhodotorula e Kodamae. Pagnocca
et al. (2010) descreveram o isolamento de 39
espécies de leveduras de ninhos de formigas
Myrmicocrypta sp. como Candida dubliniensis,
C. oleophila, Cryptococcus haglerorum e
Hanseniaspora uvarum, incluindo uma nova
espécie denominada Trichosporon chiarellii sp.
nov. Dos depósitos de lixo de ninhos de
Acromyrmes lundii foi isolada uma nova espécie
de levedura basidiomicética denominada de
Rhodosporidiobolus geoffroeae sp. nov.
(MASIULIONIS; PAGNOCCA, 2017). Giraldo
et al. (2021) identificaram cerca de 10 espécies
de leveduras, distribuídas em 6 gêneros, isoladas
de ninhos da formiga cortadeira Atta cephalotes:
Candida, Debaryomyces, Tricosporon,
Meyerozyma, Pichia, incluindo 2 espécies do
gênero Hyphopichia (H. butonii e H.
homilentoma).
A levedura Hyphopichia heimi AR43,
utilizada neste estudo, foi isolada do jardim de
fungos da formiga da tribo Atta robusta. Esta
espécie de formigas cortadeiras é endêmica,
encontrada nas regiões de restinga dos Estados
do Rio de Janeiro e Espírito Santo, embora ainda
existam ambiguidades em dados da literatura
com relação a sua distribuição e escassez nos
estudos entomológicos nesses ambientes, devido
a barreiras físicas, elementos históricos e
ecológicos (TEIXEIRA et al., 2003; TEIXEIRA
et al., 2004). As leveduras isoladas de ninhos de
formiga podem apresentar um potencial
biotecnológico ainda pouco explorado como a
produção de enzimas, pigmentos, substâncias
antimicrobianas, entre outras características de
interesse industrial. Assim, o objetivo deste
trabalho foi estudar o potencial de biodegradação
de diferentes corantes sintéticos pela levedura H.
heimi AR43.
MATERIAL E MÉTODOS
A levedura H. heimii AR43 faz parte da
coleção de leveduras do Laboratório de
Bioquímica do Núcleo de Estudos em
Microbiologia Aplicada (NEMA/ CCAAB) da
Universidade Federal do Recôncavo da Bahia, e
foi isolada de jardins de fungos da formiga Atta
robusta Borgmeier (Hymenoptera:Formicidae),
da região de restinga do município de Aracruz,
estado do Espírito Santo, Brasil. O isolado AR43
foi identificado utilizando técnicas de biologia
molecular. As amplificações por PCR foram
realizadas com os primers LROR
(ACCCGCTGAACTTAAGC) e LR7
(TACTACCACCAAGATCT) da região LSU
25-28S (Large subunit RNA) do RNA
ribossomal (VILGALYS; HESTER, 1990). Os
produtos amplificados foram visualizados em gel
de agarose a 0,8%, corados com brometo de
etídio e visualizados sobre luz ultravioleta. Em
seguida, os amplicons foram purificados
utilizando o kit Illustra® GFX PCR DNA e Gel
Band Purification (GE Healthcare Life Sciences)
para posterior identificação nucleotídica
utilizando o sequenciador automático ABI-Prism
3500 Genetic Analyzer (Applied Biosystems) da
empresa ACTGene Análises Moleculares Ltda.
A edição e montagem das sequências foram
realizadas com o programa Sequencher 4.1.4
(Gene Code Corporation). A identidade
taxonômica dos isolados foi verificada através do
banco de dados GenBank, utilizando o BLASTn
“basic local alignment search tool” (BLAST) do
NCBI (http://www.ncbi.nlm.nih.gov).
A levedura foi cultivada em placas de
Petri contendo meio GYMP comporto por (g.L-
1
): extrato de malte 10, extrato de levedura 5,
NaH2PO4 2, glicose 20, ágar 2, durante 24-48
horas, a 35 ºC. Em seguida, para produção do
inóculo, a levedura foi transferida para solução
salina 0,85% até atingir a densidade óptica de 0,8
no comprimento de onda de 600 nm, que
corresponde a 108
células/ mL de acordo com a
escala de McFarland.
Para os testes de descoloração foram
utilizados os azocorantes Alaranjado G, Remazol
Brilhante Violeta (RBV), Preto Reativo 5 (PR5)
e Remazol Brilhante Azul (RBA) (do tipo
antraquinona), na concentração de 50 ppm. Foi
utilizado o Meio Mínino de Descoloração
(MND), contendo (g.L-1
): extrato de levedura
2,5; KH2PO4 5,0; MgSO4.7H2O 0,5 e CaCl2 0,13,
de acordo com Ramalho et al. (2002); Ramalho
et al. (2004); Martorell et al. (2012), com
modificações. Os ensaios foram realizados em
frascos de Erlenmeyer de 125 mL contendo 30
mL de meio de cultivo MND acrescido dos
corantes, mantido sob agitação de 150 rpm em
câmara agitadora por 72 horas, a 35 ºC. A cada
24 horas triplicadas foram retiradas,
centrifugadas a 5000 rpm por 20 minutos. A
partir da biomassa foi determinado o crescimento

4. celular por Densidade Ótica (D.O.) a 600 nm. O
sobrenadante foi utilizado para determinar a
porcentagem de descoloração por
espectrofotometria, avaliando-se a diminuição da
absorbância a partir do comprimento de onda
fixado pela absorbância máxima de cada corante:
AG-476 nm, RBV-558 nm, RBA-595 nm e PR5-
595 nm, utilizando a seguinte equação 1:
Onde: (A) absorbância do meio não inoculado e (B)
absorbância residual do meio.
Além disso, foram observadas as
seguintes características: coloração do meio
antes e após descoloração, pH e cor da biomassa.
Como controle foi utilizado o meio de cultivo
contendo somente o MND com o corante
Ensaios de fitotoxicidade
Os ensaios de fitotoxicidade com o
sobrenadante obtido após a descoloração foram
realizados utilizando sementes de alface
(Lactuca sativa) segundo Sobrero e Ronco
(2004) com modificações. Em placas de Petri
foram colocados discos de papel para
germinação (Whatman) saturados com 2 mL do
sobrenadante nas concentrações de 6%, 12%,
25%, 50% e 100% (sem diluição), contento 20
sementes de alface. As placas foram lacradas
com papel filme e colocadas em sacos plásticos
para evitar a perda de umidade e incubadas
durante 5 dias em temperatura de 22 ± 2 °C em
local escuro. Como controle positivo foi utilizada
água destilada e como controles negativos foram
utilizados os corantes nas mesmas
concentrações. Todos os ensaios foram
realizados em triplicata.
Terminado o período de incubação, foi
determinada a Taxa de Germinação (TG) e a taxa
de Inibição do Crescimento Radicular (TICR), de
acordo com a equação 2:
Onde: CMA= comprimento médio da amostra;
CMC=comprimento médio do controle
RESULTADOS E DISCUSSÃO
Testes de descoloração de diferentes corantes
Após as análises moleculares, o isolado
AR43 apresentou 92% de similaridade com a
espécie de referência Hyphopichia heimii
JQ689033.1 do GenBank, sendo identificado
como H. heimii.
Foram observadas elevadas taxas de
descoloração, acima de 90%, para os corantes RBV
e PR5 nas primeiras 24 h. Por outro lado, a taxa de
descoloração do corante AG foi baixa (25,8% em
24 h), diminuiu no decorrer do tempo e chegou a
3,4% em 72 horas. Para o RBA, um corante do tipo
antraquinona, foi observada taxa moderada de
descoloração, com um máximo de 42,1% a partir
de 24 h, e mantendo-se praticamente constante até
72 horas (Figura 1).
A estrutura química dos corantes pode
influenciar na eficiência da descoloração.
Danouche et al. (2021) observaram variação nas
taxas de descoloração de diferentes corantes pela
levedura Cyberlindnera fabianii, que foram
elevadas para os corantes Vermelho Ácido 14,
Mordante Preto 17, Ácido Laranja 52 e Ácido
Vermelho 18 e moderada para os corantes
Vermelho Alimento 17 e diazóico Vermelho
Direto 28. Hamidi et al. (2022) também
observaram variação nas taxas de descoloração
para diferentes corantes utilizando a enzima
MnP-AN30 isolada de Aspergillus niger
CTM10002, que foi atribuído à baixa afinidade
da enzima para alguns dos corantes testados. Guo
et al. (2019) descreveram que o aumento da
salinidade do meio de cultivo afetou a atividade
das enzimas LiP e Lac envolvidas no processo de
degradação pela levedura Galactomyces
geotrichum GG. Essas informações podem
Descoloração (%) =
(𝐴−𝐵)
𝐴
x 100 Eq. 1
TICR (%) =
(𝐶𝑀𝐴−𝐶𝑀𝐶)
𝐶𝑀𝐶
x 100 Eq. 2

5. explicar as baixas taxas de descoloração do AG e
do RBA pela levedura H. heimii AR43. O corante
RBA é do tipo químico antraquinona, que
contém em sua estrutura anéis aromáticos que os
tornam mais resistentes à oxidação, além de
serem altamente estabilizados por ressonância
(SILVA; MONTEIRO, 2000; GUARATINI;
ZANONI, 2000). Além disso, a liberação de sais
após a degradação pode ter elevado a salinidade
do meio e inibiu a atividade de algumas enzimas.
Para os corantes RBV e PR5 a elevada
taxa de descoloração deixou o meio de cultura
incolor, indicando a hidrólise do grupo
cromóforo da molécula. Os meios contendo AG
e RBA permaneceram coloridos (Figura 2).
A biomassa não apresentou alteração da
cor, permanecendo com sua cor original de
branco a creme, tanto para o AG (mesmo com
baixa taxa de descoloração) como para os
corantes RBV e PR5, indicando um processo de
biodegradação dos corantes. Por outro lado, para
o corante RBA a biomassa tornou-se azulada, o
que sugere duas hipóteses: ocorreu processo de
adsorção do corante pela biomassa viva ou a
biodegradação produziu intermediários coloridos
que permaneceram em suspensão, conforme
descrito por Guo et al. (2019) com o corante
Ácido Escarlate GR após a degradação pela
levedura G. geotrichum GG.
A adsorção ocorre quando o
microrganismo retém um soluto e, no caso de
corantes, a biomassa viva adquire sua cor
(KAUSHIK; MALIK, 2009). Nos processos de
degradação, por outro lado, as enzimas
microbianas hidrolisam a molécula do corante,
como é o caso da hidrólise da ligação azo (-N=N-
) em azo-corantes, o que leva ao desaparecimento
da cor (SALGADO, 2009).
Enzimas ligninolíticas inespecíficas são
descritas como as responsáveis pelo processo de
degradação de corantes por leveduras. Bakole et
al. (2017) e Al-Thoamy et al. (2020a)
descreveram as enzimas NADH-DCIP e LiP
como as principais responsáveis pela degradação
de corantes por leveduras em seus estudos. Para
a levedura Galactomyces geotrichum GG, Guo et
al. (2019) determinaram as atividades de NADH-
DCIP, duas peroxidade-lignina-oxidorredutases
e Lac como as principais responsáveis pela
degradação do corante Ácido Escarlate GR.
Hamdi et al. (2022) obtiveram taxas de
descoloração eficientes de diversos corantes
utilizando uma nova heme-MnP produzida por
Aspergillus niger CTM10002. A enzima MnP-
YC4, obtida de um consorcio de leveduras,
apresentou elevada eficiência na degradação de
resíduos contendo corantes, resultando na
produção de compostos atóxicos (ALI et al.,
2022b).
O acompanhamento do crescimento
celular ao longo do processo fermentativo
mostrou que, para os corantes AG e PR5 o
crescimento se elevou até 72 horas. Para o RBA
o crescimento celular foi ascendente até 48 horas
e, a partir de então, manteve-se praticamente
constante até o final do processo. Por outro lado,
no RBV ocorreu queda de crescimento após as 48
horas (Figura 3A). A queda do crescimento
celular pode ser decorrente do esgotamento dos
nutrientes após 48 h, fazendo com que o cultivo
entre na fase estacionária e de morte celular.
De um modo geral, os valores de pH
elevaram-se ao longo do tempo, mas
mantiveram-se na faixa ácida até o final da
fermentação. Para os corantes RBV e AG a
variação foi maior, de pH inicial 3,5 para pH final
4,5 e 5,0, respectivamente. Para os corantes RBA
e PR5 houve variação menor entre o pH inicial
(cerca de 4,2) e o pH final (cerca de 4,7) (Figura
3B). O aumento do pH pode estar associado à
liberação de aminas decorrente da degradação
dos corantes, o que alcaliniza o meio.
O pH mais adequado do meio de cultivo
para a biodegradação microbiana varia
consideravelmente dependendo da espécie de
levedura e seu aparato enzimático, mas a maioria
dos artigos científicos descreve a faixa de pH de
ácido a neutro como a melhor para a degradação

6. de corantes sintéticos. Para a levedura
halotolerante Stigmatomyces halophilus
SSA1575 uma taxa de 100% de degradação do
corante Preto Reativo 5 foi obtida em pH 5,0
(AL-TOHAMY et al., 2020a). Para Ali et al.
(2022a) a melhor faixa de pH para descoloração
do corante Alaranjado II foi de 3,0 até 7,0 (entre
80% e 100% de descoloração) utilizando a
enzima MnP-YC4 obtida de um consórcio de
leveduras. A levedura Meyerozyma
guilliermondii apresentou maiores taxas de
descoloração na faixa de pH entre 6,0 e 7,0 (Li et
al., 2022). Por outro lado, um consorcio de
leveduras composto por Yarrowia sp. SSA1642,
Barnettozyma californica SSA1518 e
Sterigmatomyces halophilus SSA1511
apresentou elevada eficiência na descoloração de
corantes em pH 8,0 (Ali et al., 2021b),
confirmando a variabilidade do processo
dependendo das espécies empregadas.
Ensaios de Fitotoxicidade
A maioria dos corantes têxteis são
descartados no solo e em corpos d´água
adjacentes sem tratamento. É fundamental
avaliar a toxicidade dos produtos de degradação
e garantir que não sejam ainda mais tóxicos do
que o corante original e, por isso, sua toxicidade
deve ser avaliada. Os testes de fitotoxidade são
muito utilizados devido ao seu baixo custo e
facilidade de execução podendo ser utilizado
tanto com corantes tratados como não-tratados
(ALI et al., 2022a). Além disso, plantas são bons
indicadores, pois a qualidade da água influencia
na sua germinação e desenvolvimento
(ALMEIDA; CORSO, 2019). Os corantes em
que foram observadas as maiores taxas de
descoloração, RBV e PR5, foram submetidos aos
testes de fitotoxicidade com sementes de alface
utilizando-se os corantes originais como
controles negativos e a água como controle
positivo.
A Tabela 1 mostra os resultados obtidos
na TG quando foram testadas concentrações
diferentes do sobrenadante proveniente da
degradação do corante RBV. Os resultados
mostraram que, de um modo geral, à medida que
aumentou a concentração do sobrenadante
ocorreu a diminuição da TG, sendo que apenas
na concentração de 6% a toxicidade dos
metabólitos foi baixa, com resultados
estatisticamente iguais ao controle positivo
(água). A partir de 12% os metabólitos
apresentaram toxicidade crescente, até que
nenhuma germinação foi observada no
sobrenadante sem diluição (100%) para todos os
tratamentos. As análises estatísticas mostraram
que houve diferença significativa à medida que
aumentou a concentração do sobrenadante (letras
minúsculas na horizontal, Tabela 1).
O tempo não apresentou efeito
estatisticamente significativo em nenhuma das
concentrações, pois o valor de p foi de 0,1484
(p>0,05), ou seja, o aumento do tempo de cultivo
não resultou em diminuição ou aumento da
toxicidade (letras maiúsculas na vertical, Tabela
1).
Nos testes utilizando o sobrenadante
obtido após descoloração do corante PR5 foram
observadas TG maiores que os controles (água e
corante) nas concentrações de 6%, 12% e 25%.
Na concentração de 50%, embora a TG tenha
diminuído, ainda assim foi cerca de três vezes
maior que no corante não tratado após 72 horas
na mesma concentração. Entretanto, a partir da
concentração de 50% pode-se observar aumento

7. da toxicidade e nenhuma germinação foi
observada no sobrenadante sem diluição (100%).
Os compostos nitrogenados e sulfatados,
bem como outros sais, liberados após a
degradação do corante PR5 podem ter induzido o
processo de germinação das sementes. As vias
metabólicas de degradação propostas para o azo-
corante Alaranjado Ácido 7 pela enzima MnP da
levedura Meyerozyma caribbica e para o Preto
Reativo 5 pela Sterigmatomyces halophilus
SSA1575 demonstraram que, nas primeiras
etapas ocorre a desaminação e desulfonação das
moléculas, liberando aminas e compostos
sulfatatos para o meio (AL-TOHAMY et al.,
2020a; ALI et al., 2022b).
Vários compostos inorgânicos podem
apresentar efeitos positivos sobre a germinação
de sementes e, por isso, vêm sendo estudados há
muitos anos (DUFKOVÁ, 2020; SOLTANI et
al., 2022). Peróxido de hidrogênio e compostos
nitrogenados, como nitritos e nitratos, bem como
compostos sulfurados, como sulfeto de
hidrogênio e sulfato de sódio, apresentaram
efeitos positivos na germinação de sementes
(PEREZ-FERNANDEZ et al., 2006; LIU; LAU,
2015; DUFKOVÁ, 22020; SOLTANI et al.,
2022).
Pérez-Fernandez et al. (2006) e Wala et
al. (2021) observaram que compostos
nitrogenados aumentaram a taxa de germinação
em algumas espécies vegetais, entretanto, o
aumento na concentração das soluções nutritivas
afetou negativamente o nível e a taxa de
germinação. Segundo os autores as diferentes
respostas germinativas das sementes estudadas
estão relacionadas com a quantidade e a forma do
nitrogênio no meio e os efeitos na germinação
dependem da espécie.
Para o sobrenadante do PR5 o tempo de
cultivo apresentou influência estatisticamente
significativa e positiva nas concentrações de 25%
e 50% (p<0,05), ou seja, o aumento do tempo de
cultivo levou a um aumento da TG,
especialmente na concentração de 50% após 72
h, entretanto, nas demais concentrações (6% e
12%), o tempo não influenciou (letras maiúsculas
na vertical, Tabela 1). De acordo com Almeida e
Corso (2019), nos processos de biodegradação o
maior tempo de cultivo pode completar a
degradação das moléculas e, inclusive, levar à
completa mineralização.

8. Com relação à taxa de inibição do
crescimento radicular (TICR), na presença do
sobrenadante o comprimento foi sempre superior
ao dos corantes não tratados, mostrando que os
produtos da descoloração são menos tóxicos,
pois eles não inibiram o desenvolvimento das
sementes que germinaram (Tabela 2).
O aumento da concentração do
sobrenadante não influenciou no crescimento
radicular que foi, de modo geral, constante (letras
minúsculas na horizontal) até a diluição de 25%
para o PR5 e até 50% para o RBV, entretanto, no
sobrenadante sem diluição, não foi observada
nenhuma germinação das sementes.
Para ambos os corantes o tempo não
apresentou efeito estatisticamente significativo
em nenhuma das concentrações (p>0,05), sendo
p=0,081 para o RBV e p=0,6348 para o PR5
(letras maiúsculas na vertical, Tabela 2),
comprovando que maiores tempos de cultivo não
influenciaram no crescimento radicular.
Os corantes RBV e PR5 são do tipo azo e
após o processo de descoloração suas estruturas
são clivadas librando sais que, possivelmente,
estimularam o processo de germinação e o
crescimento radicular. Entretanto, em altas
concentrações apresentaram toxicidade, afetando
tanto a TG quanto o TICR, o que indica que
ocorreu a hidrólise incompleta das moléculas,
liberando substâncias que são tóxicas em
elevadas concentrações.
O nível de toxicidade varia de acordo com
a espécie de levedura estudada, pois diversos
estudos descritos na literatura científica
descrevem a produção de compostos menos
tóxicos ou, até mesmo atóxicos, após degradação
de diferentes corantes por leveduras (SONG et
al., 2018; GUO et al., 2019; Al-TOHAMY et al.,
2020a; AL-TOHAMY et al., 2020b).
Por outro lado, diversos trabalhos
descrevem o aumento da toxicidade após a
degradação de corantes por leveduras. Alcântara
et al. (2017) descreveram aumento da toxicidade
após descoloração do corante Alaranjado G por
Candida cylindraceae SJL6, utilizando testes
com Artemia salina e com bulbos de cebola
(Allium cepa), que apresentaram aberrações
cromossômicas e anormalidades nucleares
resultantes do contato dos metabólitos tóxicos
após a descoloração.
Almeida; Corso (2019) também
observaram produção de compostos tóxicos após
a biodegradação de corantes utilizando os fungos
Aspergillus niger, A. terreus e Rhizopus
oligosporus. Neste caso, os autores indicaram a
utilização de processos de biorremediação
baseados na bioadsorção pelas células fúngicas
como alternativa para retirada dos corantes do
ambiente. Ruscasso et al. (2022), utilizando
testes de fitotoxicidade com sementes de alface,
também descreveram o aumento da toxicidade
após a degradação de diferentes corantes por

9. leveduras que, inclusive, aumentou com o tempo
de cultivo. Os autores sugerem a necessidade de
combinar outras técnicas de biorremediação,
bem como o co-cultivo entre microrganismos,
como forma de completar a degradação dos
corantes.
CONCLUSÕES
A levedura H. heimii AR43 apresentou
variação em sua capacidade de degradação dos
corantes, sendo elevada apenas para os corantes
RBV e PR5. Em baixas concentrações, o
sobrenadante resultante da degradação destas
moléculas apresentou diminuição da toxicidade.
Por outro lado, foi observado aumento da
toxicidade em altas concentrações, indicando que
ocorreu degradação parcial dos corantes e
liberação de compostos tóxicos para o meio.
Considerando que os corantes costumam ser
descartados em corpos d´água, a sua prévia
biodegradação antes do descarte pode ser
vantajosa, pois a diluição nos corpos d´água
reduziria a toxicidade. Para o corante PR5 o
aumento do tempo de cultivo diminuiu a
toxicidade do sobrenadante, indicando que novos
estudos podem ser promissores para melhorar a
degradação deste corante, resultando na
liberação de substâncias menos tóxicas para o
ambiente.
AGRADECIMETOS
Os autores são gratos à Fundação de
Amparo à Pesquisa do Estado da Bahia
(FAPESB) e ao Conselho Nacional de
Desenvolvimento Científico e Tecnológico
(CNPq) pelo auxílio financeiro para a realização
deste trabalho.
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______________________________________
1
Bacharel em Biologia. Universidade Federal do
Recôncavo da Bahia (UFRB). Cruz das Almas,
Bahia. Email: patilimalves@gmail.com.
2
Bacharel em Biologia. Universidade Federal do
Recôncavo da Bahia (UFRB). Cruz das Almas,
Bahia. Email: freitas.tsf@gmail.com
3
Bacharel em Biologia. Universidade Federal do
Recôncavo da Bahia (UFRB). Cruz das Almas,
Bahia. Email: thiarats@hotmail.com
4
Bióloga/ Docente. Universidade Federal do
Recôncavo da Bahia (UFRB). Cruz das Almas,
Bahia. *Email autor correspondente:
malucz@ufrb.edu.br
71