Diagnóstico de fitonematóides através de eletroforese de isoenzimas

3
REGINA MARIA DECHECHI GOMES CARNEIRO
JESSICA DA MATA DOS SANTOS MONTEIRO
UIARA CAVALCANTE SILVA
GUILLERMO GOMES
Os nematoides das galhas (NG), Meloido-
gyne spp., constituem o gênero de nematoides
mais agressivo, prejudicial e economicamente
importante, pois infecta todos os tipos de cul-
turas: hortaliças, fruteiras, soja, café, algodão,
feijão, entre outras. Atualmente, mais de 100
espécies do gênero Meloidogyne foram descri-
tas (HUNT e HADOO, 2009), das quais M. in-
cognita, M. javanica, M. arenaria e M. hapla
podem representar até 95% do NG em solos
cultivados, dependendo da cultura. Esse gru-
po de nematoides apresenta alta diversidade
genética, seja pelo grande número de espécies
descritas ou pela diversidade citogenética en-
tre as espécies (números de cromossomos va-
riáveis com aneuploidia e poliploidia) e modo
de reprodução, variando de anfimixia a par-
tenogênese mitótica e meiótica, hibridação
interespecífica, ampla gama de hospedeiros
ou parasitismo especializado e existência de
espécies crípticas (TRIANTAPHYLLOU, 1985;
RANDIG et al., 2002; POWERS, 2004; BLOK,
2005; BLOK e POWERS, 2009; CASTAGNONE-
-SERENO et al., 2011; 2013). Em geral, esse
alto nível de diversidade contribui para uma
relação extremamente complexa com os hos-
pedeiros que leva a um parasitismo altamente
bem sucedido. Por exemplo, as três principais
espécies de Meloidogyne, (M. incognita, M. ja-
vanica e M. arenaria) são altamente polífagas,
infectando mais de 3.000 espécies de plantas
(TRUDGILL e BLOK, 2001).
A retirada da maioria dos nematicidas quí-
micos do mercado é consequência direta da alta
toxicidade e efeitos colaterais ao meio ambien-
te e à saúde humana. Métodos alternativos de
controle de fitonematoides, em um sistema de
cultivo sustentável, incluem o uso de cultiva-
res resistentes, rotação de culturas e o controle
biológico (NYCZEPIR e TAHOMAS, 2009). Nes-
se caso, a identificação rápida e precisa desses
nematoides a nível de espécie é essencial não
só para o sucesso na escolha de uma estratégia
de manejo adequada, mas também para evitar a
disseminação de espécies exóticas de patógenos
quarentenários (POWERS, 2004; BLOK, 2005;
SKANTAR e CARTA 2005; BLOK e POWERS,
2009; CASTAGNONE-SERENO et al., 2011). No
entanto, devido ao grande número de espécies
existentes no gênero Meloidogyne, com carac-
teres morfológicos variáveis dentro da mesma
espécie e entre as espécies, a identificação usan-
do apenas morfologia clássica é extremamente
difícil e passível de muitos erros, mesmo para
taxonomistas especializados no gênero Meloi-
dogyne (CARNEIRO et al., 2000, 2004b, 2008a;
CASTAGNONE-SERENO et al., 2011).

DIAGNOSE DE FITONEMATOIDES
C.M.G. OLIVEIRA – M.A. DOS SANTOS – L.H.S. CASTRO
48
O diagnóstico tradicional se baseia na carac-
terização dos padrões perineais de fêmeas adul-
tas e é ainda usado por muitos laboratórios no
Brasil. No entanto, trata-se de um caráter mor-
fológico subjetivo, que permite a identificação
de espécies cujos padrões são característicos,
como é o caso de M. javanica e M. hapla. En-
tretanto, para algumas outras espécies do NG,
por exemplo, M. paranaensis, M. incognita, M.
inornata e M. enterolobii, cujas perineais são
muito semelhantes, os erros na identificação
dessas espécies são muito frequentes (CARNEI-
RO et al., 2000; TIGANO et al., 2010). Outros ca-
racteres morfológicos como região anterior dos
machos, estiletes, que muitas vezes são de difícil
observação e requerem o uso do Microscópio
Eletrônico de Varredura, não são práticos para
uso em diagnose de rotina.
O uso de ferramentas bioquímicas e mo-
leculares, tais como perfis de esterase e mar-
cadores baseados no DNA, permitiram a
identificação correta de várias espécies e com-
provaram a confiabilidade dessas técnicas (re-
visto por POWERS, 2004; BLOK, 2005; BLOK
e POWERS, 2009; PERRY et al., 2007; OLIVEI-
RA et al., 2011; CASTAGNONE-SERENO et al.,
2011; 2013).
Os padrões de esterase têm sido utilizados
para diagnosticar as espécies de Meloidogyne, a
partirdeumagrandequantidadedeamostrasque
foram caracterizados como espécie-específicos,
para a grande maioria das espécies estudadas a ní-
vel mundial pelo International Meloidogyne Pro-
ject (IMP) (ESBENSHADE e TRYANTAPHYLLOU,
1985a) ou no Brasil (CARNEIRO et al., 1996b,
2000). Embora restritas ainda a poucas espécies,
as ferramentas moleculares são excelentes méto-
dos de diagnóstico para Meloidogyne spp., uma
vez que são independentes da variação fenotípi-
ca das esterases, às vezes, de interpretação mais
complexa. Os marcadores moleculares permitem
a identificação simples, precisa e rápida (BLOK
e POWERS, 2009; CASTAGNONE-SERENO et
al., 2011; 2013), embora não permitam a detec-
ção de espécies novas ou crípticas, relativamente
frequentes no gênero Meloidogyne, o que é facil-
mente caracterizado pelas esterases.
Este capítulo analisa, sobretudo, os méto-
dos bioquímicos atualmente utilizados para
diagnóstico de rotina na identificação das es-
pécies de Meloidogyne, incluindo os perfis de
todas as espécies detectadas até hoje no Brasil,
assim como os primers específicos PCR-SCAR
para identificação dessas espécies.
,GHQWL¿FDomRFRPEDVHHPPpWRGRVELRTXtPLFRV
Embora técnicas mais avançadas de identi-
ficação de Meloidogyne spp. tenham sido apri-
moradas ao longo do tempo, o carácter morfo-
lógico mais frequentemente usado em vários
laboratórios no Brasil, para a identificação das
espécies de Meloidogyne é a morfologia dos
padrões do períneo das fêmeas, que está loca-
lizado na região posterior do corpo de fêmeas
adultas. Embora a preparação dos padrões peri-
neais para observação e identificação tenha sido
relatada por diferentes autores (EISENBACK e
TRIANTAPHYLLOU, 1991) não se recomenda
mais o uso para identificação de rotina, devido
ao grande número de identificações errôneas
que vêm sendo realizadas nos últimos 20 anos
no Brasil. Como um exemplo prático, pode-se
destacar o padrão perineal de M. incognita que
é conhecido por ocorrer em um certo número
de espécies (Tabela 1), algumas das quais: M.
paranaensis, M. inornata, M. enterolobii, que
foram identificadas erroneamente como M. in-
cognita. Usando a eletroforese das isoenzimas,
sobretudo as esterases, foi possível identificar
essas espécies anteriormente consideradas atí-
picas. No entanto, essa técnica é limitada ao es-
tádio de fêmea adulta (CARNEIRO e COFCEWI-
CZ, 2008), por ser o único que pode ser usado
com espécimes individualizados.

49
3 – GÊMERP MELOIDOGYNE: DIAGNOSE ATRAVÉS DE ELETROFORESE DE ISOENZIMAS E MARCADORES SCAR
REGINA MARIA D. GOMES CARNEIRO – JESSICA DA MATA DOS S. MONTEIRO – UIARA C. SILVA – GUILLERMO GOMES
7DEHOD5HODomRGHHVSpFLHVGHWHFWDGDVQR%UDVLOLQFRUUHWDPHQWHLGHQWL¿FDGDVSHORSDGUmR
GDUHJLmRSHULQHDOHSRVWHULRUPHQWHLGHQWL¿FDGDVSHODLVRHQ]LPDHVWHUDVH (VW )LJXUD

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Por muitos anos, o padrão perineal e vá-
rios outros caracteres morfométricos e mor-
fológicos das fêmeas, machos e J2 foram utili-
zados como critérios únicos na determinação
de muitas espécies (EISENBACK e TRIANTA-
PHYLLOU, 1991). Com o aumento do número
de espécies descritas, no entanto, o valor de
muitos desses critérios tornou-se de difícil uso
prático, mostrando muitas vezes uma grande
variação intraespecífica e interespecífica. De
uma maneira geral, atualmente, os métodos
morfológicos devem ser usados, sobretudo,
por taxonomistas especializados no gênero
Meloidogyne, com auxilio obrigatório da ca-
racterização enzimática e molecular (EISEN-
BACK e HUNT, 2009). Mesmo assim, algumas
espécies foram descritas duas vezes por auto-
res da mesma equipe, como é o caso de M. en-
terolobii e M. mayaguensis que foram sinoni-
mizadas recentemente (KARSSEN et al. 2012,
HUNT e HANDOO, 2009).
Vários sistemas enzimáticos foram utiliza-
dos com o intuito de selecionar o mais adap-
tado à identificação de espécies. No entanto,
somente as esterases (Est) provaram ser as
enzimas mais úteis em discriminar as espécies
de Meloidogyne (JANATI et al., 1982); outras,
como as malato-desidrogenases (Mdh) tam-
bém puderam auxiliar na identificação de pou-
cas espécies que apresentam esterases seme-
lhantes, como é o caso de M. naasi e M. exigua
(ESBENSHADE e TRIANTAPHYLLOU, 1990).
O primeiro estudo conclusivo da identifica-
ção de espécies de Meloidogyne, utilizando fê-
meas individualizadas, através das esterases foi
realizado por Janati et al. (1982), que estuda-
ram 86 populações, tendo identificado 75 a ní-
vel específico. As demais 11 populações foram
caracterizadas e descritas posteriormente, em
estudos utilizando taxonomia clássica, como é
o caso de M. paranaensis (fenótipo 19), que
aparece nesse trabalho e foi descrita 14 anos
após (CARNEIRO et al., 1996a). Posteriormen-
te, Esbenshade e Triantaphyllou (1985a), já em
colaboração com o IMP, estudaram cerca de
300 populações provenientes de 65 países e
vários continentes e relataram os padrões de
esterase de várias espécies de Meloidogyne,
sendo os fenótipos mais comuns A2 e A3 (M.
arenaria), H1 (M. hapla), I1 (M. incognita) e
J3 (M. javanica). Várias espécies crípticas fo-
ram caracterizadas nesse trabalho e posterior-
mente descritas, como é o caso de M. luci (Est
M3=L3), descrita recentemente por Carneiro et
al. (2014). Fargette (1987) identificou algumas
espécies da África, caracterizando pela primei-
ra vez M. enterolobii no continente Africano.
Carneiro et al. (1996b e 2000) encontraram 18

50
fenótipos de esterase em mais de 100 popula-
ções de Meloidogyne spp. do Brasil e outros
países das Américas, caracterizando três espé-
cies crípticas no Brasil, posteriormente identi-
ficadas como M. ethiopica (CARNEIRO et al.,
2003 e 2004a), M. inornata (CARNEIRO et al.
2008a) e M. luci (CARNEIRO et al., 2014). Den-
tre esses 18 fenótipos estudados, destaca-se
também M. enterolobii (=M. mayaguensis),
detectado, logo a seguir, no Brasil, diziman-
do goiabeiras em Petrolina (CARNEIRO et al.,
2001). A partir dos anos 90, as isoenzimas pas-
saram a ser mais amplamente utilizadas, em
estudos de prospecção de Meloidogyne spp.,
em diferentes culturas e diferentes regiões no
Brasil e do mundo (ESBENSHADE e TRIAN-
TAPHYLLOU, 1990). Diagramas esquemáticos
ou fotos de padrões isoenzimáticos de várias
espécies foram publicados (BERGE e DALMAS-
SO, 1975; DALMASSO e BERG, 1978; FARGET-
TE, 1987; JANATI et al., 1982; ESBENSHADE e
TRIANTAPHYLLOU DE 1985 a; 1990; CARNEI-
RO et al, 1996b, 2000, 2004b; HERNANDEZ et
al., 2004; MOLINARI et al., 2005; COFCEWICZ
et al., 2004, 2005; CASTRO et al., 2003; MUNIZ
et al., 2008; CARNEIRO e COFCEWICZ, 2008;
SANTOS et al., 2012; SILVA et al., 2014) e pas-
saram a fornecer referências importantes para
identificação das espécies de Meloidogyne spp.
e de variantes dentro da mesma espécie, o que
será abordado posteriormente.
Embora recentemente tenha sido feita
uma revisão sobre o uso de enzimas na iden-
tificação de espécies de Meloidogyne, nenhum
diagrama esquemático foi fornecido (BLOK e
POWERS, 2009), ficando o capítulo confuso e
inviabilizando o uso prático dos fenótipos de
esterase referidos nesse livro. No diagrama
fornecido neste capítulo (Figura 1), os fenó-
tipos enzimáticos foram designados usando
a primeira letra como o nome da espécie e o
número de bandas da referida espécie (Exem-
plo: M. javanica, Est J3). As espécies com as
mesmas iniciais e número de bandas foram
diferenciadas por letras minúsculas (Exemplo:
M. enterolobii, Est En2, M. hispanica, Est Hi3)
(ESBENSHADE e TRIANTAPHYLLOU, 1985,
1990; CARNEIRO et al., 1996, 2000). Padrões
enzimáticos são geralmente comparados com
um padrão conhecido, ou seja, o de M. javani-
ca (Est J3), que é incluído nos géis eletroforese
para determinar as distâncias de migração re-
lativas (DALMASSO e BERGE, 1978).
A miniaturização e automação dos siste-
mas de eletroforese, com géis de poliacrila-
mida pré-moldados, foram usados no passado
(PhastSytem, Pharmacia Ltd, Uppsala, Suécia)
na fenotipagem de isoenzimas. Essa técnica
foi amplamente utilizada por alguns autores
(ESBENSHADE e TRIANTAPHYLLOU, 1990;
KARSSEN et al., 1995; CHEN et al., 1998; MO-
LINARI, 2001), embora não tenha sido am-
plamente utilizada no Brasil, devido ao preço
dos mini-géis e alto custo de manutenção do
aparelho. Metodologias de eletroforese clássi-
cas que utilizam sistemas horizontal e vertical
também foram descritas em detalhes por Car-
neiro e Almeida (2001) e Esbenshade e Trian-
taphyllou (1985b), respectivamente. Fora o
custo do equipamento inicial, os suprimentos
em reagentes necessários são relativamente ba-
ratos e as esterases podem ser utilizadas para
levantamentos a nível de campo de Meloido-
gyne spp., como técnica de rotina e assegurar
a identificação correta das espécies, de forma
segura. A relativa estabilidade dos fenótipos
isoenzimáticos dentro das espécies de Meloi-
dogyne (DE WAELE e ELSEN, 2007) torna o
sistema atraente e seguro, embora existam al-
gumas complicações, ou seja, a ocorrência de
variantes intraespecíficas, como é o caso de M.
incognita (fenótipos Est: I1, I2, S2, SANTOS et
al., 2012), M. javanica (fenótipos Est: J2a e J2b,
COFCEWICZ et al., 2004), M. arenaria (fenóti-
pos Est: A2 e A1, CARNEIRO et al., 2008b), M.
exigua (fenótipos Est: E1, E2 e E3, MUNIZ et
al., 2008) e M. paranaensis (fenótipos Est: P1
e P2, CARNEIRO et al., 2004b). Casos raros na
resolução do mesmo fenótipo de esterase para
duas espécies diferentes, por exemplo, as este-
rases de M. exigua e M. naasi, exigem a utiliza-
ção de mais de um sistema enzimático (Mdh)

51
para confirmar a identidade dessas espécies
(ESBENSHADE e TRIANTAPHYLLOU, 1990).
A intensidade de concentração das esterases
também pode exigir a utilização de várias fê-
meas, como é o caso de M. exigua (CARNEIRO
et al., 2000, MUNIZ et al., 2008).
)LJXUD)HQyWLSRVGHHVWHUDVH (VW GHSRSXODo}HVEUDVLOHLUDVGH3 4 5 6 7 8 6 9 : ; 4 VSS5P UD]mRGHPLJUDomRHP
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A B C D E F
5HJLQD0'*DUQHLUR
Em estudos sobre a biodiversidade de Meloi-
dogyne spp., a identificação através das esterases
é uma das principais etapas iniciais, pois per-
mite a identificação das espécies e detecção de
misturas e purificação de populações de acordo
com Carneiro e Almeida (2001). As fêmeas e as
massas de ovos recuperadas depois de permiti-
rem a identificação com as fêmeas, possibilitam
também a multiplicação de amostras purificadas
com as massas de ovos provenientes do campo,
sobre um hospedeiro susceptível, geralmente, o
tomateiro Solanum lycopersicum L.
,GHQWL¿FDomRGHHVSpFLHVFRPEDVHQRVPDUFDGRUHV6$5
Alguns primers utilizados para o diagnós-
tico do NG, usando PCR convencional, foram
concebidos com base em marcadores SCAR (Se-
quence Characterized Amplified Region) (Tabe-
la 2). Em particular, marcadores SCAR têm sido
usados com sucesso para diagnosticar algumas

52
das principais espécies de Meloidogyne, asso-
ciadas a culturas tropicais importantes como
café, algodão, goiaba, soja, hortaliças, fruteiras,
entre outras, incluindo M. arenaria (ZIJLSTRA
et al., 2000; DONG et al., 2001b), M. incogni-
ta (ZIJLSTRA et al., 2000; DONG et al., 2001b;
RANDIG et al., 2002a; MENG et al., 2004), M.
paranaensis, M. exigua (RANDIG et al., 2002a),
M. enterolobii (TIGANO et al., 2010), M. ethio-
pica (CORREA et al., 2014) (Tabela 2). Esses pri-
mers foram validados em vários estudos com
diferentes populações, usando o DNA de um
único juvenil (J2), ou em reações de PCR mul-
tiplex, contendo misturas de espécies, e torna-
ram-se um excelente kit diagnóstico para certas
culturas associada Meloidogyne spp. (RANDIG
et al., 2002;. CARNEIRO et al., 2005b ;. CORREA
et al., 2013, 2014). Um exemplo interessante é
o kit diagnóstico SCAR/café (Figura 2), que foi
desenvolvido para várias espécies de Meloido-
gyne do cafeeiro, e que vem sendo utizado no
Brasil e na América Central para identificação
das principais espécies (CARNEIRO et al., 2005
b; LOPEZ-LIMA et al., 2015).
)LJXUD([HPSORVGHDPSOL¿FDo}HV6$535SDUDG H I J K L J M N O H VSSSDUDVLWDVGRFDIHHLURQDV$PpULFDV5HD
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54
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No século 18, o governo Imperial do Brasil,
alertado pelas sucessivas colheitas insatisfató-
rias de café, convidou o naturalista suíço Emí-
lio Augusto Göldi para estudar o problema da
moléstia do cafeeiro na província do Rio de Ja-
neiro. Os trabalhos foram realizados dez anos
após o estudo etiológico preliminar feito pelo
francês C. Jobert, sob o título “Sur une mala-
die du caféier au Brésil”. Sob o ponto de vista
nematológico, o trabalho de Göldi tornou-se
uma referência taxonômica obrigatória em es-
tudos com o nematoide das galhas das raízes,
isso por ter sido criado o gênero Meloidogyne
e ter sido descrita a espécie tipo do gênero, M.
exigua. Essa espécie causa galhas típicas no
sistema radicular, tanto no cafeeiro como no
tomateiro (CAMPOS e VILLAIN, 2005).
Meloidogyne exigua pode ser distingui-
do de algumas espécies do gênero pelo fenó-
tipo da enzima esterase (Est E1, Rm 1,6, Mdh
N1, Rm:1,0) (Figura 1). Quatro variantes de M.
exigua foram descritas por Muniz et al. (2008),
mas, em todos, a banda principal E1 está pre-
sente. A alta variabilidade genética dessa espé-
cie também foi relatada por esses autores, que
atribuem à partenogênese meiótica (n=18 cro-
mossomos) essa característica. Dentre as popu-
lações com alta variabilidade genética, desta-
cou-se a população que parasita exclusivamente
a seringueira (raça 3), que foi a mais divergente
geneticamente nos estudos realizados, apre-
sentando algumas características morfológicas
diferentes da população padrão (MUNIZ et al.,
2009a). Outras duas raças foram detectadas
nesse estudo: raça 1 parasitando o café e raça
2, parasitando o café e o tomateiro (MUNIZ et
al., 2008). Uma outra população proveniente de
Bom Jesus de Itabapoana (RJ) mereceu desta-
que em um outro trabalho, devido à virulência
da população ao genótipo de cafeeiro IAPAR 59,
portador do gene M. ex1 (MUNIZ et al., 2009b).
Os marcadores SCAR se mostraram altamente
eficientes na identificação das diferentes po-
pulações de M. exigua (fragmento de 562 pb)
(RANDIG et al., 2002, MUNIZ et al., 2008), sen-
do hoje o método de rotina mais interessante
para caracterizar essa espécie (Tabela 2), consi-
derando a dificuldade do uso da esterase para
a identificação, devido ao tamanho reduzido
das fêmeas e baixa concentração dessa enzima
(CARNEIRO et al., 2000; MUNIZ et al., 2008).
A região perineal também pode ser utilizada
(EISENBACK e TRIANTAPHYLLOU, 1991) e é
característica dessas espécies, embora, haja di-
ficuldade na sua utilização quando ocorrem es-
pécies mistas (CARNEIRO et al., 2005b): como é
o caso da ocorrência simultânea de M. incogni-
ta, M. paranaensis e M. exigua.
É considerada uma das espécies mais impor-
tantes de Meloidogyne devido à sua ampla dis-
tribuição mundial. No Brasil, em alguns levan-
tamentos realizados, a espécie foi considerada
como de ocorrência pouco frequente (CARNEI-
RO et al., 1996, 2000; COFCEWICZ et al., 2004;
CASTRO et al., 2003; CARNEIRO et al., 2008c;
SILVA et al., 2014) e o fenótipo de esterase pre-
dominante foi A2 (Rm 1,2, 1,30) (Figura 1). Essa
espécie é comumente encontrada em regiões
mais quentes e ocorre raramente em áreas
onde as temperaturas médias mensais são mui-
to baixas (EISENBACK e TRIANTAPHYLLOU,
1991). M. arenaria se reproduz por parteno-
gênese mitótica, sendo a forma mais comum
3n=50-56 cromossomos (TRIANTAPHYLLOU,
1985). É a espécie com maior variabilidade mor-
fológica, isoenzimática e citológica (EISENBA-

55
CK e TRIANTAPHYLLOU, 1991). Carneiro et al.
(2008b), estudando em detalhes várias popula-
ções de M. arenaria de diferentes fenótipos de
enzima (esterase e malatodesidrogenase: A2N1,
A3N1, A1N1, A2N3), concluíram por meio de
parâmetros morfológicos, morfométricos, cito-
lógicos e moleculares, que M. arenaria é uma
‘espécie enxame’, que abriga mais de uma espé-
cie dentro do grupo. Nesse trabalho, os autores
separaram do ‘grupo arenaria’, os fenótipos
A3N1 que apresentaram todas as característi-
cas de M. morocciensis e se agruparam com a
população tipo da espécie. Outro aspecto im-
portante foi a alta variabilidade entre as popu-
lações das duas raças de M. arenaria (raça 1 e
2). A raça 1 que infecta o amendoim (Arachis
hypogaea L), que nunca foi detectada no Brasil,
foi muito próxima à população tipo redescrita
por Eisenback e Triantaphyllou (1991) e mui-
to diferente de algumas populações da raça 2,
estudadas por Carneiro et al. (2008b). Não se
recomenda a utilização da região perineal para
a identificação de M. arenaria, devido à con-
fusão com outras espécies (Tabela 1). Alguns
trabalhos mostraram a alta variabilidade de M.
arenaria (CARNEIRO et al., 2008b; COFCEWI-
CZ et al., 2005) confirmando a necessidade de
mais estudos sobre essa ‘espécie enxame’.
KDUFKDUH(LVHQEDFN
A espécie foi descrita a partir de popula-
ções brasileiras provenientes de Londrina (PR)
e Brasília (DF), nas culturas de tomate e er-
vilha, respectivamente. Todas as detecções de
ocorrência foram feitas pelos autores da des-
crição, com base na morfologia. O padrão de
esterase de M. brasiliensis é idêntico ao de M.
ethiopica Est E3 (Rm: 0,9, 1,05, 1,20) (Figura
1) (CHARCHAR et al., 2009). Utilizando o mar-
cador SCAR, desenvolvido para M. ethiopica
por Correa et al., 2014, a população tipo da
espécie foi analisada e uma banda de 350 pa-
res de base (pb) (Tabela 2) foi observada para
ambas as espécies (MATTOS et al., 2014), ocor-
rendo coincidência nos padrões de esterase e
do marcador SCAR. Estudos adicionais compa-
rativos, incluindo morfologia, morfometria, se-
quenciamento e filogenia de diferentes regiões
do genoma são necessários para esclarecer a
posição taxonômica dessa espécie.
/RUGHOORH=DPLWK
Essa espécie foi encontrada parasitando
café no Paraná, São Paulo e Minas Gerais, mas
nunca foi encontrada em outros países (FER-
RAZ, 2008). Aparentemente, o café é a única
hospedeira de importância agrícola. É um pa-
rasito de plantas adultas de 10 anos de idade,
mas, galhas não foram observadas no sistema
radicular, somente severa desorganização dos
tecidos, causando rachaduras e descolamento
cortical (CAMPOS e VILLAIN, 2005). Por vários
anos essa espécie foi considerada muito impor-
tante para o café, desaparecendo quando essa
cultura foi erradicada em áreas com problema.
Atualmente, essa espécie é encontrada rara-
mente e não é de importância econômica para
a cafeicultura (FERRAZ, 2008). A identificação
dessa espécie é fácil devido ao formato alonga-
do das fêmeas e região perineal com configu-
ração bem característica. A espécie pode tam-
bém ser caracterizada pelo fenótipo de enzima
Est C2 (Rm: 0,5, 1,7) (Figura 1) (CARNEIRO e
COFCEWICZ, 2008).
DQJH(LVHQEDFN
Essas duas espécies demonstraram bem a
complexidade do gênero Meloidogyne. Dois
conceituados taxonomistas da mesma equi-
pe, Eisenback e Hirschmann, descreveram a
mesma espécie, num intervalo de cinco anos,
pois negligenciaram o perfil de enzima estera-

56
se como espécie–específico nas suas respecti-
vas descrições. Esse perfil (Est VS1-S1) já havia
sido descrito como o mesmo para essas duas
populações por Esbenshade e Triantaphylou
(1985a), diferindo apenas na enzima Mdh.
Karssen et al. (2012) estudaram novamente os
holótipos e parátipos de ambas as espécies e,
finalmente as sinonimizaram, embora já hou-
vesse evidências dessa coincidência taxonômi-
ca (HUNT HANDOO, 2009).
Essa espécie foi detectada no Brasil em
2001, dizimando as goiabeiras nos estados de
Pernambuco e Bahia, com base no fenótipo da
esterase En2 (=M2), com duas bandas principais
(Rm: 0,7, 0,9) e duas bandas mais fracas (Rm:
0,75, 0,95) (Figura 1) e algumas características
morfológicas (CARNEIRO et al., 2001). Depois
desse registro, várias detecções ocorreram em
diferentes estados brasileiros (SIQUEIRA et al.,
2009) e nos EUA (BRITO et al., 2004). Outros
estudos realizados mostraram essa espécie que-
brando a resistência de genes do tomateiro e
pimenteiras no Brasil (CARNEIRO et al., 2006).
Estudos moleculares mostraram baixa variabili-
dade intraespecífica entre as populações de M.
enterolobii e o primer SCAR (MK7F) de 600pb
foi desenvolvido para identificar essa espécie
(TIGANO et al., 2010) (Tabela 2), mostrando-
-se espécie-específico. A configuração da região
perineal é bastante variável (CARNEIRO et al.,
2001 e BRITO et al., 2004) e não é adequada
para a caracterização dessa espécie (Tabela 1).
Essa espécie foi detectada no Brasil pela pri-
meira vez como um perfil atípico por Carneiro
et al. (2000). No inicio pensou-se tratar de uma
espécie nova detectada na região da serra gaú-
cha (Município de Lagoa Vermelha, estado do
Rio Grande do Sul), em plantas de quivi (Actini-
da deliciosa) cv. Hayard provenientes do Chile
(Província de Curicó) (CARNEIRO et al., 2003).
Devido ao perfil de enzima atípico foi realizado
um estudo morfológico e morfométrico deta-
lhado sobre essa espécie críptica, caracterizan-
do a sua identidade taxônomica como M. ethio-
pica (CARNEIRO et al., 2003, 2004). O perfil
de enzima E3 (Rm: 0,9, 1,05, 1,20) mostrou-se
espécie–específico e um ótimo marcador para a
identificação da espécie. Em levantamento rea-
lizado no Chile foi confirmada a ampla distri-
buição dessa espécie em videiras e plantas de
quivi (CARNEIRO et al., 2007). Após a detecção
no Brasil e no Chile, ocorreram algumas detec-
ções na Europa, usando o perfil de enzima E3,
mas esse, infelizmente, não correspondeu ao
perfil que foi descrito para a espécie, como é
o caso da detecção na Grécia (CONCEIÇÃO et
al., 2012). Recentemente, um marcador SCAR
foi obtido por Correa et al. (2014) para M. ethio-
pica e uma banda de 350 pares de base (pb) foi
amplificada para várias populações dessa espé-
cie, provenientes do Brasil, Chile e Quênia. A
ocorrência dessa espécie no Brasil parece res-
trita, se compararmos ao que ocorre no Chile
(CARNEIRO et al., 2007). O padrão da região
perineal não é adequado para identificar essa
espécie (Tabela 1).
*ROGHQH%LUFK¿HOG
Essa espécie tem sido relatada como a es-
pécie mais prejudicial ao arroz em diferentes
partes do globo (BRIDGE et al., 2005). Os re-
gistros de ocorrência de meloidoginoses em ar-
roz no Brasil são esporádicos e nem sempre são
identificados a nível de espécie. Estudos feitos
por Ribeiro et al. (1984) relatam a ocorrência
de Meloidogyne sp. na cultura de arroz no Rio
Grande do Sul, indicando ser provavelmente M.
graminicola. Entretanto, a espécie deste pató-
geno foi relatada pela primeira vez no estado
somente em 1991 por Sperandio e Monteiro, no
município de Palmares do Sul. Posteriormente,
Sperandio e Amaral (1994) encontraram M. gra-
minicola em alguns municípios da zona sul do
estado do Rio Grande do Sul. Pelos relatos, há

57
indícios de que essa espécie se apresenta ampla-
mente distribuída no estado.
Meloidogyne graminicola foi ser detectada
no Brasil através do perfil de enzima VS1 = G1
(Rm= 0,75) (Figura 1) (CARNEIRO et al., 1996
e 2000). Esse perfil vem sendo atribuído a mais
de uma espécie de Meloidogyne do arroz (ES-
BENSHADE e TRIANTAPHYLLOU, 1985a). Mais
recentemente, foram feitos registros de três di-
ferentes fenótipos de esterase nos arrozais do
Rio Grande do Sul. Há suspeitas da ocorrên-
cia de outras espécies (GOMES et al., 2014).
Recentemente, um marcador SCAR de 640 pb
foi desenvolvido para M. graminicola (BELLA-
FIORE et al., 2015), diferenciando essa espécie
das demais. Entretanto, esse marcador amplifi-
cou mais de uma espécie de Meloidogyne do
arroz (R.M.D.G. Carneiro, inform. pessoal) e
portanto não foi incluído na Tabela 2. Essa es-
pécie apresenta padrão perineal não espécie-es-
pecífico, que pode ser confundido com outras
espécies do arroz, como é o caso de M. salasi
(LOPEZ, 1984) e M. oryzae (Mas, SANDERS e
DEDE, 1978).
Essa espécie ocorre em geral em regiões
mais frias e é mais comum entre as latitudes 34
°N e 43 °N. Em áreas subtropicais e tropicais,
usualmente ocorre em altitude (mais de 1000
metros). A configuração da região perineal pode
bem caracterizar a espécie, sobretudo através
das pontuações na região terminal da cauda
(EISENBACK e TRIANTAPHYLLOU, 1991). Os
fenótipos das enzimas esterase Est H1 (Rm =
1,10) (Fig. 1) e Mdh H1 também são espécie-es-
pecíficos (ESBENSHADE e TRIANTAPHYLLOU,
1985a). Existem três fragmentos relacionados
aos primers SCAR de 960, 610 e 1500 pb que
permitiram a identificação da espécie (Tabela
1), e que foram desenvolvidos, respectivamen-
te, por Williamson et al. (1997), Zilstra (2000)
e Dong et al. (2001a). No Brasil, a ocorrência,
através dos fenótipos enzimáticos, já foi registra-
da nos estados de Minas Gerais, São Paulo e Rio
Grande do Sul (CARNEIRO et al., 1996 e 2000)
e mais recentemente no Distrito Federal, ocor-
rendo a 1000 m de altitude (SILVA et al., 2014).
Quanto aos hospedeiros diferenciadores,
M. hapla se reproduziu em amendoim, pimen-
tão, fumo e tomate, mas não se reproduziu
em algodão e melancia. Essa espécie tem sido
relatada como um patógeno importante para
as culturas do morango, amendoim, batata,
cenoura, rosa, alface, aipo e outras culturas
de clima temperado (EISENBACK e TRIANTA-
PHYLLOU, 1991), entre elas, o quivi no Brasil
(CARNEIRO et al., 1996 e 2000).
Os nematoides das galhas de Sevilha, M. his-
panica, foi inicialmente estudado bioquimica-
mente por Dalmasso e Bergé (1978), que encon-
traram certos padrões de enzimas semelhantes
aos de M. incognita, com o qual nessa época foi
agrupado. Triantaphyllou (1985) descobriu que
essa mesma população diferia de M. incognita
no comportamento dos cromossomos durante a
oogênese. Mais tarde, Hirschmann (1986), com
base em pesquisas adicionais sobre a morfolo-
gia, citologia, modo de reprodução e bioquí-
mica revelou várias características incomuns,
peculiares a essa população que, em seguida,
foi descrita como uma nova espécie, infectando
o pêssego em Sevilha no sul da Espanha. Esse
nematoide parece ocorrer em vários continen-
tes (Europa, África, Ásia, Austrália, Américas
do Sul, Norte e Central) (LANDA et al., 2008).
No Brasil, o primeiro registro foi feito nas cul-
turas de abóbora e em cana-de-açúcar, nos es-
tados da Bahia e em Pernambuco (CARNEIRO
et al., 2004c). Nesse relato, a identificação de
M. hispanica foi feita com base no fenótipo de
esterase Hi3 (Rm: 0.8, 0,9, 1,0) (Figura 1) pri-
meiramente relatado por Esbenshade e Trianta-
phyllou (1985a) e alguns aspectos morfológicos

58
(CARNEIRO et al., 2004c). Populações portu-
guesas apresentaram uma banda suplementar e
o fenótipo foi descrito com Hi4 (MALEITA et al.,
2012). A diferenciação de M. hispanica como
espécie tem causado alguma controvérsia no
passado. Um bom exemplo do que foi encontra-
do na África do Sul, onde durante vários anos
a identidade do M. hispanica foi erroneamente
associada a M. arenaria (KLEYNHANS, 1993).
Estudos moleculares recentes permitiram dife-
renciar M. hispanica de outras espécies corre-
latas: M. incognita, M. javanica e M. arenaria
(LANDA et al., 2008; MALEITA et al., 2012). A
distribuição geográfica dessa espécie parece ser
restrita no Brasil, devido aos escassos relatos
ocorridos. Não existem primers SCAR para a
identificação de M. hispanica e a região perine-
al não é espécie-específica.

Meloidogyne incognita é considerada uma
das espécies mais importante de NGs devido
à ampla distribuição no mundo e importân-
cia econômica. Essa espécie é comumente en-
contrada em regiões quentes e restrita a casas
de vegetação em regiões de clima temperado
(KARSSEN e MOENS, 2006). De acordo com
os hospedeiros diferenciadores da Carolina
do Norte existem quatro raças fisiológicas
de M. incognita. Populações das quatro ra-
ças se reproduzem em plantas de pimentão,
melancia e tomateiro, mas variam na resposta
ao fumo e algodão. Embora seja considerada
uma espécie molecularmente pouco variá-
vel, existem três variantes isoenzimáticos no
Brasil (I1N1, I2N1, S2N1) e alguns variantes
morfológicos (SANTOS et al., 2012). Estudos
morfológicos detalhados de vários isolados
das quatro raças fisiológicas demonstraram
que as populações de M. incognita foram su-
ficientemente similares para serem considera-
das uma única unidade taxonômica (EISEN-
BACK e TRIANTAPHYLLOU, 1991, SANTOS et
al., 2012). Dois fenótipos de esterase nomea-
dos I1 (Rm:1.0) e I2 (Rm:1.05, 1,1) são os mais
frequentes e somente um fenótipo de malate-
-dehydrogenase N1 foi caracterizado em todas
as populações estudadas (CARNEIRO et al.,
2000, 2004b; CASTRO et al., 2003; COFCEWI-
CZ et al., 2004, 2005; SANTOS et al., 2012).
Em trabalhos mais recentes, um terceiro fe-
nótipo menos frequente (S2N1) foi observa-
do em algumas culturas: café, banana, soja e
figo (SANTOS et al., 2012). Citologicamente,
praticamente todas as populações estudadas
apresentaram 2n= 42-48 cromossomos. En-
tretanto algumas populações apresentaram
32-38 cromossomos (TRIANTAPHYLLOU,
1985) e foram caracterizadas como M. his-
panica (SANTOS et al., 2012). Neste estudo,
todos os isolados foram amplificados com os
três marcadores SCAR desenvolvidos para M.
incognita. Os pares de primers B06F/R (ZI-
LJSTRA et al., 2000), incK14F/R (RANDIG et
al., 2002a) e incK14F/R (MENG et al., 2004)
amplificaram três fragmentos espécie-especí-
ficos de 1.200 pb, 399 pb e 955 pb, respectiva-
mente. Os marcadores SCAR juntamente com
as isoenzimas são ferramentas extremamente
interessantes para diagnosticar a espécie M.
incognita. Embora os padrões da região pe-
rineal sejam bem característicos, algumas ou-
tras espécies apresentam padrões perineais
semelhantes (Tabela 1).
A descrição de M. inornata e algumas
revisões na taxonomia de Meloidogyne spp.
consideraram essa espécie como estreitamen-
te relacionada com M. incognita (LORDELLO,
1956; WHITEHEAD, 1968). Whitehead (1968)
observou ser necessário um estudo mais de-
talhado dessa espécie, o que podia ser ou não
um sinônimo de M. incognita, mas o mate-
rial não estava disponível para mais estudos.
Jepson (1987) e Eisenback e Triantaphyllou

59
(1991) sinonimizaram M. inornata com M.
incognita, com base em características mor-
fológicas, sobretudo, a configuração da re-
gião perineal. Em 1997, um nematoide de
galhas com fenótipo de esterase atípico (Est
Y3) (CARNEIRO et al., 2000) foi detectado em
Polymia sonchifolia Poep Endl (yacon), em
Capão Bonito, estado de São Paulo. O isola-
do Est Y3 apresentou padrões perineais se-
melhantes a M. incognita. No teste com hos-
pedeiros diferenciadores, essa população se
reproduziu em plantas de tomate cv. Rutgers,
fumo cv NC 95, pimenta cv. Califórnia Won-
der, melancia cv. Charleston Gray e nenhuma
reprodução ocorreu em algodoeiro cv. Delta-
pine e amendoim cv. Florunner (CARNEIRO
et al., 2008a). Estudo da diversidade genéti-
ca de populações brasileiras de Meloidogyne
spp., usando RAPD-PCR mostraram que essa
população Est Y3 se agrupou completamente
separada de M. incognita, agrupando-se com
M. ethiopica (Est Ki3) e M. luci (est L3) com
baixo ‘bootstrap’ (RANDIG et al., 2002).
Com base em características morfológicas,
biológicas, bioquímicas e comparação com a
descrição de M. inonata (LORDELLO, 1956) e
com outras espécies de Meloidogyne, o nema-
toide isolado de Capão Bonito foi redescrito,
caracterizado e identificado como M. inornata
e a espécie reavaliada (CARNEIRO et al., 2008
a). O fenótipo de enzima I3 (Rm: 0,8, 1,1, 1,25)
pode ser considerado espécie-específico (Figu-
ra 1) e uma maneira mais prática para identifi-
car a espécie. Não existe marcador SCAR para
identificar M. inornata e o padrão da região
perineal é igual a M. incognita (Tabela 1).
7UHXE KLWZRRG
É uma espécie de ampla distribuição mun-
dial e considerada a segunda mais comum. As-
sim como M. incognita, M. arenaria e M. ha-
pla, apresenta uma alta gama de hospedeiros.
A espécie é rara em regiões de clima frio e é
predominante em regiões com estações secas,
bem características, com menos de 5mm de
precipitação por mês durante três ou mais me-
ses (EISENBACK e TRIANTAPHYLLOU, 1991).
Esse é o caso da região do Cerrado no Distrito
Federal, que, em levantamento realizado em
plantas nativas, foram detectadas cinco espé-
cies, sendo a predominância de M. javanica
(75,76 %) (SILVA et al., 2014). Em outros levan-
tamentos realizados no Brasil, M. javanica foi
sempre a espécie de maior ocorrência, desde
que a cultura seja hospedeira dessa espécie,
como é o caso da soja (CASTRO et al., 2003) ou
bananeira (COFCEWICZ et al., 2004). O mes-
mo não ocorreu em levantamento realizado
em bananeira nas ilhas francesas da Martinica
e Guadaloupe, onde a espécie predominante
foi M. arenaria, seguida de M. incognita, não
sendo relatada a ocorrência de M. javanica
(COFCEWICZ et al., 2005).
Essa espécie pode ser facilmente identi-
ficada pela configuração da região perineal,
com dois campos laterais distintos, claramente
demarcados por estrias mais ou menos para-
lelas. A maior parte das populações apresen-
tou perfil de enzima Est J3 (Rm: 1,0, 1,25, 1,4)
e Mdh N1 (Rm: 1,0). Algumas populações no
Brasil apresentaram perfis J2 (Rm:1,0, 1,25) e
J2a (Rm: 1,0, 1,4), com ausência de uma das
bandas, presentes no perfil J3 (CASTRO et al.,
2003, COFCEWICZ et al., 2004). Às vezes, as
populações com esses perfis, ao serem rei-
noculados em tomateiro, recuperam a banda
perdida, outras vezes não, o perfil se mantém
estável ao longo do tempo.
Três marcadores SCAR foram desenvolvi-
dos para M. javanica: os pares de primers am-
plificaram fragmentos de 670 pb (ZILJSTRA et
al., 2000), 1650 (DONG et al., 2001b) e 517pb
(MENG et al., 2004). Os pares de primers de-
senvolvidos por Ziljstra et al. (2000) também
amplificaram os fenótipos J2 e J2a (R.M.D.G.
Carneiro, inform. pessoal). Pouca variabili-
dade intraespecífica foi observada nessa es-
pécie (COFCEWICZ et al., 2004), embora os

60
diferentes perfis de enzima não tenham sido
considerados nesse estudo. A configuração
da região perineal, a isoenzima esterase e os
marcadores SCAR são ferramentas extrema-
mente interessantes para diagnosticar a espé-
cie M. javanica.
(LVHQEDFN%HUQDUGH6FKPLWW
Essa espécie foi descrita a partir de uma po-
pulação proveniente do café (Coffea arabica L.)
na ilha de Kona, Havaí, EUA. De acordo com
a descrição da espécie, o padrão perineal é ca-
racterizado por uma mistura dos padrões de M.
arenaria e M. incognita. O perfil das bandas
de esterase relatado foi F1, semelhante a outras
populações do Brasil, Peru e Suriname, descri-
tas posteriormente como M. paranaensis (CAR-
NEIRO et al., 1996a, 1996b). Em 1999, Mario
Serracin (estudante de Doutorado da Universi-
dade do Havaí) enviou para o Brasil a popula-
ção tipo de M. konaensis do Havaí, reproduzida
em tomateiros. Usando fêmeas individualiza-
das, observou-se nessa população o perfil de es-
terase Est K3 (CARNEIRO et al., 2000). Depois
disso, essa população foi inoculada em plantas
de café suscetível ‘Mundo Novo’ e nenhuma
reprodução (imunidade) foi observada após 8
meses, e esse ‘isolado tipo’, infelizmente, se per-
deu. Um ano depois, uma outra população de
M. konaensis do café, Havaí, foi enviado para
o Brasil e só o fenótipo Est F1 (= Est P1 de M.
paranaensis) foi caracterizado e a população
se reproduziu bem em plantas de café. Usando
os marcadores SCAR desenvolvidas para M. pa-
ranaensis (RANDIG et al., 2002), esse último
isolado do Havaí amplificou um fragmento de
tamanho específico (208 pb), característico de
M. paranaensis (RANDIG et al., 2004). Essa po-
pulação foi identificada como M. paranaensis
do Havaí (CARNEIRO e COFCEWICZ, 2008).
Recentemente no Brasil, uma população Est K3
foi detectada parasitando quatro culturas, em
quatro localidades do Estado do Ceará (SILVA
e SANTOS, 2012; MONTEIRO et al., 2015). Es-
sas populações apresentaram o mesmo fenóti-
po de esterase K3 caracterizado por Carneiro
et al. (2000), na população tipo do Havaí des-
crita como M. konaensis e mais as característi-
cas morfológicas descritas para essa espécie, ou
seja, os machos com 6-12 projeções grandes ao
longo da haste do estilete (MONTEIRO et al.,
2015), que é o carácter mais usual na identifi-
cação dessa espécie. O padrão de esterase Ko3
(=K3) é espécie-específico com três bandas
principais de Rm: 0,96, 1,03, 1,22 e uma banda
secundária 1,15 (Figura 1). A essa espécie tem
sido atribuída erroneamente mais de um perfil
de esterase, F1 de M. paranaensis e I1 de M.
incognita ou a mistura de ambos, em estudos
realizados no Havaí (SIPES et al., 2005). Mar-
cadores SCAR espécie-específicos para essas es-
pécies foram testados para M. konaensis e ne-
nhuma amplificação foi observada (informação
pessoal da autora Regina Maria Dechechi Go-
mes Carneiro). Não existe marcador SCAR para
caracterizar M. konaensis.
0RKDPPDGGHLPLH.DUVVHQ
Recentemente, esse NG foi relatado parasi-
tando hortaliças, plantas ornamentais e frutei-
ras no Brasil, Irã e Chile e foi descrito a partir
da população brasileira dessa espécie. Bioqui-
micamente, o fenótipo de esterase L3 (Rm: 1,05,
1,10, 1,25) é espécie-específico e a forma mais
prática para diferenciar M. luci de todas as ou-
tras espécies de Meloidogyne já descritas (CAR-
NEIRO et al., 2014). Em estudos anteriores, esse
perfil de enzima denominado Est M3 (= Est L3)
foi atribuído a uma nova espécie ocorrente na
Argentina, Bolívia, Equador e Turquia, prove-
niente de várias hospedeiras (ESBENSHADE e
TRIANTAPHYLLOU, 1985a). Essa espécie foi de-
tectada posteriormente no Brasil na cultura da
lavanda (Lavandula spica L.), Caxias do Sul, no

61
Rio Grande do Sul. A reprodução foi por parte-
nogênese mitótico, 2n = 42-46 cromossomos.
Em um teste com hospedeiros diferenciais, a
população da lavanda se reproduziu em toma-
teiro cv. Rutgers, em fumo cv NC95, em pimenta
cv. Califórnia Wonder. Não ocorreu reprodução
na melancia cv. Charleston Gray, em algodão
cv Deltapine 61 e em amendoim cv. Florunner.
Em levantamento realizado anteriormente no
Distrito Federal, M. luci (Est L3) foi detectado
no pepino (Curcumis sativus L.), alface (Lac-
tuca sativa L.), brócolis (Brassica oleracea L.
var. italica), quiabo (Abelmoschus esculentus
Moench), feijão vagem (Phaseolus vulgaris L.)
e yakon (Polymnia sonchifolia Poepp.Endl)
(CARNEIRO et al., 2008c). Usando marcadores
RAPD e AFLP para comparar diferentes popula-
ções de M. luci n. sp. do Brasil, Chile e Irã, uma
baixa variabilidade intraespecífica foi observa-
da, ocorrendo apenas 3,4% de fragmentos poli-
mórficos e 98% de suporte no agrupamento das
árvores (CORREA et al., 2014). Um outro estudo,
usando a análise filogenética ‘Neighbor-Joining’
das sequências de ITS e de D2-D3 do rRNA, as
mesmas populações de M. luci do Brasil, Chile
e Irã se agruparam e formaram um grupo sepa-
rado das outras espécies de Meloidogyne, con-
firmando que as três populações são similares
e da mesma espécie. (CARNEIRO et al., 2014).
Não existe marcador SCAR para essa espécie.
5DPPDKH+LUVFKPDQQ
Essa espécie foi descrita a partir de amos-
tras provenientes de porta-enxertos de pêssego
do Marrocos e apresenta uma combinação de
caracteres morfológicos semelhantes a M. are-
naria, M. incognita e M. javanica (RAMMAH
e HIRSCHMANN, 1990), sendo a sua identifica-
ção complexa, usando apenas caracteres morfo-
lógicos. As culturas de tomate, fumo, pimenta e
melancia são boas hospedeiras, enquanto algo-
dão e amendoim não são parasitados por essa
espécie (=raça 2 de M. incognita). Meloidogyne
morocciensis apresentou fenótipo de esterase
idêntico ao fenótipo de três bandas (Est A3) de
M. arenaria. Carneiro et al. (2008b), estudando
em detalhes várias populações de M. arenaria
de diferentes fenótipos de enzima, concluiu
através de vários parâmetros, morfológicos,
morfométricos, citológicos e moleculares, que
M. morocciensis correspondeu aos fenótipos
A3N1, que anteriormente era classificado como
M. arenaria, e que as populações com esse fe-
nótipo se agruparam com 100% de boostrap
com a população tipo da espécie M. morocien-
sis. Esses resultados permitem afirmar que essa
espécie pode ser identificada pelo perfil de en-
zima Est A3 (Rm: 1,1, 1,2, 1,3). Infelizmente, os
primers SCAR (420pb) desenvolvidos por Zil-
jstra (2000) para M. arenaria não permitiram
a separação de M. morocciensis, amplificando
também essa espécie (CARNEIRO et al., 2008b).
DUQHLURDUQHLUR$EUDQWHV
Essa espécie foi descrita parasitando café no
estado do Paraná. A configuração da região pe-
rineal é semelhante a M. incognita com a qual
foi confundida durante muitos anos (CARNEI-
RO et al., 1996a). Meloidogyne paranaensis foi
durante muitos anos denominada M. incogni-
ta, ‘biótipo IAPAR’ ou raça 5, por apresentar no
teste com hospedeiros diferenciadores a mes-
ma reação de M. javanica (CARNEIRO et al.,
1996a). Os danos causados por essa espécie no
cafeeiro são muito severos, levando as plantas
à morte em poucos anos (CAMPOS e VILLAIN,
2005). Essa espécie foi primeiramente caracte-
rizada como um fenótipo de esterase atípico
por Janatti et al. (1982) e posteriormente por
Esbenshade e Tryantaphyllou (1985a), sendo
denominado de F1. Posteriormente, Carneiro
et al. (1996b), caracterizando várias espécies
brasileiras quanto ao perfil das isoenzimas, ca-
racterizou o ‘biótipo IAPAR’ como o perfil de

62
enzima F1, já descrito anteriormente por ou-
tros autores. Logo em seguida, a espécie M. pa-
ranaensis foi descrita e o perfil de esterase P1
(Rm:1,38) caracterizado como espécie-específi-
co. Posteriormente, um outro Perfil Est P2 (Rm:
0,9, 1,38) foi detectado em uma população de
M. paranaensis proveniente da Guatemala
(CARNEIRO et al. 2004 b). Mais recentemente,
um novo perfil P2a (Rm:1,0 e 1,40) foi detecta-
do para essa espécie nos estados de São Paulo e
Paraná (SANTOS et al., 2015). Convém ressaltar
que a banda principal Est P1 de M. paranaen-
sis está presente em todos os perfis, sendo as
demais suplementares. A análise filogenética
dos diferentes isolados mostrou uma baixa va-
riabilidade intraespecífica entre os isolados de
M. paranaensis do mesmo perfil de enzima,
que se agruparam de acordo com o perfil Est
P1 e Est P2, em dois grupos com similaridade
de 99% e 100%, respectivamente. Exceto o iso-
lado de perfil enzimático P2a da Guatemala se
agrupou separadamente de todos os outros iso-
lados de M. paranaensis (SANTOS et al., 2015).
Um marcador SCAR foi desenvolvido para M.
paranaensis e os pares de primers amplifica-
ram o fragmento de 208 pb (RANDIG et al.,
2002). Esse marcador também amplificou os fe-
nótipos P2 e P2a. A isoenzima esterase (P1) e o
marcador SCAR são ferramentas extremamente
precisas para diagnosticar essa espécie.
KDUFKDU(LVHQEDFNH
Essa espécie foi descrita e ilustrada a partir
de espécimes coletados em petúnia (Petunia
hybrida L.), em Brasília, estado do Distrito Fe-
deral, Brasil (CHARCHAR et al., 1999). A peri-
neal da fêmea é bastante variável, não existin-
do um padrão que a caracterize. O fenótipo
esterase Est Pe 2 (Rm:0,95, 1,1) (Figura 1) com
duas bandas de esterase fortes (CHARCHAR
et al., 2009) é espécie-específico e a única for-
ma prática de identificar essa espécie. Petúnia,
tomate, fumo, ervilha e feijão foram conside-
radas boas hospedeiras, enquanto, pimentão,
melancia e milho doce, hospedeiras pouco fa-
voráveis; amendoim, algodão e soja reagiram
como não hospedeiras (CHARCHAR et al.,
1999). Embora descrita há vários anos, essa
espécie não tem sido encontrada em levanta-
mentos recentes realizados no Distrito Federal
(CARNEIRO et al., 2008c; SILVA et al., 2014),
devido provavelmente à ocorrência restrita.
Não há marcadores SCAR desenvolvidos para
M. petuniae.
KDUFKDU(LVHQEDFNKDUFKDU
H%RLWHX[
Essa espécie foi descrita e ilustrada a par-
tir de amostras coletadas em feijão cv. Carioca,
em Brasília, Brasil (CHARCHAR et al., 2008b).
O padrão perineal da fêmea é bastante variá-
vel, não sendo um bom critério para identificar
a espécie. O fenótipo da isoenzima esterase foi
caracterizado como A3 (Rm: 1,1, 1,2, 1,3; Fi-
gura 1), idêntico a M. morocciensis (CARNEI-
RO et al., 2008b). Análises com primers SCAR
confirmaram os resultados das isoenzimas: M.
phaseoli (população tipo) e M. morocciensis,
apresentaram ambas um único fragmento de
420 pb (MATTOS et al., 2014; CARNEIRO et
al., 2008b). Dessa maneira, tanto o perfil de
esterase como o marcador SCAR confirmam a
coincidência entre as duas espécies. Estudos
adicionais comparativos, incluindo morfolo-
gia, morfometria, sequenciamento e filogenia
de diferentes regiões do genoma são neces-
sários para esclarecer a entidade taxonômica
dessa espécie. Tomate, fumo, feijão e ervilha
foram considerados bons hospedeiros, en-
quanto o milho foi um hospedeiro pouco favo-
rável; pimenta, melancia, amendoim, algodão
e soja não foram considerados hospedeiros
dessa espécie (CHARCHAR et al., 2008b).

63
KDUFKDU(LVHQEDFN9LHLUD
)RQVHFD%RLWHX[H%RLWHX[
Essa espécie foi descrita a partir de amos-
tras coletadas de uma área cultivada com ce-
noura cv. Brasília na região do Alto Paranaíba,
Minas Gerais, Brasil. O padrão perineal da fê-
mea é similar a algumas populações de M. in-
cognita, com campo lateral apresentando um
sulco profundo que separa a região dorsal da
ventral (CHARCHAR et al., 2009). Quanto ao
fenótipo de enzimas, as bandas de esterases de
M. polycephannulata coincidem com o perfil
mais frequente de M. incognita no Brasil: Est
I2 (Rm:1.05, 1,1) e Mdh N1. Em estudo sobre a
diversidade de isolados de M. incognita (SAN-
TOS et al., 2012), várias características morfoló-
gicas descritas para essa espécie aparecem na
descrição de M. polycephanulata, como a re-
gião anterior dos machos, estilete das fêmeas,
entre outras. Usando os primers SCAR desen-
volvidos por Randig et al. (2002) para M. incog-
nita, uma banda de 399 pb foi amplificada para
a população tipo de M. polycephannulata,
mostrando ser essa espécie uma variante de M.
incognita pela esterase e pelo marcador SCAR
(MATTOS et al., 2014). Estudos adicionais com-
parativos, incluindo morfologia, morfometria,
sequenciamento e filogenia de diferentes regi-
ões do genoma são necessários para esclarecer
a entidade taxonômica dessa espécie. Quanto
ao estudo dos hospedeiros diferenciadores, M.
polycephannulata, este só se reproduziu em
plantas de cenoura e tomate (CHARCHAR et
al., 2009). Esses testes deverão ser refeitos.
KDUFKDU(LVHQEDFNKDUFKDUH%RLWHX[
Essa espécie foi descrita e ilustrada a partir
de amostras obtidas de raízes de ervilha cv. Mika-
do em Brasília, Brasil. O padrão do períneo das
fêmeas é bastante variável e difícil de ser usado
na diagnose (CHARCHAR et al., 2008a). Muitas
galhas e massas de ovos foram formadas nas cul-
turas de tomate, fumo e variedades de ervilha
e de feijão. Poucas galhas e baixa reprodução
ocorreram na melancia e nenhuma reprodução
ocorreu em amendoim, algodão e soja (CHAR-
CHAR et al., 2008a). O perfil de enzima Pi5 com
quatro bandas mais fortes (Rm: 0,85, 0,90, 1,25,
1,30) e uma mais fraca (Rm; 1,00) (Figura 1) nun-
ca havia sido detectado anteriormente e parece
ser espécie-específico e característico da espé-
cie. Essa espécie nunca foi registrada em outros
levantamentos realizados no Brasil e não existe
marcador SCAR para a sua identificação.
RQVLGHUDo}HV¿QDLV
A identificação precisa das espécies de
nematoides das galhas é essencial para a es-
colha dos métodos de manejo e pré-requisito
para pesquisas básicas e aplicadas. Essa iden-
tificação é repleta de dificuldades: morfologia
conservada, morfometria variável, efeitos do
hospedeiro, variação intraespecífica, modo de
reprodução partenogenética, existência de es-
pécies crípticas e um número cada vez maior
de novas espécies descritas. Para complicar
ainda mais, existe o problema não negligenci-
ável do conceito de espécie para organismos
predominantemente partenogenéticos (TRUD-
GILL, 1991; ROBERTS, 1995; HUNT e HAN-
DOO, 2009).
Algumas espécies de Meloidogyne são fa-
cilmente identificadas com base em caracteres
morfológicos distintos, sintomatologia das raí-
zes e hospedeiros restritos, como é o caso de
M. konaensis (estilete dos machos) ou M. exi-
gua (galhas, cafeeiro). A maior parte das espé-
cies é difícil de identificar, devido à semelhança
com outras espécies, grande número de espé-
cies descritas ou descrições taxonômicas insufi-

64
cientes, como foi o caso de M. ethiopica (WHI-
TEHEAD, 1968), que foi redescrita por Carneiro
et al. (2004a). Essa dificuldade pode ocasionar
a descrição de espécies novas, que já foram
anteriormente descritas, como é o caso de M.
brasiliensis (CHARCHAR e EISENBACK, 2002),
que está em processo de sinonimização com M.
ethiopica, e que foi descrita sem o padrão enzi-
mático (esterase) ou estudos moleculares. Des-
sa maneira, a utilização de técnicas bioquímicas
e moleculares como métodos de rotina para a
identificação e descrição de espécies novas é es-
sencial e vem sendo exigida por alguns periódi-
cos, como é o caso do Nematology.
Métodos bioquímicos e moleculares para
identificação de Meloidogyne spp. são atual-
mente mais utilizados e essenciais para o diag-
nóstico. Entretanto, não existem padrões para
todas as espécies descritas. No caso das espé-
cies detectadas no Brasil, há padrões de estera-
se para todas as 20 espécies e marcadores SCAR
para apenas nove delas (Tabela 2). Entretanto,
como pode ser visto na Figura 1, algumas espé-
cies descritas nos últimos 14 anos apresenta-
ram fenótipos de esterase e marcadores SCAR
também coincidentes, o que leva à suspeita de
descrições de espécies já existentes. Estudos
adicionais comparativos, incluindo morfolo-
gia, morfometria, sequenciamento e filogenia
de diferentes regiões do genoma são neces-
sários para esclarecer a entidade taxonômica
dessas espécies. O Laboratório de Nematologia
da Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnolo-
gia, localizado na cidade de Brasília, Distrito
Federal, Brasil, tem se empenhado muito em
estudos da diversidade, taxonomia, obtenção
de marcadores enzimáticos e moleculares para
os nematoides do gênero Meloidogyne. Entre-
tanto, o financiamento para esses projetos é
limitado e os recursos são escassos.
As perspectivas futuras para o diagnóstico
dos nematoides das galhas é dependente dos
avanços de técnicas moleculares que têm pro-
gredido lentamente nos últimos 20 anos. Esses
avanços seriam essenciais não só para a identi-
ficação de espécies, como também para a iden-
tificação de raças ou variantes dentro da mes-
ma espécie. Tais técnicas deveriam fornecer a
possibilidade de diagnóstico rápidos, inequí-
vocos (chips de DNA), para ajudar a resolver os
atuais problemas associados com organismos
morfologicamente próximos, que se reprodu-
zem, na sua maior parte, por partenogênese.
Uma vez que tais técnicas sejam obtidas e am-
plamente empregadas, sem dúvida, um certo
número de espécies atuais serão consideradas
‘sinônimos juniores’, enquanto outras, pelo
contrário, serão consideradas espécies irmãs.
Até o momento as ferramentas moleculares
para identificação dos nematoides das galhas
não conseguiram substituir as técnicas mais
antigas, tais como iso-enzimáticas ou taxono-
mia clássica, devido a atual dissociação entre
elas. Ou seja, os atuais nematologistas são bio-
logistas moleculares, que trabalham exclusiva-
mente com técnicas moleculares, com pouco
suporte da Nematologia Clássica. Isso pode ser
observado sobretudo nos países altamente de-
senvolvidos. Para estudos diagnósticos avança-
dos, a associação entre todas as técnicas é im-
prescindível, combinando morfologia clássica,
métodos bioquímicos e moleculares no intuito
de desvendar o misterioso conceito de espécie
que envolve os nematoides das galhas.
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