O documento discute microrganismos extremófilos isolados de uma fonte hidrotérmica no Brasil com potencial para uso biotecnológico. Um fungo isolado cresceu em ampla faixa de temperatura e pH e foi capaz de degradar substratos como celulose e caseína, demonstrando seu potencial para processos industriais. Adicionalmente, o documento descreve características gerais de microrganismos extremófilos e seu crescente interesse para a biotecnologia.

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MICRORGANISMOS EXTREMÓFILOS COM POTENCIAL BIOTECNOLÓGICO PARA
USO INDUSTRIAL
Sílvia Santos1, Eduardo de Aquino Ximenes1
1
Universidade Católica do Salvador – UCSal – Laboratório de Estudos em Meio Ambiente – LEMA - Av.
Prof. Pinto de Aguiar 2589, Pituaçu – CEP 41740-090 – Salvador - BA – Brasil - E-mail:
lemassilvia@yahoo.com.br
Resumo
Os microrganismos extremófilos são aqueles capazes de se adaptarem a condições físico-químicas
extremas, modificando suas estruturas protéicas, processos metabólicos e outros. Tais
características justificam a sua aplicação biotecnológica, pois permitem seu uso em processos
operacionais realizados em uma variedade de condições, como extremos de pH, temperatura,
pressão, altas concentrações de sais e metais pesados. O microrganismo utilizado neste trabalho foi
um fungo (isolado J), isolado de uma fonte hidrotérmica de Jorro-Tucano, BA. Este fungo foi
selecionado e cultivado em meio sólido, contendo glicose como única fonte de carbono (MYG). O
isolado J cresceu em uma ampla faixa de temperatura (20ºC a 45ºC), tendo como temperatura ótima
40ºC. Ao nível de pH, o crescimento se deu em uma faixa de 4,0 a 12, tendo como pHs ótimos 4,0 e
8,0. Este fungo foi também testado quanto à capacidade de degradar diferentes substratos em meio
sólido, como celulose, caseína, margarina, ácido palmítico e N-hexadecano, contendo tais substratos
individualmente como a única fonte carbono. Em pH 8,0 e temperatura de 40ºC, somente o
substrato N-hexadecano foi degradado. Após a modificação do meio de cultura usado, o fungo foi
capaz de degradar os substratos celulose, caseína, margarina e ácido palmítico à temperatura de
40ºC e pHs 4 e 8, caracterizando o potencial para seu uso ou de seus produtos em processos
biotecnológicos.
Palavras-chaves: Microrganismo extremófilos; enzimas hidrolíticas; protease; celulase; lípase;
INTRODUÇÃO
A diversidade biológica ao nível das espécies inclui toda a gama de organismos na terra, desde as
bactérias e protistas até reinos multicelulares de plantas, animais e fungos, sendo estes últimos,
juntamente com as bactérias, considerados os decompositores mais importantes devido ao seu papel
de degradar a matéria orgânica (PRIMACK e RODRIGUES, 2001). A microbiota de um
determinado ambiente realiza muitas transformações bioquímicas essenciais para o funcionamento
normal do ecossistema. Os resíduos regularmente depositados no solo são utilizados pela
microbiota e transformados em novas substâncias. Os microrganismos constituem uma ligação entre
os constituintes inanimados do solo e os seres vivos. Desse modo, as atividades fúngicas e
bacteriológicas são amplamente responsáveis pela fertilidade do solo (PELCZAR et al., 1981).
Por serem os fungos organismos que contribuem para uma grande variedade de aplicações a favor
do progresso do homem (RUEGGER, 2001), percebe-se a necessidade de enriquecer tais
aplicabilidades, buscando-se, por exemplo, através de pesquisas e estudos, descobrir
microrganismos que superem as suas condições normais de vida, desenvolvendo-se em condições
extremas e que tenham potencial biotecnológico para uso em várias indústrias (LUDLOW e
CLARK, 1991), incluindo a de alimentos, bebidas, têxtil, polpa e papel, assim como na agricultura
(BHAT, 2000), contribuindo para o avanço da sociedade moderna. Adicionalmente, a busca de
microrganismos degradadores de compostos originados por atividade industrial, como derivados do
petróleo, potenciais poluentes do meio ambiente, consiste em outra possibilidade de aplicação
importante de tais microrganismos em benefício dos seres humanos.

2. 2
Considerando-se que no Estado da Bahia existem áreas naturais, impactadas ou não, apresentando
sinais de condições extremas para o desenvolvimento de microrganismos e sabendo-se do
potencialidade destes para a produção de enzimas hidróliticas com potencial de uso em vários
processos biotecnológicos, inclusive com possibilidade de aplicação dentro do próprio Estado, seja
ao nível de indústria ou mesmo em processos de biorremediação, torna-se importante o isolamento
e avaliação de microrganismos produtores de tais enzimas.
Microrganismos
Os microrganismos participam de todas as funções vitais observadas em formas de vida superiores,
mais complexas (KONEMAN et al., 2001). Eles ainda possuem a capacidade enzimática de
degradar uma grande variedade de compostos químicos que ocorrem na natureza, contribuindo para
que haja equilíbrio para os ciclos biológicos e ecológicos.
Taxonomicamente, os organismos agrupados no Reino Fungi são, em geral, espécies saprófitas, que
se adaptam, para crescimento, a uma nova variedade de condições ambientais com exigências
nutricionais mínimas (CASALI et al., 2001).
Os produtos sintéticos são utilizados como fonte de carbono e energia pelos microrganismos,
ocasionando a decomposição de compostos liberando seus constituintes inorgânicos, ou ainda, em
compostos orgânicos (SILVA et al., 2000). Além de serem responsáveis por importantes
transformações metabólicas, pela fixação biológica de nitrogênio atmosférico, pela degradação de
resíduos vegetais e outros produtos, inclusive tóxicos. Os microrganismos são também mananciais
de fármacos, corantes, enzimas e ácidos orgânicos, entre outros, e podem ser usados no controle
biológico de doenças e pragas. A importância dos microrganismos para a ecologia e biotecnologia é
inquestionável (MELO e AZEVEDO, 1998).
Microrganismos Aeróbios
Os microrganismos aeróbios desenvolvem reações metabólicas complexas, usando o oxigênio no
processo de degradação dos nutrientes (LOPES, 1997). Eles produzem enzimas hidrolíticas
individuais e, entre os fungos, o mais bem estudado é o Trichoderma reesei, um fungo mesofílico e
filamentoso, assim como os seus derivados mutantes (XIMENES et al., 1994). As enzimas
produzidas por estes, quando combinadas, atuam efetivamente para hidrolisar celulose, a principal
fonte de carbono da Terra (LJUNGDAHL et al., 1999). Levando-se em consideração o potencial
para uso biotecnológico das enzimas hidróliticas produzidas por microrganismos, vem crescendo a
procura por cepas que produzam as mesmas. Entre os fungos produtores de tais enzimas mais
estudados, tem as espécies de Trichoderma, Humicola, Aspergillus e Acrophialophora (XIMENES
et al., 1994).
Microrganismos Anaeróbios
São organismos com poder metabólico simples, sensíveis ao oxigênio, diferindo, no caso dos
fungos, aeróbios, por conterem hidrogenossoma, uma organela envolvida na geração de energia.
Vários destes microrganismos, além de produzirem enzimas individuais, produzem também um
complexo protéico de alta massa molecular, chamado celulossoma.
Os fungos anaeróbios representam um novo grupo de organismos, tendo sido o primeiro isolado em
1975, do trato alimentar de um herbívoro (ORPIN, 1975). Estes fungos são excelentes produtores
de enzimas celulolíticas e hemicelulolíticas com atividades comparáveis ou superiores àquelas
produzidas por microrganismos aeróbios. Como exemplo, pode ser citado o fungo Orpinomyces sp
cepa PC-2, que produz uma variedade de enzimas hidrolíticas. Estas enzimas incluem celulases, -
glucanases, -glucosidases, xilanases, acetilxilana esterases e esterases fenólicas, todas importantes
para a degradação completa da parede celular de planta (MOUNTFORT, 1987; XIMENES, 1999).
É importante ressaltar aqui que o microrganismo anaeróbio que tem sido mais estudado é a bactéria
Clostridium thermocellum (FELIX and LJUNGDAHL, 1993; DING et al., 1999).

3. 3
Fungos Aeróbios
Os fungos são conhecidos popularmente como bolores, mofos, leveduras e cogumelos.
Diferenciam-se dos demais seres vivos por apresentarem formas diversas de estilos de vida,
singularmente. Constituem grupos de organismos heterotróficos e quimiorganotróficos destituídos
de clorofila, com paredes celulares definidas; são imóveis, não possuem caule, raízes ou folhas e
não desenvolvem sistema vascular complexo. Armazenam glicogênio como principal fonte de
energia e exibem nutrição por absorção (RUEGGER, 2001). Por não possuírem clorofila, requerem
uma fonte externa de carbono, obtendo esta como saprófitas, mediante a decomposição de matéria
orgânica morta, ou como parasitas de plantas e animais vivos. Eles são eucariontes, possuem uma
parede celular composta principalmente por quitina (n-acetil-D-glicosamina), unidas por ligações
glicosídicas, β-1-4, mananas (polímeros de manose) e algumas vezes celulose (KONEMAN et al.,
2001).
As formas isoladas de células de fungos são conhecidas como leveduras. Sua reprodução ocorre por
meio de esporos de maneira sexual ou assexual, derivando ou não do micélio vegetativo ou da
superfície de corpos especiais de frutificação aérea (KONEMAN et al., 2001). Os fungos, no geral,
possuem sistema de recombinação que permite reunir características encontradas nos diferentes
indivíduos, em um único individuo (AZEVEDO, 1998).
A morfologia, a disposição e o modo de produção dos esporos servem como critério importante
para as identificações dos gêneros e espécies (KONEMAN et al., 2001).
Microrganismos extremófilos
O termo “extremófilos” foi usado pela primeira vez por Mac Elroy, em 1974, para designar
organismos que proliferem em ambientes extremos (SANTOS et al., 2003). A biotecnologia pode
considerar em breve um número muito grande de microrganismos que crescem em condições
extremas de temperatura, pressão, pH, altos níveis de radiação, elevada concentração de sal, entre
outros como a ausência de oxigênio. Esses organismos e seus componentes são de extremo interesse
à biotecnologia devido à possibilidade de uso destes em processos ocorrendo em condições mais
variadas, quando comparado aos microrganismos não extremófilos (LUDLOW e CLARK, 1991).
Além disto, o estudo destes pode oferecer informações valiosas no que diz respeito à origem da
Vida na Terra e das suas estratégias adaptativas ao ambiente onde esta prosperou.
A extremofilia não constitui uma característica filogenética, embora dados disponíveis segundo
Woese e outros, 1990, permitem classificá-los na árvore filogenética ao Domínio Archaea. Como
exemplo, temos os halófilos (arqueis da família Halobacteriaceae ou bactéria da família
Haloanaerobiales) que acumulam em geral íons inorgânicos (K+, Na+, Cl-) em concentrações
elevadas para contrabalançar a pressão osmótica externa e manter a integridade celular.
No que diz respeito aos termófilos e hipertermófilos, a descoberta mais surpreendente foi a de
organismos hipertermófilos por Karl O. Stetter, que obrigou a extensão para cerca de 115 °C do
limite superior da gama de temperatura em que as células vivas proliferam eficientemente. Esta
característica implica na estabilização de todos os componentes celulares de modo que a sua
funcionalidade seja mantida em condições de temperatura que seriam danosas para a maioria das
biomoléculas dos organismos mesófilos. O surpreendente é que as proteínas dos hipertermófilos são
constituídas pelos mesmos 20 aminoácidos presentes em todas as outras, como nos termófilos,
mesófilos e psicrófilos, e que não revelam diferenças aos diversos graus de termoestabilidade.
Embora estas proteínas apresentem elevada estabilidade térmica, muitas enzimas intracelulares in
vitro apresentam baixa estabilidade à temperatura ótima de crescimento dos organismos (GOMES
et. al 2001). Foram observados, através de isolamento e caracterização, que vários compostos
orgânicos de baixa massa molecular (monosilglicerato, fosfato de di-mio-inositol, fosfato de
diglicerol), encontrados apenas em microrganismos termófilos ou hipertermófilos, acumulam-se
intracelularmente em resposta à elevação da concentração salina e/ou de temperatura do meio de
cultura em hipertermófilos, halófilos ou halotolerantes. É possível que tais compostos sejam usados
como estratégia para manter a integridade das estruturas celulares.

4. 4
Em relação ao metabolismo de carboidratos, o sistema de transporte para a maltose em
Thermococcus litoralis é semelhante ao de Escherichia coli, porém, a afinidade para o substrato é
notável, tendo sua ordem de grandeza três casas superiores no organismo hipertermófilo, sendo este
o sistema de transporte conhecido com afinidade mais elevada (SANTOS et al., 2003).
No início da década de 90, descobriu-se a existência de hipertermófilos aeróbios com temperatura
ótima de crescimento de 100ºC, fato este que derruba a exclusividade de hipertermófilos extremos
anaeróbios. Concorda-se que há diminuição da solubilidade de oxigênio em água com a elevação da
temperatura, porém é importante que seja considerada também a questão do aumento do coeficiente
de difusão com a temperatura.
Organismos acidófilos e alcalófilos preferem ambientes com pH extremos até cerca de 1 e 11,5, e
não proliferam em pH próximo a neutralidade. Suas proteínas e outros componentes intracelulares
não necessitam de estratégias para adaptações (SANTOS et al., 2003). No entanto, em estudos
realizados em 61 isolados, dos quais 13 foram de espécies importantes de fungos toxigênicos, sendo
quatro espécies de Aspergillus e Fusarium, e cinco de Penicillium, estes cresceram em uma faixa de
pH que foi de 2,0 a 11,0 e em temperatura de 25, 30 e 37°C (WHEELER et al., 1991), levantando
questionamentos sobre a não proliferação próxima a neutralidade.
Microrganismos resistentes a radiações têm a capacidade de adaptar-se a ambientes com doses
elevadas de radiações gama e ultravioleta, principalmente as bactérias do gênero Deinococcus e
Rubrobacter (FERREIRA et al., 1999). Estes organismos apresentam mecanismos reparadores de
DNA extremamente eficientes, os quais lhes permitem viver em condições de secura extrema ou
agressão oxidativa que induzem a fragmentação de DNA, letal para maioria dos microrganismos.
Descobertas recentes confirmam que arqueões hipertermófilos possuem a capacidade incomum para
reparar danos causados ao DNA por radiações ionizantes; portanto é possível que a reparação de
DNA eficiente esteja relacionada com características de adaptações comuns de diversos tipos de
agressão ambiental (SANTOS et al., 2003).
O trabalho de Ito (1998) com microrganismos extremófilos possibilitou a utilização destes em
indústria de detergentes. Estes detergentes contém uma ou mais enzimas, como protease, amilase,
celulase e lipase, que também podem ser produzidas industrialmente em larga escala.
Celulose
É a mais abundante fonte de carboidratos de origem vegetal e sua estrutura é a de um polímero não
ramificado de resíduos de D-glicose unidos por ligações do tipo β-1,4 (LEHNINGER, 2006;
SMITH, 1993). A configuração beta permite a formação de cadeias retas e longas, e o átomo de
oxigênio do anel estabelece uma ponte de hidrogênio com o grupamento 3-OH da outra celulose
(STRYER, 1992).
A degradação da celulose ocorre através da ação combinatória de três grupos de enzimas:
exoglucanases (EC. 3.2.1.9.1, 1,4--D-glucana-celobiohidrolase), endocelulases (EC. 3.2.1.4,
endocellulase) e -glucosidases (EC. 3.2.1.2.1), onde as endocelulases atacam ligações glicosídicas
internas das cadeias de celulose, portanto produzindo extremidades na cadeia polimérica e
oligossacarídeos solúveis. Celobiohidrolases clivam resíduos de celobiose das extremidades das
cadeias de celulose. A -glucosidase catalisa a hidrólise de celobiose a qual é inibitória à ação das
exo e endocelulases. Estudos têm demonstrado que a atividade relativa de cada enzima atuando de
maneira isolada é menor em comparação com a ação destas em conjunto (sinergismo) (XIMENES
et al., 1996).
Enzimas
As enzimas microbianas têm grande importância na ciclagem de nutrientes, realizando uma
variedade de reações de fixação, oxidação, redução e hidrólise na conversão da matéria orgânica
necessária para a manutenção de equilíbrio num ecossistema (RUEGGER, 2001).
Depois dos antibióticos, as enzimas são os produtos microbianos mais explorados na indústria
biotecnológica, sendo utilizada em indústrias alimentícias, de detergentes (biológicos), têxtil e

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farmacêutica, biologia molecular, aplicações médicas e na química bio-orgânica (MANFIO e
LEMOS, 2003).
Como muitos processos industriais ocorrem em altas temperaturas, há necessidade de
desenvolvimento de biocatalizadores termoestáveis (SANTOS et al., 2003), assim como também se
levar em conta o substrato, pois enzimas com mesmo perfil de atuação sob determinado substrato
podem apresentar funcionamento ótimo em pH, temperatura e concentração iônica diferentes, o que
requer a seleção de enzimas adequadas às condições nas quais serão utilizadas (MANFIO e
LEMOS, 2003). As vantagens de se utilizar enzimas ou células hipertermófilas em processos de
alta temperatura podem compreender vários fatores, como a esterilização dos reatores, o aumento
da solubilidade de reagentes e produtos, ou a diminuição de viscosidade do meio, acelerando a
difusão das espécies dissolvidas e aumentando a velocidade de reação (SANTOS et al., 2003).
Neste intuito o objetivo deste trabalho é isolar microrganismos extremófilos de regiões que
apresentem condições físico-químicas extremas para crescimento, principalmente extremos de pH,
visando o estudo de suas propriedades fisiológicas em condições ideais para cultivo e capacidade de
crescimento em diferentes fontes de carbono com potencial Biotecnológico para uso industrial.
MATERIAIS E MÉTODOS
Coleta da amostra
A amostra foi coletada em diferentes pontos de uma fonte hidrotérmica de Caldas do Jorro-Tucano-
BA, a fim de se encontrar microrganismos extremófilos em termos de pH.
Amostra 1 Com auxílio de uma seringa de 15 ml e agulha 13x7 mm colheu-se 3ml de água à
temperatura de 48ºC, em um local onde a água é usada para banho, sendo a amostra colhida, em
torneira de banho, introduzida em seguida em um recipiente apropriado para cultivo de anaeróbios.
Amostra 2 Repetiu-se o procedimento anterior com uma nova seringa, coletando-se dessa vez
água de um ponto mediano próximo ao maquinário, torneira do meio; neste ponto a água é coletada
em garrafões, sendo utilizada para beber e encontrada na temperatura de 48ºC. Esta amostra
também foi introduzida em um recipiente apropriado para anaeróbios.
Amostra 3 Amostra retirada de uma cascata, situada do lado oposto aos tubos utilizados para
banho onde se coletou a amostra 1. Esta amostra teve a presença de sedimentos originários da
raspagem da parede onde a água desce em forma de cascata, à temperatura 48ºC, e foi armazenada
em frasco coletor. Acredita-se ser microrganismo aeróbios.
Amostra 4 Coletada no mesmo ponto da amostra 2, com raspagem interna do tubo o qual
aparentemente não apresentou nenhum tipo de sedimentos. Amostra armazenada em frasco coletor
por esperar microrganismo aeróbios.
A conservação das amostras procedeu-se sob vedação e em refrigerador a 4°C, com exceção das
amostras dos anaeróbios que foram mantidas à temperatura ambiente.
Preparo do meio de cultura
Meio sólido (Chaves, 1982)
Placas de Petri contendo meio sólido (CHAVES, 1982), com diferentes fontes de carbono (celulose,
caseína, margarina, ácido palmítico e N-hexadecano), a uma concentração final de 0,5%, foram
preparadas e autoclavadas a 121ºC, por 20 min. Meio de Chaves com seus componentes (KH2PO4
7,00 g/L; K2HPO4 2,00 g/L; MgSO4.7H2O 0,10 g/L; (NH4)2SO4 1,00 g/L; Extrato de levedura 0,60
g/L; Agar 20,00 g/L). O pH foi ajustado para 6,5. Alíquotas de 40 l das amostras coletadas (3 e 4;
tabela 1) foram plaqueadas e cultivadas à 50°C por 2 dias. As placas foram feitas em duplicatas.
Preparo de meio MYG
Placas de Petri contendo meio MYG (Extrato de malte 5,00 g/L; Extrato de levedura 2,50 g/L;
Glicose 10,00 g/L; Agar 20,00 g/L) foram preparadas após serem autoclavadas a 121ºC por 20min e

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o pH foi ajustado para 8,0. As amostras inoculadas neste meio foram incubadas à temperatura de
50°C. Este meio foi escolhido para a caracterização fisiológica do isolado J, após seu completo
isolamento, em termos de verificação da temperatura e pH ideais para o cultivo deste.
RESULTADOS
Crescimento em diferentes meios de cultura
Cerca de 48h após a inoculação das amostras 3 e 4 em meio sólido de Chaves (1982) , não foi
observado nenhum crescimento de microrganismos, com exceção das placas contendo N-
hexadecano como única fonte de carbono (fig. 1).
Figura 1: Degradação do N-hexadecano pelo Isolado J em meio Chaves (1982)
Quando as mesmas amostras foram inoculadas em meio MYG, pH 8,0, à temperatura de 50°C, 48h
depois verificou-se o crescimento de microrganismos, com o aparente predomínio total de uma
única espécie, posteriormente denominada de isolado J. Observou-se ainda que este microrganismo
cresceu melhor a uma temperatura menor, em torno de 40°C. Procedeu-se então novos cultivos para
assegurar o isolamento completo deste microrganismo, que através de análise visual de sua
morfologia, verificou-se ser um fungo. O meio MYG passou a ser adotado como o meio de cultivo
adequado para os experimentos posteriores envolvendo este isolado.
Caracterização fisiológica : Temperatura e pH ideais para crescimento
Uma caracterização inicial, à temperatura de 40°C, nos pHs 8,0, 9,0 e 10,0 foi feita. Houve
crescimento nos 3 diferentes pH testados (Figuras 2, 3 e 4).
Figura 2. Isolado J cultivado Figura 3. Isolado J cultivado Figura 4. Isolado J cultivado em
em pH 8,0 em pH 9,0. pH 10,0
Considerando-se o diâmetro das colônias formadas, não houve uma diferença significativa em
termos de crescimento nestes pH. A mensuração do diâmetro da colônia formado em pH 8,0; 9,0 e
10,0 respectivamente no período de 24 h (0,82; 0,75; 0,82 cm), 48 h (2,52; 2,22; 2,32 cm) e 72 h
(4,35; 3,95; 3,82 cm). O experimento foi realizado com diferentes repetições. Posteriormente um
estudo mais amplo foi realizado, onde trabalhou-se em uma faixa de pH maior no intuito de se
verificar a capacidade deste fungo de crescer em diferentes valores de pH, assim como qual (ou

7. 7
quais) seria(m) o(s) pH ideal (ais) para tal crescimento. Mensuração do diâmetro da colônia (cm)
formado após 72 h de incubação a 40°C, sendo realizado com diferentes repetições, tendo uma
média (4,75; 4,30; 4,60; 4,70; 4,15; 3,95; 3,75; 2,55 cm) para cada pH (4,0; 5,0; 7,0; 8,0; 9,0; 10,0;
11,0; 12,0) respectivamente. Na faixa de pH de 4,0 a 11,0, observa-se que não há uma grande
diferença em termos de crescimento, sendo este um pouco mais acentuado em pH 4,0 e 8,0. Em pH
12,0, já há um declínio considerável em termos de capacidade de crescimento.
O isolado J foi cultivado em diferentes temperaturas (20, 30, 40, 45, 50 e 60°C), para a verificação
da temperatura ideal de crescimento. Observou-se que a temperatura ideal é de 40°C, conforme
havia sido considerado inicialmente; contudo, conforme média de diâmetro (1,45, 3,90 e 1,00 cm)
obtidos em temperaturas (20, 30 e 45°C) respectivamente, o fungo é capaz de crescer relativamente
bem em temperaturas um pouco acima de 40°C, assim como bem abaixo desta temperatura. Não
houve sinal de crescimento a 50 e 60°C.
Potencial para degradação de diferentes substratos : crescimento em diferentes fontes de
carbono.
Quando cultivado em meio de Chaves (1982), em pH 4,0 e 8,0, à temperatura de 40°C, o isolado J
não foi capaz de degradar os diferentes substratos testados. Quando o experimento foi conduzido
nas mesmas condições, porém usando-se meio sólido MYG modificado (a glicose foi substituída
pelos substratos Ácido palmítico, Caseína, Margarina e Celulose), observou-se o crescimento deste
microrganismo em todos os substratos, em pH 4,0 a média do diâmetro da colônia (4,90; 3,65;
3,40; 3,80 cm) e em pH 8,0 ( 5,65; 3,70; 5,00; 2,60 cm), ambos pH com médias respectivamente
relacionados ao substrato.
Tabela 1. Degradação dos substratos pelo Isolado J em diferentes pH.
Substrato pH 4,0 pH 8,0
Ácido palmítico
Caseína _____________
Margarina

8. 8
Celulose
Isolamento de microrganismos anaeróbios.
Após a incubação das amostras 1 e 2 à temperatura ambiente e em condições de anaerobiose,
observou-se o crescimento de microrganismos nas condições testadas. Experimentos posteriores
serão realizados para o completo isolamento dos mesmos, assim como se efetuará a caracterização
fisiológica destes.
DISCUSSÃO
Microrganismos têm sido mostrados serem importantes fontes de produtos usados na indústria,
como as enzimas hidrolíticas (XIMENES, 1999). Em particular, estudos neste sentido têm sido
realizados recentemente com microrganismos extremófilos, uma vez que sendo estes capazes de
viverem em condições físico-químicas extremas, há uma grande possibilidade de que tal capacidade
esteja associada à produção de enzimas adaptadas a tais condições. Isto abre uma maior variedade
de possibilidade de aplicações destes microrganismos e de seus produtos (LUDLOW and CLARK,
1991; SCHIRALDI e DE ROSA, 2002).
Em geral, os microrganismos que crescem em condições extremas são associados ao domínio
Archaea, contudo existem relatos recentes na literatura de microrganismos produzindo, por
exemplo, enzimas que atuam em pH extremos e que não fazem parte de tal domínio (ITO, 1997;
1998; WHEELEr et al., 1991), o que pelos resultados iniciais obtidos neste trabalho parece ser o
caso também do isolado J. Esse se mostrou capaz de crescer em diferentes pH, variando de
extremos ácidos a alcalinos o que não tem sido verificado com freqüência na literatura científica
para fungos. Esta é uma característica importante quando se considera a possibilidade de seu uso,
ou de seus produtos em indústrias, uma vez que aumenta o espectro de aplicações em diferentes
processos.
A temperatura ideal de cultivo para este microrganismo, 40°C, está na faixa encontrada para vários
fungos que já vêm sendo apontados como candidatos em potencial como fonte para a produção de
enzimas hidrolíticas (XIMENES et al., 1994). A capacidade do isolado J de crescer relativamente
bem em temperaturas diferentes da encontrada como ideal, é uma característica adicional que indica
o potencial do mesmo para uso industrial.
Este isolado hidrolisou diferentes substratos nos pH testados, indicando que o mesmo é capaz de
produzir enzimas hidrolíticas como proteases (degradação da caseína), celulases (degradação da
celulose), lípases (degradação de ácido palmítico, margarina e provavelmente N-hexadecano). Isto
indica que este isolado pode ser provavelmente aproveitado de forma eficiente em termos de uso
industrial, assim como em processos de biorremediação. Seu Processo de Identificação está em
andamento na Universidade Estadual de Londrina.
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
1. Azevedo, João Lúcio. Genética de Microrganismos. Goiânia: Editora da UFG, 1998. 490p.
2. Bhat, M.K. 2000. Cellulases and related enzymes in biotechnology. Biotechnology advances. 355-
383.

9. 9
3. Casali, A. K., Staats, C. C., Schrank, A. e Vainstein, M.H. Cryptococcus neoformans. Aspectos
moleculares e epidemiológicos. Biotecnologia Ciência e Desenvolvimento-nº20. 34-37, maio/junho
2001.
4. Chaves, V. H. Características Fisiológicas de um fungo termófilos isolado de compostagem e
propriedade de seu complexo. Tese de Mestrado. Universidade Federal de Viçosa. 1982.
5. Ding, S. Y., E. A. Bayer, D. Steiner, Y. Shoham and R. Lamed. A novel cellulosomal scaffoldin
from Acetivibio cellulolyticus that contains a family 9 glycosyl hidrolase. J. Bacteriol, 1999. 6720-
6729.
6. Ferreira A. C., Nobre M. F., Moore E., Rainey F. A., Battista J. R., da Costa M. S. 1999.
Caracterization and radiation resistance of new isolates of Rubobacter Xylanophilus. Extremophiles.
3:325-238.
7. Felix, C. R. and Ljungdahl, L. G. the cellulosome: The exocellular organelle in clostridium. Annu.
Rev. Microbiol, 1993. 791-819.
8. Filho, E. X. F. Hemicellulases and biotechnology. Research signpost. Trivarium, India, 1998.
9. Filho, E.X.F. The xylan- degrading enzyme system. Brazilian J. Med> Biol> Res. 27, 1994. 1093-
1109.
10. Gomes, Claudio, Lemos, Rita e Teixeira Miguel. A vida em ambiente inóspitos. Instituto de
Tecnologia Química e Biológica. Universidade Nova de Lisboa, 2001. Disponível em:
<http//www.itqb.unl.pt/~extremofilos/page2.htm. Acesso: 20/04/2003.
11. Highley, Terry L. and Dashek, William V. Biotechnology in the study of Brown and White-Rot
Decay. In. Florest Products Biotechnology. Great Britain. Editora Taulor & Francis Ltd, 1998. 15-
36p.
12. Ito, Susumu, Kobayashi, T., Ara, K., Ozaki, K., Kawai, S., Hatada, Y. Ae detergent enzymes from
alkaliphiles: enzymatic Properties, genetics, and structures. Extremophiles, 1998. 185-190p.
13. Ito, Susumu. Alkaline cellulases from alkaliphilic Bacillus: Enzimatic properties, genetics, and
application to detergents. Extremophiles, 1997. 61-66p.
14. Koneman, Elmer W.; Allen, Stephen D. e Janda et al. Diagnóstico Microbiológico. Rio de Janeiro:
Editora Médica e Científica Ltda, 2001. 1465p.
15. Leninger, A. l. Principios de Bioquímica. 4ª ed. São Paulo: Sarvier, 2006. 247-252p.
16. Ljungdahl, L. G., D. L. Blum, H. Z. Chen, Y. He, I. Kataeva, X. –L. Li, E. A. Ximenes. 1999. The
cellulase/hemicellulose system of the anaerobic fungus Orpinomyces andaspect of futher
cellulasereserach. In: Genetics, Biochemistry and Ecology of cellulose degradation, Ohmyia, K., K.
Sakka, Y. Kobayashi, S. Sarita, andT. Kimiura (eds), Mie Bioforum 98, Uni Plubishers Co., Ltda,
Tokyo, Japan, pp 495-506.
17. Lopes, S. B. Carvalho. Bio. São Paulo: Editora Saraiva, 1997, V.1, 26-45p.
18. LUDLOW J. M.; Clark, D.S. Engineering considerations for the application of extremophiles in
biotechnology. Critical Reviews in Biotechnology, 10 (4): 321-45, 1991.
19. Manfio, G. Paulo e Lemos, M. de Farias. Microrganismos e Aplicações Industriais:
Biodiversidade: Perspectivas e oportunidades Tecnológicas. Disponível em
<htpp://www.bdt.fat.org.br/ publicações/padct/bio/cap9/4/Gilson.html>: Acesso em 12.02.2003.
20. Melo, I. S. e Azevedo, J. L.. Ecologia Microbiana. Jaguariúna, SP: Embrapa – CNPMA, 1998.
488p.
21. Miller, G. L. 1959. Use of dinitrosalicylic acid reagent for determination of reducing sugars. Anal.
Biochem. 31: 426-428.
22. Mountfort, Douglas O. The rumen anaerobic fungi. FEMS Microbiology Reviews, New Zealand,
1987. 401-408p.

10. 10
23. ORPIN, C.G. Studies on the rumen flagellate Neocallimastix frontalis. J. Gen. Microbiol., v. 91, p.
249-262, 1975.
24. Pelczar, M.; Reid., Chan, E. C. S. Microbiologia. São Paulo: McGraw-Hill do Brasil,
25. 1981, V.1, 556p.
26. Primack, Richard b. e Rodrigues Efraim. Biologia da Conservação. Londrina: Editora Midiograf,
2001. 328p.
27. Ruergger, Marcelo José Silveira. Atividade enzimática e produção de ácido γ -Linolênico por fungos
filamentosos isolados do solo, da estação ecológica de Juréia – Itatins, SP. São Paulo, 2001. Tese.
Doutorado – Universidade Paulista – Instituto de Biociências do campus de Rio Claro.
28. Santos H., Lamosa, P. e Costa, M. S. da. Extremófilos: Microrganismos à prova de agressões
ambientais extremas. Boletim de Biotecnologia. Disponível em
<http://dequim.ist.utl.pt/bbio/69/pdf/extremofilos.pdf .Acesso em 14/04/2003.
29. SCHIRALDI C., DE ROSA, M. The production of biocatalysts and biomolecules from
extremophiles. Trends in Biotechnology, 20 (12): 515-521, 2002.
30. SIGOILLOT, c. Lomascolo A., et al. Lignocellulolytic and hemicellulolytic system of Pycnoporus
cinnabarinus: isolation and characterization of a cellobiose dehydrogenase and a new xylanase.
Enzime and Microbial Technology, France, 7 agosto 2002. 876-883 pp.
31. Silva, Célia Maria M.S., Roque, M.R. de A. e Melo, Itamar Soares de. Microbiologia Ambiental:
Manual de Laboratório. Jaguariúna, SP: Embrapa Meio Ambiente, 2000. 98p.
32. Smith, C. J. Carbohydrate Chemistry (The Cell Wall). In: Plant Biochemistry and Molecular
Biology, P.J. Lea and R.C. Leggoad (Eds). New York, 1993. 103p.
33. Stryer, L. Bioquímica. Rio de Janeiro: Editora Guanabara koogan S.A., 1992. 282-283p.
34. Teixeira, M. L. & Soares, A. R. Avaliação da qualidade de celulose de diferentes procedências de
Eucalyptus Grandis hill ex maiden. O Papel, 1992. 40-44.
35. Wheeler K. A., Hurdman B.F. and Pitt, J.I. Influence of pH on the growth of some toxigenic species
of Aspergillus, Penicillium and Fusarium. Int. J. Food Microbiol. 12 (2-3): 141-149, 1991.
36. West, C.A., Elzanowski, A., L-S, Y. & Barker, W.C. (1989). Homologues o catalytic domains of
Cellulomonas glucanases found in fungal and bacillus glycosidases. FEMS microbiology Letters. 59:
167-172.
37. Woese C. R., kandler O., Wheelis M. L. 1990. Towards a naturalsystem of organisms. Proposal for
the domains Archaea, Bacteria, and Eucarya. Proc Natl Acad Sci USA 87:4576-4579.
38. Ximenes, E. A. Cloning and sequencing of cDNAs encoling one β-glucosidase, three cellulases and
one mannanase of the fungus Opinomyces sp. Strain PC-2, and over-expression of the β-glucosidase
and Mannasa in Saccharomyces cerevisidae. Brasilia-DF 1999. 29-33p. Tese Doutorado:
Universidade de Brasília.
39. Ximenes, E. A., Ulhoa, C. J., and Felix, C. R. 1994. Production of Cellulases by Aspergillus
fumigatus. Fresenius and characterization of One β-Glucosidase. Current Microbiology 32: 119-123.
40. Ximenes, F. de A. Caracterização de uma xilanase produzida pelo fungo Acrophialophora naininana
e sua possível aplicação na indústria de celulose e papel. Brasília, 2000. 45p. monografia.
Universidade de Brasília. Faculdade de Tecnologia.
41. Ximenes, E. A., Felix, C. R., Ulhoa, C. J.Prodution of cellulases by Aspergillus fumigatus and
characterization of One β – glucosidase Microbiology. New York, 1996.