Principais procedimentos para coleta de exames laboratoriais

II
ÍNDICE REMISSIVO
1. Causas pré-analíticas de variações dos resultados de exames laboratoriais........... 05
1.1. Variação cronobiológica............................................................................................... 05
1.2. Gênero ........................................................................................................................ 05
1.3. Idade ........................................................................................................................... 05
1.4. Posição ....................................................................................................................... 05
1.5. Atividade física ............................................................................................................ 06
1.6. Jejum ........................................................................................................................... 06
1.7. Dieta ............................................................................................................................ 06
1.8. Uso de fármacos e drogas de abuso .......................................................................... 06
1.9. Aplicação torniquete .................................................................................................... 06
1.10. Procedimentos diagnósticos e/ou terapêuticos ....................................................... 07
1.11. Infusão de fármacos ................................................................................................ 07
1.12. Gel separador .......................................................................................................... 07
1.13. Hemólise .................................................................................................................. 08
1.13.1.Boas práticas Pré-coleta para prevenção de hemólise .................................... 08
1.13.2.Boas práticas Pós-coleta para prevenção de hemólise .................................... 09
1.14. Lipemia .................................................................................................................... 09
2. Procedimentos básicos para minimizar ocorrências de erros .................................... 09
2.1. Para um paciente adulto e consciente ........................................................................ 10
2.2. Para pacientes internados .......................................................................................... 10
2.3. Para pacientes muito jovens, inconscientes ou com algum tipo de dificuldade de
comunicação ............................................................................................................... 10
3. Procedimento para Higienização das mãos e antissepsia .......................................... 10
3.1. Higienização das mãos ............................................................................................... 10
3.2. Colocando as luvas ..................................................................................................... 11
3.3. Antissepsia do local da punção ................................................................................... 12
4. Procedimento de coleta de sangue venoso .................................................................. 12
4.1. Locais de escolha para venopunção ........................................................................... 12
4.1.1. Áreas a evitar .................................................................................................... 13
4.1.2. Técnicas para evidenciação da veia ................................................................. 13
4.1.3. Uso adequado do torniquete ............................................................................. 13
4.2. Posição do paciente .................................................................................................... 14
4.2.1. Procedimento com paciente sentado ................................................................ 14
4.2.2. Procedimen to para paciente acomodado em leito ........................................... 15
4.3. Coleta de sangue venoso a vácuo .............................................................................. 15
4.4. Coleta de sangue venoso com seringa e agulha ........................................................ 18
4.5. Agrupamento de exames para coleta ......................................................................... 22
4.6. Recomendações da sequência de tubos a vácuo na coleta de sangue venoso, de
acordo com CLSI ........................................................................................................ 24
4.6.1. Sequência de coleta de sangue em tubos plásticos ......................................... 25
4.7. Coleta de sangue em pediatria e geriatria .................................................................. 26
4.8. Coleta de sangue em queimados ............................................................................... 27
5. Homogeneização para tubos de coleta de sangue ....................................................... 27
6. Coleta de gasometria ....................................................................................................... 28
7. Coleta de hemocultura .................................................................................................... 28
7.1. Quantidade de frascos, volume de sangue e intervalo entre as coletas ..................... 29
7.2. Passo a passo para coleta de hemocultura ................................................................ 29

III
7.3. Cultura de aeróbio, fungos e micobactéria ................................................................. 30
7.3.1. Crianças ............................................................................................................ 30
7.3.2. Adultos .............................................................................................................. 30
7.3.3. Crianças e adultos ............................................................................................ 30
8. Coleta de sangue para Teste de Tolerância Oral à Glicose e outras Provas
Funcionais ........................................................................................................................ 30
8.1. Passo a passo da coleta de Teste de Tolerância Oral à Glicose ............................... 31
8.2. Passo a passo da coleta de Provas Funcionais ......................................................... 32
9. Coleta de Testes de Coagulação .................................................................................... 33
9.1. Comentários sobre a coleta ........................................................................................ 33
10. Relação de exames conforme tempo de jejum necessário ......................................... 33
10.1. Jejum de 04 horas ................................................................................................... 33
10.2. Jejum de 08 horas ................................................................................................... 35
10.3. Jejum de 12 horas ................................................................................................... 35
10.4. Jejum não necessário .............................................................................................. 35
11. Transporte ........................................................................................................................ 35
12. Fezes ................................................................................................................................. 36
12.1. Protoparasitológico .................................................................................................. 36
12.1.1.Procedimento .................................................................................................... 36
12.2. Cultura para aeróbio e fungos ................................................................................. 37
12.2.1.Orientações necessárias .................................................................................. 37
12.2.2.Procedimento ................................................................................................... 38
12.3. Pesquisa de sangue oculto ...................................................................................... 38
12.3.1.Preparo do paciente .......................................................................................... 38
12.3.2. Restrições à pesquisa de sangue oculto ......................................................... 38
12.4. Pesquisa de Clostridium difficile, Cryptosporidium sp e Isospora ........................... 39
12.4.1.Procedimento ................................................................................................... 39
13. Material genital ................................................................................................................. 39
13.1. Secreção vaginal ..................................................................................................... 39
13.1.2.Procedimento ................................................................................................... 39
13.2. Secreção endocervical ............................................................................................ 40
13.2.1.Procedimento .................................................................................................... 40
13.3. Secreção uretral ....................................................................................................... 40
13.3.2.Procedimento ................................................................................................... 41
13.4. Esperma ................................................................................................................... 42
13.4.2.Procedimento .................................................................................................... 42
13.5. Swab retal ................................................................................................................ 42
13.5.1.Procedimento ................................................................................................... 42
14. Trato urinário .................................................................................................................... 43
14.1. Orientações necessárias ......................................................................................... 43
14.2. Procedimento ........................................................................................................... 43
14.2.1.Crianças ............................................................................................................ 43
14.2.2. Adultos (sexo feminino) ................................................................................... 43
14.2.3. Adultos (sexo masculino) ................................................................................. 44
14.2.4. Coleta de urina de pacientes com sonda vesical de demora .......................... 44
15. Trato respiratório inferior ................................................................................................ 44
15.1. Escarro ..................................................................................................................... 44

IV
15.1.1. Orientações necessárias ................................................................................. 44
15.1.2.Procedimento ................................................................................................... 45
15.2. Aspirado traqueal ..................................................................................................... 45
15.2.1.Procedimento .................................................................................................... 45
15.3. Lavado bronco-alveolar (BAL) ................................................................................. 45
15.3.1.Procedimento .................................................................................................... 45
16. Trato respiratório superior .............................................................................................. 46
16.1. Orofaringe ................................................................................................................ 45
16.1.1.Procedimento .................................................................................................... 46
16.2. Swab nasal .............................................................................................................. 46
16.2.1.Procedimento .................................................................................................... 46
17. Ocular ............................................................................................................................... 47
17.1. Procedimento ........................................................................................................... 47
18. Secreção de pele, escara, fístula, abscesso e exudatos .............................................. 47
18.2. Procedimento ........................................................................................................... 48
19. Conduto auditivo externo e médio ................................................................................. 48
19.2. Procedimento ........................................................................................................... 48
20. Ponta de cateter intravascular ........................................................................................ 49
20.1. Procedimento ........................................................................................................... 49
21. Fluídos orgânicos (Líquidos: pleural, peritoneal, pericárdico, biliar, sinovial e
outros) ............................................................................................................................... 50
21.1. Procedimento ........................................................................................................... 50
22. Líquor ............................................................................................................................... 50
22.1. Procedimento ........................................................................................................... 50
23. Micológico direto e cultura para fungos de unhas e lesões superficiais (pele, pêlo
e couro cabeludo) ............................................................................................................ 50
23.1. Lesões superficiais .................................................................................................. 50
23.1.1.Procedimento .................................................................................................... 50
23.2. Amostras do couro cabeludo ................................................................................... 51
23.2.1.Procedimento .................................................................................................... 51
23.3. Coleta de unha ........................................................................................................ 51
23.3.1.Procedimento .................................................................................................... 51
23.3.2.Onicomicoses causadas por dermatófitos ........................................................ 52
23.3.2.1. Onicomicoses subunguealdistal/lateral ................................................. 52
23.3.2.2. Onicomicoses subungueal proximal ...................................................... 52
23.3.2.3. Onicomicoses subungueal branca ........................................................ 53
23.3.2.4. Onicomicoses distrófica total ................................................................. 53
23.3.3.Onicomicoses causadas por Cândida spp ....................................................... 54
23.3.3.1. Paroníquia ............................................................................................. 54
23.3.3.2. Oniquia .................................................................................................. 54
23.4. Orientações geral para todas as coletas ................................................................. 54
24. Siglas e abreviaturas ....................................................................................................... 54
25. Referências bibliográficas .............................................................................................. 55

5
A fase pré-analítica é responsável por 70% dos erros ocorridos no laboratório, ela engloba a
indicação do exame, redação da solicitação, leitura e interpretação da solicitação, transmissão de
eventuais instruções de preparo do paciente, avaliação do atendimento às instruções previamente
transmitidas e procedimentos de coleta, acondicionamento, transporte e preservação da amostra
biológica até o momento da efetiva realização do exame.
1. Causas pré-analíticas de variações de exames laboratoriais:
Uma das principais finalidades dos resultados dos exames laboratoriais é reduzir as dúvidas que a
história clínica e o exame físico fazem surgir no raciocínio médico. Para que o laboratório
clínico possa atender, adequadamente, a este propósito, é indispensável que o preparo do
paciente, a coleta, o transporte e a manipulação dos materiais a serem examinados obedeçam a
determinadas regras.
Antes da coleta de sangue para a realização de exames laboratoriais, é importante conhecer,
controlar e, se possível, evitar algumas variáveis, classicamente referidas como condições pré-
analíticas, que podem interferir no desempenho da fase analítica e, conseqüentemente, na
exatidão e precisão dos resultados dos exames, vitais para a conduta médica e, em última
instância, para o bem-estar do paciente.
1.1. Variação cronobiológica:
Corresponde às alterações cíclicas da concentração de um determinado parâmetro em
função do tempo. O ciclo de variação pode ser diário, mensal, sazonal, anual, etc.
Variação circadiana acontece, por exemplo, nas concentrações do ferro e do cortisol no
soro, onde as coletas realizadas à tarde fornecem resultados até 50% mais baixos do que
os obtidos nas amostras coletadas pela manhã. Classicamente, a melhor condição para
coleta de sangue para realização de exames de rotina é o período da manhã, embora não
exista contra-indicação formal de coleta no período da tarde, salvo aqueles parâmetros
que sofrem modificações significativas no decorrer do dia (exemplo: cortisol, TSH, etc.).
1.2. Gênero:
Além das diferenças hormonais específicas e características de cada sexo, alguns outros
parâmetros sangüíneos e urinários se apresentam em concentrações significativamente
distintas entre homens e mulheres, em decorrência das diferenças metabólicas e da
massa muscular, entre outros fatores. Em geral, os intervalos de referência para estes
parâmetros são específicos para cada gênero.
1.3. Idade:
Alguns parâmetros bioquímicos possuem concentração sérica dependente da idade do
indivíduo. Esta dependência é resultante de diversos fatores, como maturidade funcional
dos órgãos e sistemas, conteúdo hídrico e massa corporal. Em situações específicas, até
os intervalos de referência devem considerar essas diferenças.
1.4. Posição:
Mudança rápida na postura corporal pode causar variações na concentração de alguns
componentes séricos. Quando o indivíduo se move da posição supina para a posição
ereta, por exemplo, ocorre um afluxo de água e substâncias filtráveis do espaço
intravascular para o intersticial. Substâncias não filtráveis, tais como as proteínas de alto
peso molecular e os elementos celulares terão sua concentração relativamente elevada
até que o equilíbrio hídrico se restabeleça.

6
1.5. Atividade física:
O esforço físico pode causar aumento da atividade sérica de algumas enzimas, como a
creatinoquinase, a aldolase e a aspartato aminotransferase, pelo aumento da liberação
celular. Esse aumento pode persistir por 12 a 24 horas após a realização de um exercício.
Alterações significativas no grau de atividade física, como ocorrem, por exemplo, nos
primeiros dias de uma internação hospitalar ou de imobilização, causam variações
importantes na concentração de alguns parâmetros sangüíneos. Após uma coleta de
sangue o intervalo de tempo recomendado para iniciar a prática de um exercício físico ou
retornar as atividades habituais, é importante ressaltar que cada caso deve ser avaliado
individualmente, ficando a decisão final para o próprio paciente, ou a critério e orientação
médica. A ingestão de alimentos é necessária para encerrar o estado de jejum, antes da
prática esportiva, sob o risco de hipoglicemia durante esta atividade.
1.6. Jejum:
Habitualmente, é preconizado um período de jejum para a coleta de sangue para exames
laboratoriais. Os estados pós-prandiais, em geral, causam turbidez do soro, o que pode
interferir em algumas metodologias. Nas populações pediátricas e de idosos, o tempo de
jejum deve guardar relação com os intervalos de alimentação. Devem ser evitadas coletas
de sangue após períodos muito prolongados de jejum, acima de 16 horas. O período de
jejum habitual para a coleta de sangue de rotina é de 8 horas, podendo ser reduzido a 4
horas, para a maioria dos exames e, em situações especiais, tratando-se de crianças na
primeira infância ou lactentes, pode ser de 1 ou 2 horas apenas.
1.7. Dieta:
A dieta a que o indivíduo está submetido, mesmo respeitado o período regulamentar de
jejum, pode interferir na concentração de alguns componentes, na dependência das
características orgânicas do próprio paciente. Alterações bruscas na dieta, como ocorrem,
em geral, nos primeiros dias de uma internação hospitalar, exigem certo tempo para que
alguns parâmetros retornem aos níveis basais. A ingestão de café não é permitida antes
da coleta, a cafeína pode induzir a liberação de epinefrina, que estimula a
neoglicogênese, com conseqüente elevação da glicose no sangue. Além disto, pode
elevar a atividade de renina plasmática e a concentração de catecolaminas.
1.8. Uso de fármacos e drogas de abuso:
Este é um item amplo e inclui tanto a administração de substâncias com finalidades
terapêuticas como as utilizadas para fins recreacionais. Ambos podem causar variações
nos resultados de exames laboratoriais, seja pelo próprio efeito fisiológico in vivo ou por
interferência analítica, in vitro. Pela freqüência, vale referir o álcool e o fumo. Mesmo o
consumo esporádico de etanol pode causar alterações significativas e quase imediatas na
concentração plasmática de glicose, de ácido láctico e de triglicérides, por exemplo. O uso
crônico é responsável pela elevação da atividade da gama glutamiltransferase, entre
outras alterações. O tabagismo é causa de elevação na concentração de hemoglobina, no
número de leucócitos e de hemácias e no volume corpuscular médio; redução na
concentração de HDL-colesterol e elevação de outras substâncias como adrenalina,
aldosterona, antígeno carcinoembriônico e cortisol. O fumo não é permitido antes da
coleta.
1.9. Aplicação do torniquete:
Ao se aplicar o torniquete por um tempo de 1 a 2 minutos, ocorre aumento da pressão
intravascular no território venoso, facilitando a saída de líquido e de moléculas pequenas

7
para o espaço intersticial, resultando em hemoconcentração relativa. Se o torniquete
permanecer por mais tempo, a estase venosa fará com que alterações metabólicas, tais
como glicólise anaeróbica, elevem a concentração de lactato, com redução do pH.
1.10.Procedimentos diagnósticos e/ou terapêuticos:
Como outras causas de variações dos resultados dos exames laboratoriais, devem ser
lembradas alguns procedimentos diagnósticos (a administração de contrastes para
exames radiológicos ou tomográficos, a realização de toque retal, de
eletroneuromiografia) e alguns procedimentos terapêuticos, como: hemodiálise, diálise
peritoneal, cirurgias, transfusão sangüínea e infusão de fármacos.
1.11.Infusão de fármacos:
É importante lembrar que a coleta de sangue deve ser realizada sempre em local distante
da instalação do cateter. Mesmo realizando a coleta em outro local, se possível, deve-se
aguardar pelo menos uma hora após o final da infusão para a realização da coleta.
EXEMPLOS DE INTERFERÊNCIAS LABORATORIAIS GERADAS POR ALGUNS FÁRMACOS
MECANISMO FÁRMACO PARÂMETRO EFEITO
Indução enzimática Fenitoína Gama-GT Eleva
Inibição enzimática Alopurinol Ácido úrico Reduz
Inibição enzimática Ciclofosfamida Colinesterase Reduz
Competição Novobiocina Bilirrubina indireta Eleva
Aumento do transportador Anticoncepcional oral Ceruloplasmina cobre Eleva
Reação cruzada Espironolactona Digoxina Elevação aparente
Reação química Cefalotina Creatinina Elevação aparente
Hemoglobina atípica Salicilato Hemoglobina Glicada Elevação aparente
Metabolismo 4-OH-propanolol Bilirrubina Elevação aparente
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1
1.12.Gel separador:
Algumas vezes, o sangue é colhido em tubos contendo uma substância gelatinosa com a
finalidade de funcionar como barreira física entre as hemácias e o plasma ou soro, após a
centrifugação. Este gel é um polímero com densidade específica de 1,040 contendo um
acelerador da coagulação e pode, eventualmente, liberar partículas que interferem com
eletrodos seletivos e membranas de diálise. Em alguns casos, pode causar variação no
volume da amostra e interferir em determinadas dosagens. Considerando que a
composição deste gel varia entre os diferentes fornecedores, é recomendável consultar o
fabricante sobre a existência de estudos bem conduzidos demonstrando ou excluindo
possíveis limitações e interferências.

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1.13.Hemólise:
Hemólise leve tem pouco efeito sobre a maioria dos exames, mas se for de
intensidade significativa causa aumento na atividade plasmática de algumas enzimas,
como aldolase, aspartato aminotransferase, fosfatase alcalina, desidrogenase láctica e
nas dosagens de potássio, magnésio e fosfato e pode ser responsável por resultados
falsamente reduzidos de insulina, dentre outros. Hemólise tem sido definida como a
liberação dos constituintes intracelulares para o plasma ou soro, quando ocorre a
ruptura das células do sangue. Estes componentes podem interferir nos resultados
das dosagens de alguns analitos, é geralmente reconhecida pela aparência
avermelhada do soro ou plasma, após a centrifugação ou sedimentação, causada pela
hemoglobina liberada quando da ruptura dos eritrócitos. Desse modo, a interferência
pode ocorrer mesmo em baixas concentrações de hemoglobina liberada (invisíveis a
olho nu).
No entanto, a hemólise nem sempre se refere à ruptura de hemácias; fatores
interferentes podem também ser originados da lise de plaquetas e granulócitos, que
pode ocorrer, por exemplo, quando o sangue é armazenado em baixa temperatura,
mas não em temperatura de congelamento.
Diferentes graus de Hemólise
1.13.1. Boas práticas PRÉ-coleta para prevenção da hemólise:
Antes de iniciar a punção, deixar o álcool usado na antissepsia secar.
Evitar usar agulhas de menor calibre; usar este tipo de material somente
quando a veia do paciente for fina, ou em casos especiais.
Evitar colher sangue de área com hematoma ou equimose.
Em coletas a vácuo, puncionar a veia do paciente com o bisel voltado para
cima. Perfurar a veia com a agulha em um ângulo oblíquo de inserção de 30
graus ou menos. Este procedimento visa prevenir o choque direto do sangue
na parede do tubo, que pode hemolisar a amostra, e também evita o refluxo
do sangue do tubo para a veia do paciente.
Tubos com volume insuficiente ou com excesso de sangue alteram a
proporção correta de sangue/aditivo, podendo levar a hemólise e resultados
incorretos.
Recomenda-se, em coletas de sangue a vácuo, aguardar o sangue parar
de fluir para dentro do tubo, antes de trocá-lo por outro, assegurando a
devida proporção sangue/anticoagulante. Observar que, tubos com menor
volume de aspiração (pediátricos), têm menor quantidade de vácuo, portanto
o sangue flui lentamente para dentro deste tubo.
Em coletas com seringa e agulha, verificar se a agulha está bem adaptada
à seringa para evitar a formação de espuma.
Não puxar o êmbolo da seringa com muita força.
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou
talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x
vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.

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Ainda em coletas com seringa, descartar a agulha, passar o sangue
deslizando cuidadosamente pela parede do tubo, cuidando para que não
haja contaminação do bico da seringa com o anticoagulante ou ativador de
coágulo contido no tubo.
Não executar o procedimento de espetar a agulha no tubo, para
transferência do sangue da seringa para o tubo, porque pode ocorrer à
criação de uma pressão positiva, o que provoca, além da hemólise, o
deslocamento da rolha do tubo, levando à quebra da probe de
equipamentos na área analítica.
1.13.2. Boas práticas PÓS-coleta para prevenção da hemólise:
Homogeneizar a amostra suavemente por inversão de 5 a 10 vezes (veja
item 6.4), não chacoalhar o tubo.
Não deixar o sangue em contato direto com gelo, quando o analítico a ser
dosado necessitar desta conservação.
Embalar e transportar o material de acordo com a Vigilância Sanitária local,
instruções de uso do fabricante de tubos e do fabricante do teste diagnóstico
a ser analisado.
Usar, de preferência, um tubo primário e evitar a transferência de um tubo
para outro.
O material coletado não deve ficar exposto a temperaturas muito elevadas
ou mesmo exposição direta à luz, para evitar hemólise e/ou degradação.
1.14.Lipemia:
Também pode interferir na realização de exames que usam metodologias
colorimétricas ou turbidimétricas. A elevação significativa dos níveis de triglicérides
pode ocorrer apenas no período pós-prandial ou de forma contínua, nos pacientes
portadores de algumas dislipidemias e faz com que o aspecto do soro ou do plasma se
altere de límpido para algum grau variado de turbidez, podendo chegar a ser leitoso.
Uma vez que amostras normais colhidas dentro das especificações de jejum
apresentam-se sem turvação, a observação de turbidez tem relevância clínica e deve
ser avaliada e relatada pelo laboratório. Ela pode ser resultado da presença de
hipertrigliceridemia, ou do aumento nos quilomícrons, nas lipoproteínas (VLDL-
colesterol), ou de ambos.
Diferentes graus de Lipemia
2. Procedimentos básicos para minimizar ocorrências de erro:
O flebotomista deve se assegurar de que a amostra será colhida do paciente especificado na
requisição de exames. Para isto, recomendam-se:
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela
esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá
ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.

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2.1. Para um paciente adulto e consciente:
Perguntar o nome completo e solicitar o documento de identidade, comparar as
informações do documento com as constantes na requisição de exames.
2.2. Para pacientes internados:
O flebotomista deve verificar SEMPRE a identificação do paciente, comparando com as
etiquetas previamente impressas e quando possível perguntar o nome completo. O
número do leito nunca deve ser utilizado como critério de identificação. Qualquer
dúvida checar com a enfermagem antes de efetuar a coleta.
2.3. Para pacientes muito jovens, inconscientes ou com algum tipo de dificuldade de
comunicação:
O flebotomista deve valer-se de informações de algum acompanhante ou da
enfermagem. Pacientes atendidos no pronto-socorro ou em salas de emergência
podem ser identificados pelo seu nome e número de entrada no cadastro da unidade
de emergência. É indispensável que a identificação possa ser rastreada a qualquer
instante do processo. O material colhido deve ser identificado na presença do paciente.
Recomenda-se que materiais não colhidos no laboratório sejam identificados como
amostra enviada ao laboratório , e que o laudo contenha esta informação.
É importante verificar se o paciente está em condições adequadas para a coleta,
especialmente no que se refere ao jejum e ao uso de eventuais medicações. O
paciente não deve suspender os medicamentos antes da coleta de sangue, exceto
quando autorizada pelo médico do paciente. Na monitorizarão de drogas terapêuticas é
importante o laboratório anotar o horário da última dose e registrar esta informação no
laudo.
A ingestão de pequena quantidade de água, antes da coleta, não quebra o jejum.
3. Procedimento para Higienização das mãos e antissepsia:
Para a Antissepsia da pele no local da punção, usada para prevenir a contaminação direta do
paciente e da amostra, o antisséptico escolhido deve ser eficaz, ter ação rápida, ser de baixa
causticidade e hipoalergência na pele e mucosa. O álcool etílico possui efeito antisséptico na
concentração de 70%, sendo o mais usado, pois, nesta composição, preserva sua ação
antisséptica, e diminui a inflamabilidade. Nesta diluição, tem excelente atividade contra
bactérias Gram-positivas e Gram-negativas, boa atividade contra Mycobacterium tuberculosis,
fungos e vírus, além de ter menor custo.
3.1. Higienização das Mãos:
As mãos devem ser higienizadas após o contato com cada paciente, evitando assim
contaminação cruzada. Esta higienização pode ser feita de duas maneiras:

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· ÁGUA E SABÃO
Fonte: Comissão de Prevenção e Controle de Infecção Hospitalar - SCIH - Hospital São Paulo
· ÁLCOOL GEL
Fonte: Comissão de Prevenção e Controle de Infecção Hospitalar - SCIH - Hospital São Paulo
3.2. Colocando as luvas:
As luvas devem ser calçadas com cuidado para que não rasguem, e devem ficar bem
aderidas à pele para que o flebotomista não perca a sensibilidade na hora da punção.

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Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1
3.3. Antissepsia do local da punção:
Recomenda-se usar um algodão embebido com solução de clorexedina alcoólica ou
álcool etílico 70%, comercialmente preparado.
Limpar o local com um movimento circular do centro para a periferia.
Permitir a secagem da área por 01 minuto, para evitar hemólise da amostra, e
também a sensação de ardência quando o braço do paciente for puncionado.
Não assoprar, não abanar e não colocar nada no local.
Não tocar novamente na região após a Antissepsia.
4. Procedimento de coleta de sangue venoso:
As recomendações adotadas a seguir baseiam-se nas normas do CLSI.
4.1. Locais de escolha para venopunção:
A escolha do local de punção representa uma parte vital do diagnóstico. Existem
diversos locais que podem ser escolhidos para a venopunção, apontados abaixo nas
figuras. Embora qualquer veia do membro superior que apresente condições para
coleta possa ser puncionada, as veias basílica mediana e cefálica são as mais
freqüentemente utilizadas. A veia basílica mediana costuma ser a melhor opção, pois a
cefálica é mais propensa à formação de hematomas.
Veia do membro superior
Já no dorso da mão, o arco venoso dorsal é o mais recomendado por ser mais
calibroso, porém a veia dorsal do metacarpo também poderá ser puncionada.
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Veia do dorso da mão
4.1.1. Áreas a evitar:
Áreas com terapia ou hidratação intravenosa de qualquer espécie.
Locais com cicatrizes de queimadura.
Membro superior próximo ao local onde foi realizada mastectomia,
cateterismo ou qualquer outro procedimento cirúrgico.
Áreas com hematomas.
Fístulas artério-venosas.
Veias que já sofreram trombose porque são pouco elásticas, podem parecer
um cordão e têm paredes endurecidas.
4.1.2. Técnicas para evidenciação da veia:
Pedir para o paciente abaixar o braço e fazer movimentos suaves de abrir e
fechar a mão.
Massagear delicadamente o braço do paciente (do punho para o cotovelo).
Fixação das veias com os dedos nos casos de flacidez.
Equipamentos ou dispositivos que facilitam a visualização de veias ainda
não são de uso rotineiro e são pouco difundidos.
4.1.3. Uso adequado do torniquete:
É importante que se utilize adequadamente o torniquete, evitando-se
situações que induzam ao erro diagnóstico (como hemólise, que pode elevar
o nível de potássio, hemoconcentração, alterações na dosagem de cálcio, por
exemplo), bem como complicações de coleta (hematomas, parestesias).
Portanto, recomenda-se:
Aplicação do torniquete
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Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo a partir da altura do
ombro.
Posicionar o torniquete com o laço para cima, a fim de evitar a
contaminação da área de punção.
Não aplicar o procedimento de bater na veia com dois dedos , no momento
de seleção venosa. Este tipo de procedimento provoca hemólise capilar e,
portanto, altera o resultado de certos analitos.
Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, fazê-lo apenas
por um breve momento, pedindo ao paciente para abrir e fechar a mão.
Localizar a veia e, em seguida, afrouxar o torniquete. Esperar 2 minutos para
usá-lo novamente.
O torniquete não é recomendado para alguns testes como lactato ou cálcio,
para evitar alteração do resultado.
Aplicar o torniquete cerca de 8 cm acima do local da punção para evitar a
contaminação do local.
Posicionamento correto do torniquete
Não usar o torniquete continuamente por mais de 1 minuto, já que poderia
levar à hemoconcentração e falsos resultados em certos analitos.
Ao garrotear, pedir ao paciente que feche a mão para evidenciar a veia.
Não apertar intensamente o torniquete, pois o fluxo arterial não deve ser
interrompido. O pulso deve permanecer palpável.
Trocar o torniquete sempre que houver suspeita de contaminação.
Caso o torniquete tenha látex em sua composição, deve-se perguntar ao
paciente se ele tem alergia a este componente. Caso o paciente seja alérgico
ao látex, não se deve usar este material para o garroteamento.
4.2. Posição do paciente:
A posição do paciente pode também acarretar erros em resultados. O desconforto do
paciente, agregado à ansiedade pode levar à liberação indevida de alguns analitos na
corrente sangüínea.
Algumas recomendações que permitem facilitar a coleta de sangue e promovem um
perfeito atendimento ao paciente, neste momento, são indicadas e comentadas a
seguir:
4.2.1. Procedimento com paciente sentado:
Pedir ao paciente que se sente confortavelmente numa cadeira própria para
coleta de sangue. Recomenda-se que a cadeira tenha apoio para os braços e
evite quedas, caso o paciente venha a perder a consciência. Cadeiras sem
esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser
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15
braços não fornecem o apoio adequado para o braço, nem protegem
pacientes nestes casos.
Recomenda-se que a posição do braço do paciente no descanso da cadeira,
seja inclinado levemente para baixo e estendido, formando uma linha direta
do ombro para o pulso.
O braço deve estar apoiado firmemente pelo descanso e o cotovelo não deve
estar dobrado. Uma leve curva pode ser importante para evitar hiperextensão
do braço.
4.2.2. Procedimento para paciente acomodado em leito:
Solicitar ao paciente que se coloque em posição confortável.
Caso esteja em posição supina e seja necessário um apoio adicional, coloque
um travesseiro debaixo do braço do qual será coletada a amostra. Posicione
o braço do paciente inclinando levemente para baixo e estendido, formando
uma linha direta do ombro para o pulso. Caso esteja em posição semi-
sentado, o posicionamento do braço para coleta torna-se relativamente mais
fácil.
4.3. Coleta de sangue venoso a vácuo:
A coleta de sangue a vácuo é a técnica de coleta de sangue venoso recomendada
pelas normas CLSI atualmente, é usada mundialmente e em boa parte dos laboratórios
brasileiros, pois proporciona ao usuário inúmeras vantagens:
a facilidade no manuseio é um destes pontos, pois o tubo para coleta de sangue a
vácuo tem, em seu interior, quantidade de vácuo calibrado proporcional ao volume de
sangue em sua etiqueta externa, o que significa que, quando o sangue parar de fluir
para dentro do tubo, o flebotomista terá a certeza de que o volume de sangue correto
foi colhido. A quantidade de anticoagulante/ativador de coágulo proporcional ao volume
de sangue a ser coletado, proporcionando, ao final da coleta, uma amostra de
qualidade para ser processada ou analisada.
o conforto ao paciente é essencial, pois com uma única punção venosa pode-se,
rapidamente, colher vários tubos, abrangendo todos os exames solicitados pelo
médico.
pacientes com acessos venosos difíceis, crianças, pacientes em terapia
medicamentosa, quimioterápicos etc. também são beneficiados, pois existem produtos
que facilitam tais coletas (escalpe para coleta múltipla de sangue a vácuo em diversos
calibres de agulha e tubos para coleta de sangue a vácuo com menor volume de
aspiração). Outro ponto relevante a ser observado é o avanço da tecnologia em
equipamentos para diagnóstico e kits com maior especificidade e sensibilidade, que
hoje requerem um menor volume de amostra do paciente.
garantia da qualidade nos resultados dos exames, fator este relevante e primordial
em um laboratório.
segurança do profissional de saúde e do paciente, uma vez que a coleta a vácuo é
um sistema fechado de coleta de sangue; ao puncionar a veia do paciente, o sangue
flui diretamente para o tubo de coleta a vácuo. Isto proporciona ao flebotomista maior
segurança, pois não há necessidade do manuseio da amostra de sangue.

16
Procedimento de Coleta de Sangue a Vácuo:
1. Verificar se a cabine da coleta está limpa e guarnecida para iniciar as coletas.
2. Solicitar ao paciente que diga seu nome completo para confirmação do pedido médico e
etiquetas.
3. Conferir e ordenar todo material a ser usado no paciente, de acordo com o pedido
médico (tubos, gaze, torniquete, etc.). A identificação dos tubos deve ser feita na frente
do paciente.
4. Informá-lo sobre o procedimento.
5. Abrir o lacre da agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo em frente ao paciente.
6. Rosquear a agulha no adaptador do sistema a vácuo.
7. Higienizar as mãos (ver item 3.1).
8. Calçar as luvas (ver item 3.2).
9. Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo na altura do ombro.
10. Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente abra
e feche a mão, faça a escolha da veia a ser puncionada, e afrouxe-o. Esperar 2 minutos
para usá-lo novamente.
11. Fazer a Antissepsia (ver item 3.3).
12. Garrotear o braço do paciente (ver item 4.1.3).
13. Retirar a proteção que recobre a agulha de coletamúltipla de sangue a vácuo.
esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá
ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x

17
14. Fazer a punção numa angulação oblíqua de 30o
, com o bisel da agulha voltado para
cima. Se necessário, para melhor visualizar a veia, esticar a pele com a outra mão (longe do
local onde foi feita a Antissepsia).
15. Inserir o primeiro tubo a vácuo (ver item 4.6).
16. Quando o sangue começar a fluir para dentro do tubo, desgarrotear o braço do
paciente e pedir para que abra a mão.
17. Realizar a troca dos tubos sucessivamente (ver item 4.6).
18.Homogeneizar imediatamente após a retirada de cada tubo, invertendo-o suavemente
de 5 a 10 vezes (ver item 5).
19.Após a retirada do último tubo, remover a agulha e fazer a compressão no local da
punção, com algodão ou gaze seca.
20. Exercer pressão no local, em geral de 1 a 2 minutos, evitando assim a formação de
hematomas e sangramentos. Se o paciente estiver em condições de fazê-lo, orientá-lo
adequadamente para que faça a pressão até que o orifício da punção pare de sangrar.
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18
21. Descartar a agulha imediatamente após sua remoção do braço do paciente, em
recipiente para materiais perfuro cortantes.
22. Fazer curativo oclusivo no local da punção.
23. Orientar o paciente para que não dobre o braço, não carregue peso ou bolsa a tiracolo
no mesmo lado da punção por, no mínimo 1 hora, e não mantenha manga dobrada, que
pode funcionar como torniquete.
24. Verificar se há alguma pendência, fornecendo orientações adicionais ao paciente, se
for necessário.
25. Certificar-se das condições gerais do paciente, perguntando se está em condições de
se locomover sozinho; entregar o comprovante de coleta com data provável do resultado e
liberá-lo.
26. Colocar as amostras em local adequado ou encaminhá-las imediatamente para
processamento em casos indicados (como materiais que necessitem ser mantidos em
gelo, por exemplo) de acordo com o procedimento operacional do laboratório.
4.4. Coleta de sangue venoso com seringa e agulha:
A coleta de sangue com seringa e agulha é usada há muitos anos e enraizou-se em
algumas áreas de saúde, pois o mesmo produto é usado para infundir medicamentos.
É a técnica mais antiga desenvolvida para coleta de sangue venoso. Embora não seja
mais o procedimento recomendado pelas normas CLSI, ainda hoje, em algumas
regiões do mundo, este procedimento é bastante utilizado em laboratórios clínicos e
hospitais.
A coleta com seringa e agulha é ainda muito usada, seja por sua disponibilidade, uma
vez que seringas e agulhas hipodérmicas são materiais essenciais para o
funcionamento de uma instituição de saúde, seja pelo menor custo do produto. Porém,
poderá trazer impacto em maior escala na qualidade da amostra obtida, bem como nos
riscos de acidente com materiais perfuro cortantes.
Em função deste sistema de coleta ser aberto, e por existir a etapa de transferência do
sangue para os tubos acima ou abaixo da capacidade dos mesmos, que altera a
proporção correta de sangue/aditivo, a qualidade da amostra pode ser comprometida
pela ocorrência de hemólise, formação de micro coágulos e fibrina, que provocam
resultados incompatíveis com o real estado do paciente. Além disso, causa um
aumento de custo em todo o processo, pois uma amostra comprometida leva o

19
laboratório ao reprocessamento de amostras, causando situações incômodas, como
descritas a seguir:
Novas coletas, ocasionando transtornos na reconvocação do paciente e para os
profissionais do laboratório.
Gasto de tempo desnecessário para o flebotomista e laboratório.
Possibilidade de problemas nos equipamentos dos setores técnicos (entupimento da
probe).
Utilização desnecessária de materiais de coleta e reagentes, envolvendo custos para
o setor.
Custos desnecessários para os setores administrativos e técnicos do laboratório.
Procedimento de coleta de sangue com seringa e agulha estéreis:
1. Verificar se a cabine da coleta está limpa e guarnecida para iniciar as coletas.
2. Solicitar ao paciente que diga seu nome completo para confirmação de pedido médico e
etiquetas.
3. Conferir e ordenar todo material a ser usado no paciente, de acordo com o pedido médico
(tubos, gaze, torniquete, etc.). A identificação dos tubos deve ser feita na frente do paciente.
7. Abrir a seringa na frente do paciente.
8. Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo na altura do ombro.

20
9. Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente abra e
feche a mão, faça a escolha da veia a ser puncionada, e afrouxe-o. Esperar 2 minutos para
usá-lo novamente.
12. Retirar a proteção da agulha hipodérmica.
13. Fazer a punção numa angulação oblíqua de 30o
, com o bisel da agulha voltado para cima,
se necessário, para melhor visualizar a veia, esticar a pele com a outra mão (longe do local
onde foi feita a Antissepsia).
14.Desgarrotear o braço do paciente assim que o sangue começar a fluir dentro da seringa.
15.Aspirar devagar o volume necessário de acordo com a quantidade de sangue requerida na
etiqueta dos tubos a serem utilizados (respeitar ao máximo a exigência da proporção
sangue/aditivo). Aspirar o sangue evitando bolhas e espuma, e com agilidade, pois o processo
de coagulação do organismo do paciente já foi ativado no momento da punção.
16.Retirar a agulha da veia do paciente.

21
17. Exercer pressão no local, em geral de 1 a 2 minutos, evitando assim a formação de
hematomas e sangrentos. Se o paciente estiver em condições de fazê-lo, oriente-o para que
faça a pressão até que o orifício da punção pare de sangrar.
18. Tenha cuidado com a agulha para evitar acidentes perfuro cortantes.
19. Descartar a agulha imediatamente após sua remoção do braço do paciente, em recipiente
adequado, sem a utilização das mãos (de acordo com a normatização nacional não
desconectar a agulha - não reencapar).
20.Abrir a tampa do 1° tubo (ver item 4.6), deixar que o sangue escorra pela sua parede
devagar para evitar hemólise (ver item 1.13).
21. Fechar o tubo e homogeneizar (ver item 5), invertendo-o suavemente de 5 a 10 vezes de
acordo com o tubo utilizado. O CLSI recomenda que o processo de homogeneização do
sangue ao anticoagulante citrato ocorra num intervalo inferior a 1 minuto, após a finalização da
coleta.
22. Abrir a tampa do 2º tubo (ver item 4.6), e assim sucessivamente até o último tubo, de
acordo com o pedido médico do paciente. Não se esquecer de fazer o processo tubo a tubo,
para evitar a troca de tampa dos tubos (causando erro de diagnóstico). A seqüência a ser
preconizada na transferência do sangue para os tubos, ao utilizar seringa e agulha, deve ser
aquela recomendada pelo CLSI. Este procedimento visa prevenir riscos descontaminação das
amostras. (ver item 4.6).
23.Ao final, descartar a seringa em descartador apropriado para materiais contaminantes.
24. Fazer curativo oclusivo no local da punção.
25. Orientar o paciente para que não dobre o braço, não carregue peso ou bolsa a tiracolo no
mesmo lado da punção por, no mínimo, 1 hora e não mantenha manga dobrada, que pode
funcionar como torniquete.

22
26. Verificar se há alguma pendência, dando orientações adicionais ao paciente, se for
necessário.
27. Certificar-se das condições gerais do paciente perguntando se está em condições de se
locomover sozinho, entregar o comprovante de coleta com a provável data do resultado, e
liberá-lo.
28. Colocar as amostras em local adequado ou encaminhá-las imediatamente para
processamento em casos indicados (como materiais que necessitem ser mantidos em gelo, por
exemplo) de acordo com o procedimento operacional do laboratório.
4.5. Agrupamento de exames para coleta:
TUBO EXAMES
Tubo Gel SST
Ácido Úrico
Adenosina Deaminase (ADA)
Alanina Amino Transferase (ALT/TGP)
Albumina
Alfa-1 Glicoproteína Ácida
Alfa Fetoproteína
Amilase
Anticorpos Antitiroglobulina (ATG)
Anticorpos Antiperoxidase
Anticorpos AntiAntígenoSuperfície (Anti-HBs)
Anticorpo Contra Antígeno E - Anti-HBe
Anticorpos Totais Contra Antígeno Central (Anti-
HBc)
Antígeno Carcinoembrionário (CEA)
Antigeno de superfície (HBsAg)
Antígeno E - HBeAg
Antígeno Prostático Específico Total (PSA Total)
Aspartato Amino Transferase (AST/TGO)
Bilirrubina Totais e Frações
CA 125
CA 15.3
CA 19.9
CA 72.4
Cálcio Total
Citomegalovírus (CMV)
Cloro (Cl)
Colesterol Total e Frações
Cortisol
Creatinina
Creatinoquinase (CK)
CreatinoquinaseIsoenzima MB (CKMB)
Curva de Insulina
Estradiol (E2)
Ferritina
Ferro (Fe)
Fosfatase Alcalina
Fósforo
Gama GlutamilTransferase (GGT)
Gonadotrofina Coriônica Humana - Fração beta
(Beta-HCG)
Hepatite A (Anti-HAV)
Hepatite B (Anti-HBV)
Hepatite C (Anti-HBC)
Hormônio do Crescimento (GH)
Hormônio Folículo Estimulante (FSH)
Hormônio Luteinizante (LH)
Hormônio Tireoestimulante (TSH)
Imunoglonulina A (IgA)
Imunoglobulina G (IgG)
Imunoglobulina M (IgM)
Insulina
Desidrogenase lática (LDH)
Lipase
Magnésio (Mg)
Metotrexato
NT-PróBNP
Peptídeo C
Potássio (K)
Progesterona
Prolactina (PRL)
Proteína C Reativa - Ultra Sensível (PCR)
Proteína Total (PT)
Proteína Total e Frações (PTF)
Rubéola
Sódio (Na)
Sulfato de Dehidroepiandrosterona (DHEA S)
T3 Livre
T4 Livre
Testosterona Total
Toxoplasmose
Transferrina
Triglicérides (TG)
Troponina T - Alta sensibilidade (Tropo T)
Uréia
Vancomicina
Vitamina D Total
Tubo Gel SST
Ácido Fólico
Ácido Valpróico
Aldolase
Aldosterona
Alfa-1 Antitripsina (AAT)
17-Alfa Hidroxi Progesterona (17-OH-Progesterona)
Amicacina
Androstenediona
Anticorpos Antimitocôndria (AMA)
Anticorpos AntiMúsculo Liso (ASMA)
Anticorpos AntipeptídeoCitrulinadoCiclico
Anticorpos Anti-SSA (Ro)
Anti DNA Nativo (Dupla Hélice)
Citomegalovírus - Avidez de IgG
Cobre
Dehidropiandrosterona
Digitoxina
Digoxina
Eritropoietina
Fator Anti Núcleo (FAN)
Fator Reumatóide (FR)
Fenitoína
Fenobarbital
Fosfatase Ácida Prostática
Fosfatase Ácida Total
Herpes IgG e IgM

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Anti ENA
Antiestreptolisina O (ASLO)
Anti Jo-1
Anti-LKM-1
Anti RNP
Anti Scl-70
Anti Sm
Anti SSB (La)
Beta-2 Microglobulina
C3
C4
Carbamazepina
Imunoglobulina E (IgE)
IGF-1 - Somatomedina C
Lítio
Mononucleose
Quantificação do DNA do vírus Epstein-Barr
Sorologia para HTLV I e II (HTLV I e II)
Teofilina
Testosterona Livre
Tobramicina
Toxoplasmose - Avidez de IgG (soro)
Vitamina A
Vitamina B12
Tubo Gel SST
Cálcio Ionizado
Tubo Gel SST
Eletroforese de Proteínas
Imunofixação.
Tubo Gel SST
Paratormônio (PTH) - TUBO GELADO
Tubo Gel SST
Brucelose
Detecção do DNA do Toxoplasma gondii
Detecção do DNA do Parvovírus Humano
Detecção do DNA do Vírus Epstein-Barr (líquor)
Detecção do DNA do Vírus Varicela-Zoster (líquor)
Esquistossomose
Influenza A/H1 Linhagem Suína
Influenza Sazonal
Isolamento de Vírus (líquor)
Leishmaniose Humana
Parvovírus Humano PCR para Meningites
Bacterianas (soro e líquor)
PCR para Parvovírus Humano
Pesquisa de Herpesvírus Simples Tipo I e II (líquor)
Sarampo
Sorologia para Bartonela
Sorologia para Clamídia
Sorologia para Micoplasmapneumoniae
Sorologia para Paracoccidioidomicose
Tubo Gel SST
Toxocara canis IgG
Sorologia para Dengue
Leptospirose.
Tubo Gel SST
Chagas
Sorologia para Sífilis
VDRL
Tubo Gel SST
Sorologia para HIV - HIV.
Tubo Gel SST
HIV Teste Rápido.
Tubo Gel SST
Ceruloplasmina
Cortisol Após Estímulo com DDAVP
Detecção de DNA do vírus Hepatite B
Detecção do DNA e Tipagem Herpesvírus I e II
Detecção do RNA do Vírus Hepatite C
Quantificação do DNA do Citomegalovírus (soro)
Quantificação do DNA do Vírus Hepatite B
Quantificação do DNA do Vírus Hepatite C
Rubéola - Avidez de IgG (soro)
Sorologia para Caxumba

24
4.6. Recomendações da seqüência dos tubos a vácuo na coleta de sangue venoso de
acordo com o CLSI:
Existe uma possibilidade pequena de contaminação com aditivos de um tubo para outro,
durante a troca de tubos, no momento da coleta de sangue. Por isso, foi estabelecida pelo
CLSI uma ordem de coleta.
Esta contaminação pode ocorrer numa coleta de sangue venoso quando:
Na coleta de sangue a vácuo, o sangue do paciente entra no tubo e se mistura ao
ativador de coágulo ou anticoagulante, podendo contaminar a agulha distal, (recoberta
pela manga de borracha da agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo), quando a
mesma penetra a rolha do tubo.
Tubo EDTA
Eletroforese de Hemoglobinas
Hemoglobina Glicada HbA1C.
Tubo EDTA
Glicose 6 Fosfato Desidrogenase G6PD
Tubo EDTA
Eritrograma
Falcização de Hemácias
Curva de FragilidadeOsmótica
Hematócrito (Ht)
Hemoglobina (Hb)
Hemograma
Leucograma
Pesquisa de Esferócitos
Pesquisa de Hematozoários
Plaquetas
Reticulócitos
Velocidade de Hemossedimentação (VHS)
Tubo EDTA
Renina - TUBO GELADO
Tubo EDTA
Hormônio Adenocorticotrófico (ACTH)- TUBO GELADO
Tubo Fluoreto
Curva Glicêmica de 3 horas
Curva Glicêmica de 5 horas
Glicemia de Jejum
Glicose Pós-prandial
Lactato
Teste Oral de Tolerância à Glicose (75g)
Teste Oral de Tolerância à Glicose (75g) - Gestantes e Triagem Diabetes Gestacional
Tubo Citrato
Coagulograma
Dímero D
Fator de Von Wilebrand
Fator V
Fator VII
Fator VIII
Fator IX
Fibrinogênio
Tempo de Protrombina (TP)
Tempo de Tromboplastina Parcial Ativada (TTPa)
Titulação do Inibidor do Fator VIII
Titulação do Inibidor do Fator IX

25
Contaminação da agulha de coleta
Múltipla no momento da coleta
Na coleta com seringa e agulha, pelo contato da ponta da seringa com o anticoagulante
ou ativador de coágulo na parede do tubo, quando da dispensação do sangue dentro do
tubo.
Contaminação do bico da seringa no
momento da transferência do sangue para o
tubo
Em dezembro de 2003, a ordem de coleta do CLSI foi reformulada contemplando também
a coleta em tubos plásticos.
Isto ocorreu porque os tubos plásticos para soro (tampa vermelha ou amarela com gel
separador) contêm ativador de coágulo em seu interior, o que pode alterar os resultados
dos testes de coagulação.
Devido a este componente estes tubos devem ser colhidos depois do tubo para
coagulação (tampa azul), como veremos abaixo.
No caso de coleta com tubos de vidro, tubos para soro (tampa vermelha) podem ser
colhidos normalmente, antes dos tubos para coagulação (tampa azul), pois não possuem
ativador de coágulo.
Em casos de usar somente tubos plásticos, e o paciente necessitar testes específicos de
coagulação, coletar primeiro um tubo de vidro para soro (tampa vermelha) ou um tubo de
descarte sem nenhum aditivo (que não serão utilizados para análise), para evitar a
contaminação destes testes específicos pela tromboplastina tecidual.
O tubo de descarte deve ser um tubo sem nenhum aditivo, ou seja, este tubo será usado
para descartar o primeiro volume de sangue da coleta, onde está presente o fator de
coagulação tromboplastina tecidual, que interfere em testes específicos de coagulação.
Nos casos em que a coleta for feita com escalpe, e o primeiro tubo a ser colhido for o tubo
de citrato ou um tubo de menor volume de aspiração, deve-se primeiro colher um tubo de
descarte. O tubo de descarte deve ser usado para preencher o espaço morto do tubo
vinílico do escalpe com sangue, assegurando a manutenção da proporção
sangue/anticoagulante no tubo e também o volume exato de sangue que foi colhido dentro
do tubo.
4.6.1. Seqüência de coleta de sangue em tubos plásticos:
1. Frascos para hemocultura.
2. Tubos com citrato (tampa azul claro).
A imagem não pode ser exibida. Talvez o
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abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida.
Reinicie o computador e abra o arquivo novamente.
Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser

26
3. Tubos para soro com Ativador de Coágulo, com ou sem Gel Separador (tampa
vermelha ou amarela).
4. Tubos com Heparina com ou sem Gel Separador de plasma (tampa verde).
5. Tubos com EDTA (tampa roxa).
6. Tubos com fluoreto (tampa cinza).
4.7. Coleta de sangue em pediatria e geriatria:
Como o acesso venoso em pacientes pediátricos e geriátricos pode ser difícil, pois os
mesmos possuem veias menos calibrosas, o êxito de uma coleta nestes pacientes requer
agulhas de menor calibre, escalpes e tubos de menor volume.
Escalpe para coleta de sangue a vácuo com
dispositivo de segurança

27
4.8. Coleta de sangue em queimados:
Dependendo das condições do paciente queimado, deve-se manter uma via de acesso
preservada para infusão. No caso de coleta de sangue, recomenda-se procurar uma veia
cujo acesso esteja íntegro e facilitado. Esta coleta também requer agulhas de menor
calibre, escalpes e tubos de menor volume.
Em alguns casos, pode-se colher sangue por punção capilar, com lancetas e microtubos.
5. Homogeneização para tubos de coleta de sangue:
A homogeneização deve ser feita por inversão conforme ilustrado a seguir:
Uma inversão é contada após virar o tubo para baixo e retorná-lo à posição inicial, conforme
exemplificado na imagem acima.
QUADRO REPRESENTATIVO DO NÚMERO DE
INVERSÕES DOS TUBOS APÓS A COLETA
GRUPO DE ANTICOAGULANTES/ADITIVOS NÚMERO DE INVERSÕES
Tubos com Gel Separador
Tubos com gel e ativador de coágulo
Tubos com gel e heparina
5 a 8 vezes
8 a 10 vezes
Tubos sem Aditivos
Tubos siliconizados não é necessário homogeneizar
Tubos com Aditivos para Obtenção de Soro
Partículas ativadoras de coágulo
tampa vermelha ou amarela 5 a 8 vezes
Tubos Sangue Total/Plasma
EDTA K2 ou EDTA K3
Citrato (coagulação)
Citrato (VHS)
Fluoreto de sódio/EDTA Na2 (glicose)
Heparina
Ácido cítrico, Citrato, Dextrose (ACD)
8 a 10 vezes
5 a 8 vezes
5 a 8 vezes
8 a 10 vezes
8 a 10 vezes
8 a 10 vezes
Tubos Elemento de Traço
EDTA ou heparina
Com ativador de coágulo para obtenção de soro
8 a 10 vezes
5 a 8 vezes
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória
suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o
computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x

28
Nota: O número de inversões pode variar de um fabricante para outro, consulte o fornecedor de
tubos sobre recomendações para homogeneização.
Não se deve homogeneizar tubos de citrato vigorosamente, sob o risco de ativação plaquetária e
interferência nos testes de coagulação. Quando utilizar tubos de citrato para coleta de sangue a
vácuo com aspiração parcial, uma falsa trombocitopenia pode ser observada. Este fenômeno
pode ocorrer pela ativação plaquetária causada pelo espaço morto entre o sangue coletado e a
rolha destes tubos.
A falha na homogeneização adequada do sangue em tubo com anticoagulante precipita a
formaçãode micro coágulos.
6. Coleta de gasometria:
A coleta de sangue venoso para análise dos gases sangüíneos requer cuidados na escolha do
material adequado a ser utilizado na coleta, na conservação da amostra e transporte imediato ao
laboratório.
A melhor opção está na utilização de seringa previamente preparada com heparina de lítio jateada
na parede, com balanceamento de cálcio. O uso de seringa, de preparação caseira , utilizando
heparina de sódio líquida é aceitável, porém aumenta a possibilidade de interferência na dosagem
de cálcio iônico, pois existe a possibilidade da heparina ligar-se quimicamente ao cálcio,
resultando em valores falsamente mais baixos do que o real. A introdução do cálcio em
concentração balanceada , nas seringas destinadas especificamente para coleta de gasometria e
eletrólitos, tem por finalidade minimizar os efeitos da queda deste íon na amostra. A heparina
líquida, em excesso, pode ainda causar diluição da amostra, resultando valores incompatíveis
com a situação clínica do paciente.
As seringas específicas para a análise de gases sangüíneos, além de eliminarem o risco de
diluição da amostra, asseguram a proporção exata entre volume de sangue e anticoagulante,
evitando assim a formação de micro coágulos que podem produzir resultados errôneos, bem
como obstruir os equipamentos analisadores de gases sangüíneos.O volume de sangue coletado
pode variar de 1 a 3 mL.
Após a obtenção da amostra despreza-se a agulha, esgota-se o ar residual, veda-se a ponta da
seringa com o dispositivo oclusor, e homogeneiza-se suavemente, rolando-a entre as mãos.
O material necessita ser encaminhado de imediato ao laboratório, idealmente não excedendo o
prazo de 15 minutos. O resfriamento do material em gelo auxilia sobremaneira na diminuição da
atividade metabólica dos leucócitos, porém não assegura uma inibição completa. Deve-se evitar o
contato direto da seringa com o gelo, isolando-a com papel, compressa ou similar, visando
prevenir o congelamento da amostra, fato que inviabilizaria sua análise.
Seringa de gasometria vedada e pronta
para ser enviada ao laboratório
7. Coleta de hemocultura:
Para a realização de hemocultura faz-se a coleta e a transferência de sangue para frascos
específicos, contendo meios de cultura próprios para o crescimento de microorganismos. A
qualidade da coleta de sangue é fator limitante.

29
A coleta deverá ser realizada preferencialmente por via periférica em membros superiores.
As punções podem ser seqüenciais, exceto se houver recomendação médica específica para
intervalo mínimo entre as punções. Não há diferença de sensibilidade e especificidade entre a
coleta de punção venosa ou arterial.
Com suspeita de infecção da corrente sanguinea, relacionada a dispositivos intravasculares,
recomenda-se a coleta de 1 frasco por via periférica e outro do dispositivo suspeito do local da
infecção.
Ao se coletar na ascensão da temperatura há chance de se obter um maior número de bactérias
ou fungos viáveis. A coleta não deve ser realizada após o pico febril.
7.1. Quantidade de frascos, volume de sangue e intervalo entre as coletas:
No paciente adulto está indicada 2 ou no máximo 3 hemoculturas em um período de 24
horas. Em cada punção, deve-se coletar de 8 a 10 mL de sangue e inocular em cada
frasco (aeróbio e/ou anaeróbio). No frasco MycoF deve-se coletar e inocular de 1 a 5 mL
de sangue.
O volume indicado para a coleta de hemocultura infantil varia de acordo com o peso da
criança e deve seguir a tabela abaixo:
Peso (kg)
Volume de sangue por amostra (mL) Volume total de sangue
para cultura (mL)Frasco 1 Frasco 2
1 2 - 2
1,1 a 2 2 2 4
2 a 12,9 4 2 6
13 a 36 10 10 20
>36 20 30 20 30 40 60
Fonte: Referência Bibliográfica 9
O exame de hemocultura consiste da coleta de 2 punções venosas em diferentes sítios e
inoculados em no mínimo 2 e no máximo de 3 frascos de hemocultura de acordo com a
indicação clínica e que devem ser interpretados conjuntamente.
A escolha do tipo de frasco é uma indicação médica, conforme a seguinte recomendação:
· Meio Bactec Plus frasco com tampa azul: indicado para cultura de bactérias
aeróbicas e fungos (leveduriformes) em pacientes adultos.
· Meio Bactec Peds Plus frasco com tampa rosa: indicado para cultura de
bactérias aeróbicas e cultura para fungo (leveduriformes) em crianças.
· Meio Myco F frasco com tampa vermelha: indicado para cultura de micobactérias
e fungos filamentosos para adultos e crianças.
Recomendações:
Se possível, as amostras para hemocultura devem ser obtidas antes da administração de
antimicrobianos sistêmicos. Entretanto, o fato do paciente se encontrar sob
antibióticoterapia, não impede necessariamente a obtenção de amostra, que deve ser
coletada antes da próxima dose do antimicrobiano. Este fato deve ser considerado na
interpretação do resultado.
7.2. Passo a passo para a coleta de hemocultura:
1. Solicitar ao paciente que diga seu nome completo para confirmação do pedido
médico e etiquetas;

30
2. Conferir e ordenar todo material a ser usado no paciente;
3. Informá-lo sobre o procedimento;
4. Higienizar as mãos (ver item 3.1);
5. Preparar os frascos de hemocultura. Remover o lacre, limpar a tampa dos frascos
com álcool 70%, deixando o algodão sobre o frasco até o momento da punção;
6. Selecionar o braço no qual será feita a punção;
8. Colocar o torniquete (ver item 4.1.3) e selecionar uma veia adequada. Esta área
não deverá mais ser tocada com os dedos;
9. Fazer a antissepsia (ver item 3.3), limpar o local da punção com algodão/gaze
esterilizada contendo álcool 70% friccionando vigorosamente o local da punção por
30 segundos, em movimentos circulares, de dentro para fora, por duas vezes com
algodões/gaze diferentes.
10.Afrouxar o garrote temporariamente;
11.No momento da coleta apertar o garrote. Evitar tocar com os dedos a área já
selecionada. Caso necessitar apalpar novamente, fazer uma antissepsia dos dedos
enluvados com álcool 70% antes do procedimento;
12.Coletar a quantidade de sangue e o número de amostras recomendados de acordo
com as orientações descritas no pedido médico, inocular o volume de sangue no
frasco de hemocultura, sem trocar a agulha;
13.Identificar cada frasco com todas as informações padronizadas (não colocar a
etiqueta sobre o código de barras) e enviar ao laboratório, juntamente com a
solicitação médica devidamente preenchida (nome, RG, idade, data e horário da
coleta);
14.Em caso de coleta com escalpe para coleta de sangue a vácuo, observar a
quantidade de sangue que está fluindo para dentro do frasco de hemocultura,
deixando sempre o frasco na posição vertical e abaixo do local da punção,
permitindo assim uma coleta fechada, sem necessidade de manuseio e
minimizando os riscos de contaminação da amostra;
15.Exercer pressão no local até cessar o sangramento;
16.Em caso de punção difícil, em que o flebotomista perca a veia, e tenha que fazer
nova punção, recomenda-se que todo o procedimento de antissepsia seja refeito.
NOTA: Não é recomendada a técnica de coleta através de cateteres periféricos ou
centrais, a não ser que esteja solicitada em pedido médico.
7.3. Cultura de aeróbio, fungos e micobactéria:
7.3.1. Crianças: vide tabela. Coletar em frasco Bactec Peds Plus (aeróbio)
7.3.2. Adultos: coletar de 8 a 10 mL de sangue no frasco Bactec Plus (aeróbio)
7.3.3.Crianças e adultos: coletar de 1 a 5 mL de sangue no frasco Bactec Myco F-
LYTIC (fungos e micobactéria).
8. Coleta de sangue para Teste Oral de Tolerância à Glicose e Outras Provas Funcionais:
Provas funcionais são aquelas em que o organismo do paciente é estimulado ou suprimido, de
alguma forma, antes da coleta do exame, por administração endovenosa ou ingestão de
medicamento ou substância, por meio de exercícios ou, até mesmo, permanecendo por um
período em repouso.
Recomenda-se que estes testes tenham acompanhamento médico e que o laboratório disponha
de um local separado para sua realização. Devido à particularidade de se fazer coleta seriada de

31
sangue para as provas funcionais, o uso de escalpe é o mais indicado e, em geral, o ideal é
puncionar uma só vez este paciente.
Técnica de utilização do escalpe para provas funcionais:
Escalpe para coleta de sangue a vácuo
com tubo fluoreto sistema para coleta
múltipla de glicose.
Escalpe para coleta de sangue a vácuo
com tubo gel separador sistema para
coleta múltipla de provas funcionais.
Materiais Utilizados:
Seringa descartável de 10,0 mL.
Solução Fisiológica (ampola de 10,0 mL).
Tubo para coleta de sangue a vácuo, tampa vermelha, siliconizado de 10.0 mL, ou um tubo de
descarte (ver item 4.6).
Tubos específicos para as provas a serem testadas.
Escalpe para coleta múltipla de sangue a vácuo, ou cateter.
Bandagem oclusiva.
Em coletas de provas funcionais, na maioria das vezes, é necessário manter o acesso venoso do
paciente viável para as coletas seriadas. Isto pode ser feito por meio da injeção de uma solução
de salina no escalpe, para evitar a formação de coágulos no tubo vinílico do escalpe.
8.1. Passo a passo da coleta de Teste Oral de Tolerância Glicose:
1. Conferir o material a ser usado no paciente.
2. Informá-lo sobre o procedimento, recebendo-o de forma cortês.
3. Realizar a higienização das mãos.
4. Calçar as luvas de procedimentos.
5. Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo, na altura do ombro.
6. Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente
abra e feche a mão, faça a escolha da veia a ser puncionada, e afrouxe-o .Esperar 2
minutos para usá-lo novamente.
7. Fazer a Antissepsia local.
8. Garrotear o braço do paciente.
9. Retirar o escalpe da embalagem.
10. Realizar a punção com o bisel da agulha voltado para cima, para melhor visualizar
a veia, esticar a pele com a outra mão (longe do local onde foi feita a Antissepsia).
Colocar um esparadrapo/micropore para prender o butterfly no braço do paciente.
11. Desgarrotear o braço do paciente.
12. Realizar coleta do primeiro ponto (jejum) de glicemia.

32
13. Conectar a seringa de 10,0 mL no adaptador, injetar cuidadosamente a solução
salina até que a extensão do escalpe se apresente limpa (1,0 a 2,0 mL). É importante
ter atenção e cuidado para não injetar a solução na veia do paciente.
14. Administrar via oral o Glutol (300 mL) ao paciente, no caso de crianças com até 42
kg de peso, deve-se administrar 7 mL/kg de peso, crianças acima de 42 kg de peso
administrar o frasco do Glutol. A administração não deve exceder o tempo de 5 (cinco)
minutos.
15. O flebotomista deve marcar o tempo da próxima coleta após o paciente terminar de
ingerir o glutol.
Teste Oral de Tolerância à Glicose : 120 minutos após ingestão completa do Glutol
Curva Glicêmica 3 horas: tempos 30, 60, 90, 120 e 180 minutos após ingestão
completa do Glutol.
Curva Glicêmica 5 horas: tempos 30, 60, 90, 120, 180, 240 e 300 minutos após
ingestão completa do Glutol.
16. Na próxima coleta, introduzir uma nova seringa e aspirar de 1,0 a 2,0 mL de
sangue, com a finalidade de limpar toda a solução da extensão do escalpe.
17. Realizar uma nova coleta de acordo com o horário.
18. Novamente, injetar cuidadosamente, a solução salina para manutenção (caso seja
necessário) até que a extensão do escalpe se apresente limpa (1,0 a 2,0 mL), tomar
cuidado para não injetar a solução na veia do paciente, proceder assim até o final do
teste.
- É imprescindível que o flebotomista oriente o paciente a importância da sua
permanência no local, ou seja, na sala destinada ao procedimento CURVAS
GLICÊMICAS , pois, a sua deambulação ou algum esforço pode ocasionar vômito,
lipotimia (tontura) ou mal estar geral, inutilizando assim o exame.
8.2. Passo a passo da coleta de Provas Funcionais:
1. Conferir o material a ser usado no paciente.
5. Posicionar o braço do paciente, inclinado-o para baixo, na altura do ombro.
6. Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente
abra e feche a mão, faça a escolha da veia a ser puncionada, e afrouxe-o. Esperar 2
minutos para usá-lo novamente.
9. Retirar o escalpe para coleta múltipla de sangue a vácuo da embalagem e rosqueá-
lo no adaptador.
10. Fazer a punção com o bisel da agulha voltado para cima, se necessário, para
melhor visualizar a veia, esticar a pele com a outra mão (longe do local onde foi feita a
Antissepsia). Colocar um esparadrapo ou similar para prender o butterfly no braço do
paciente.
11. Em geral, repouso de 30 minutos antes da coleta basal e da administração de
medicamento de estímulo ou supressão (início do teste funcional).
12. Inserir o tubo para a 1ª amostra da prova e colher os exames basais.
13.Desgarrotear o braço do paciente.
14. Conectar a seringa de 10,0 mL no adaptador, de forma que o bico da seringa
empurre a borracha da agulha, injetar cuidadosamente a solução preparada até que a

33
extensão do escalpe se apresente limpa (1 a 2,0 mL), tomar cuidado para não injetar a
solução na veia do paciente.
15. Desconectar e reservar a seringa.
16. Administrar a medicação ou substância específica à prova do paciente e marcar o
tempo.
17. Na próxima coleta, introduzir o tubo siliconizado (ou tubo de descarte, ver item 4.8)
e aspirar de1,0 mL a 2,0 mL de sangue, com a finalidade de limpar a extensão do
escalpe.
18. Inserir o tubo para a 2ª amostra da prova.
19. Novamente, injetar cuidadosamente a solução preparada para manutenção da veia
(quando for o caso) até que a extensão do escalpe se apresente limpa (1 a 2,0 mL),
tomar cuidado para não injetar a solução na veia do paciente, proceder assim até o
final da prova.
20. Tanto a seringa quanto o tubo siliconizado (ou de descarte), devem ser
identificados e colocados numa cuba ou similar. Estes materiais serão descartados ao
final da prova.
9. Coleta de Testes de Coagulação:
Para esse tipo de coleta, algumas das informações fornecidas são importantes durante a
interpretação da análise de consistência dos resultados, tais como: nome da medicação em uso,
horário da última tomada da medicação, horário da coleta e nome do flebotomista.
Estas recomendações apoiam-se no documento CLSI H21-A5 Collection,Transport, and
Processing of Blood Specimens for Testing Plasma-Based Coagulation Assays and Molecular
Hemostasis Assays; Approved Guideline 5th ed. Vol.28, Nº5.
9.1. Comentários sobre a coleta:
Coleta com seringa pode ser utilizada, mas deve-se empregar seringa com material
cuja superfície não seja ativadora (polipropileno) e de pequeno volume, para não haver
formação de microcoágulos.
Cuidados maiores devem ser tomados na transferência do material da seringa, para
um tubo de coleta. Deve-se manter um fluxo contínuo durante o processo de
transferência, particularmente evitando-se o turbilhonamento de sangue.
Recomenda-se que o processo de homogeneização do sangue ao anticoagulante
citrato ocorra num intervalo inferior a 1 minuto, após a coleta.
Segundo a literatura, os resultados de tempo de protrombina (TP) e o cálculo do
International Normalized Ratio (INR) obtidos de pacientes normais, pacientes
submetidos à terapia de anticoagulação oral com varfarina e pacientes com tempo de
tromboplastina parcial ativado (TTPA) normal, não seriam afetados, se realizados no
primeiro tubo coletado sem o tubo de descarte. No entanto, uma vez que os outros
testes de coagulação podem ser afetados, nessa situação, é aconselhável fazer a
coleta de um segundo tubo para as outras provas de coagulação, ou realizar o
procedimento de coleta do tubo de descarte (ver item 4.6).
10. Relação de exames conforme tempo de jejum necessário:
10.1. Jejum de 04 horas:
· Ácido Fólico
· Ácido Úrico
· Ácido Valpróico
· Adenosina Deaminase
· Alanina Amino Transferase
· Fibrinogênio
· Fosfatase Ácida Prostática
· Fosfatase Ácida Total
· Fosfatase Alcalina
· Fósforo

34
· Albumina
· Aldolase
· Alfa-1 Antitripsina
· Alfa-1 Glicoproteína Ácida
· Alfa Fetoproteína
· 17-Alfa Hidroxi Progesterona
· Amicacina
· Amilase
· Androstenediona
· Anticorpos Antiperoxidase
· Anticorpos Antitiroglobulina
· Anti DNA nativo (dupla hélice)
· Anti ENA
· Antiestreptolisina O
· Antígeno Carcino Embrionário
· Anti-HBc Total Anticorpos Totais contra
Antígeno Central da Hepatite B
· Anti-HBe Anticorpo contra Antígeno E da
Hepatite B
· Anti-HBs Anticorpo contra Antígeno de
Superfícieda Hepatite B
· Antígeno Prostático Específico
· Antígeno Prostático Livre
· Aspartato Amino Transferase
· Beta-2 Microglobulina
· Bicarbonato
· Bilirrubina Direta
· Bilirrubina Indireta
· Bilirrubina Total
· Brucelose
· C3
· C4
· CA 125
· CA 15-3
· CA 19-9
· Cálcio Ionizado
· Cálcio Total
· Carbamazepina
· Chagas
· Citomegalovírus IgG e IgM
· Clearence de Creatinina
· Cloro
· Colesterol Total
· Cortisol
· Creatinina
· Creatinoquinase
· CreatinoquinaseIsoenzima MB
· Dehidroepiandrosterona
· Digitoxina
· Digoxina
· Dímero-D
· Eletroforese de Hemoglobina
· Eletroforese de Proteínas
· Estradiol
· Fator Antinúcleo
· Gama GlutamilTransferase
· Gentamicina
· Gonadotrofina Coriônica Humana Fração
Beta
· Hepatite A Imunoglobulina G
· Hepatite A Imunoglobulina M
· Hepatite B Antícorpo Contra Antígeno de
Superfície (Anti-HBs)
· Hepatite B Antícorpo Contra Antígeno E
(Anti-HBe)
· Hepatite B Anticorpos Totais Contra
Antígeno Central (Anti-HBc Total)
· Hepatite B -Antígeno de Superfície
(HBsAg)
· Hepatite C
· Hepatite C Teste Confirmatório
· Herpes IgG e IgM
· HIV-1 e 2
· Hormônio Folículo Estimulante
· Hormônio Luteinizante
· Hormônio Tireoestimulante
· IGF-1
· IGF-BP3
· Imunoglobulina A
· Imunoglobulina E
· Imunoglobulina G
· Imunoglobulina M
· Lactato Desidrogenase
· Leptospirose Imunoglobulina M
· Leptospirose Soroaglutinação Microscópica
· Lipase
· Lítio
· Magnésio
· Metotrexato
· Mononucleose
· Potássio
· Progesterona
· Prolactina
· Proteína C Reativa - Ultra Sensível
· Proteína Total
· Proteína Total e Frações
· Rubéola Imunoglobulina G
· Rubéola Imunoglobulina M
· Sarampo IgG e IgM
· Sódio
· Sorologia para Dengue
· Sorologia para Sífilis
· Sulfato de Dehidroepiandrosterona
· T3Livre
· T4 Livre
· Teofilina
· Testosterona Livre
· Testosterona Total
· Tobramicina
· Toxocara canis

35
· Fator de Von Willebrand
· Fator Reumatóide
· Fator V
· Fator VII
· Fator VIII
· Fator IX
· Fenitoína
· Fenobarbital
· Ferritina
· Ferro
· Toxoplasmose Imunoglobulina G
· Toxoplasmose Imunoglobulina M
· Transferrina
· Uréia
· Vancomicina
· Varicella Zoster
· Vitamina B12
· Zinco
· Glicose
· Hormônio do Crescimento (GH)
· Hepatite B Antígeno E (HBeAg)
· Insulina
· Teste Oral de Tolerânciaà Glicose (75g)
· Colesterol Total e Frações
· Triglicérides
10.4. Jejum não necessário:
· Eritrograma
· Falcização de Hemácias
· Gasometria Arterial
· Gasometria Venosa
· Glicose 6 Fosfato Desidrogenase
· Hematócrito
· Hemoglobina
· Hemoglobina Glicada
· Hemograma
· HIV - Teste Rápido
· Lactato
· Leucograma
· Perfil Metabólico
· Pesquisa de Esferócitos
· Pesquisa de Hematozoários
· pH
· Plaquetas
· Reticulócitos
· Tempo de Coagulação
· Tempo de Protrombina
· Tempo de Sangramento
· Tempo de Tromboplastina Parcial Ativada
· Teste de Tolerância Oral a Glicose (50g)
· Titulação do Inibidor do Fator VIII
· Troponina I
· Velocidade da Hemossedimentação
· Widal
11. Transporte
O material biológico coletado deve ser enviado ao Laboratório Central o mais rápido possível nas maletas
específicas para o transporte de material biológico.
A maleta é de responsabilidade da unidade e deve ser utilizada para uso exclusivo de transporte de material
biológico ao Laboratório Central e deve estar identificada da seguinte forma:
ESPÉCIMES PARA DIAGNÓSTICO
LABORATÓRIO CENTRAL HSP

36
A higienização da maleta deve ser feita diariamente, lavando-a interna e externamente com a água e sabão
e posterior desinfecção com álcool 70%.
É proibido afixar adesivos, etiquetas, fotos ou qualquer outro tipo de informação visual nas maletas.
12. Fezes:
12.1. Protoparasitológico:
Para coleta do material, utilizar o PARATEST, um sistema integrado para coleta com
conservante e transporte de material fecal.
O Sistema Paratest, após a adição da amostra biológica (fezes) mantém as formas
parasitárias íntegras e bem preservadas, em temperatura ambiente por, pelo menos,
trinta dias (4 semanas). Recomenda-se que o exame seja feito em até 10 dias após a
adição da amostra fecal no líquido diluente/conservante.
12.1.1. Procedimento:
As instruções para utilização do PARATEST estão inclusas no kit, que é fornecido
pelo laboratório.
1. Abra o tubo coletor simulando o movimento de rosca e puxando, COM
CUIDADO para não derramar o líquido conservante.
Evitar contato com os olhos e nariz. Caso isso ocorra lavar com água
corrente.
Não beber o líquido, pois o líquido conservante contém
formalina tamponada.
Não colete fezes em excesso. O líquido conservante deve cobrir a
amostra.
Coloque duas medidas do coletor padronizado.
Não deixar o frasco exposto ao sol. Armazenar entre 15° e 30° C.
MANTENHA LONGE DO ALCANCE DE CRIANÇAS.
2. Utilizando o lado cônico da pá coletora que acompanha o tubo coletor,
colete duas porções do material fecal na quantidade que preencha a pá e
insira no frasco. Não coloque excesso de fezes na pá.
3. Solte as fezes com a ajuda do pino no fundo do frasco, até ficar bem diluída
no líquido (em caso de diarréias, coletar três porções com o outro lado da pá).
4. Depois de diluída leve o frasco ao laboratório mantendo-o sempre em pé.
5. Manter os tubos em temperatura ambiente.

37
NÃO É NECESSÁRIO GUARDAR OS TUBOS EM GELADEIRA.
6. Identificar o frasco coletor com nome completo e enviar ao laboratório
juntamente com a solicitação médica devidamente preenchida.
Líquido biliar: coletar em tubo seco ou coletor universal.
Lavado gástrico: coletar em tubo seco ou coletor universal.
ATENÇÃO: Fezes com pedaços esbranquiçados com ou sem movimento com
aparência de vermes devem ser coletados em recipiente limpo e sem conservante e
enviado ao laboratório juntamente com o pacote de tubos coletores. O mesmo
procedimento deve ser realizado caso se encontre essas formas com aparência de
vermes espontaneamente em roupas íntimas.
Importante: No caso de ingestão acidental do líquido conservante pelo paciente,
deve-se induzir o vômito imediatamente e ingerir leite. Se, no entanto da ingestão já
são decorridas algumas horas, recomenda-se a ingestão de leite e algum alimento
leve.
12.2. Cultura de aeróbio e fungos:
12.2.1. Orientações necessárias:
Devem ser coletadas no início ou fase aguda da doença, quando os
patógenos estão usualmente presentes em maior número e
preferencialmente, antes da antibioticoterapia.

38
- Coletar as fezes e colocar em um frasco contendo salina glicerinada
tamponada, fornecido pelo laboratório, uma quantidade equivalente a uma
colher de sobremesa. Preferir sempre as porções mucosas e
sanguinolentas.
- Anotar o horário da coleta.
- Se a amostra não for entregue no laboratório em até uma hora após a
coleta, conservar em geladeira a 4ºC, no máximo por um período de 12
horas.
NOTA: Identificar o material com todas as informações padronizadas e
enviar ao laboratório o mais rápido possível juntamente com a solicitação
médica devidamente preenchida.
12.3. Pesquisa de sangue oculto
Também conhecida por sangue oculto e sangue nas fezes.
É um exame que representa uma alternativa não invasiva, de baixo custo, fácil
operacionalidade e boa efetividade na investigação de sangramentos causados por
doenças gastrointestinais, portanto, é um exame útil no rastreamento do câncer
colorretal ou de seus precursores benignos, os pólipos, mesmo em indivíduos sem
qualquer sintoma.
12.3.1. Preparo do paciente:
- Não precisa de dieta específica para coleta das fezes;
- Coletar as fezes durante três dias consecutivos ou a critério médico;
- Coletar uma pequena porção de fezes frescas, sem uso de substâncias laxativas
e sem contaminação da urina;
- Coletar em frascos de boca larga com tampa de rosca;
- Encaminhar ao laboratório no mesmo dia, ou no máximo, até o dia seguinte,
desde que conservado em geladeira;
- Não se deve adicionar substâncias conservantes à amostra de fezes.
12.3.2. Restrições à pesquisa de sangue oculto:
Este exame não deve ser realizado em pacientes com sangramento visível, com
suspeita de câncer colorretal, com idade inferior a 40 anos, já rastreado por
colonoscopia ou com resultado de pesquisa positiva na expectativa de um novo
teste negativo.

39
12.4. Pesquisa de Clostridium difficile, Cryptosporidium sp e Isospora.
- Coletar uma pequena porção de fezes frescas em frascos de boca larga com
tampa de rosca;
- Encaminhar ao laboratório no mesmo dia, ou no máximo, no dia seguinte, desde
que conservado em geladeira;
- Não se deve adicionar substâncias conservantes à amostra de fezes.
13. Material genital:
13.1. Secreção vaginal:
13.1.1. Orientações necessárias:
- Não fazer uso de creme e/ou óvulo vaginal.
- Não fazer uso de ducha vaginal e/ou lavagem interna nas 48 horas
anteriores do exame.
- Recomenda-se que a paciente não esteja menstruada.
- A paciente deve estar em abstinência sexual por 02 dias, pelo menos.
- Não estar fazendo uso de antibióticos ou quimioterápicos.
OBS: A coleta deste material deve ser feita preferencialmente pela manhã,
sem que a paciente tenha feito higiene íntima e que esteja há pelo menos 02
horas sem urinar.
- Lavar as mãos e calçar luvas de procedimentos.
- Colocar a paciente em posição ginecológica.
- Inserir um espéculo (sem lubrificante) na vagina e retirar o excesso de
muco cervical com um swab ou gaze estéril.
Exame a fresco:
- Colher material do canal vaginal com um swab e colocá-lo em um tubo com
1 mL de solução fisiológica estéril, homogeneizar.
Bacterioscopia:
- Colher material do canal vaginal com um swab e fazer um esfregaço de
forma homogênea, rolando o swab sobre a lâmina.
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