Este documento discute a dinâmica do desenvolvimento radicular da cana-de-açúcar e suas implicações no controle de nematóides. Fatores genéticos, físicos e químicos do solo afetam o crescimento e distribuição das raízes. A compreensão da interação entre o sistema radicular e o ambiente pode melhorar técnicas de manejo da cultura, como o uso de nematicidas.

1. Antônio Carlos Machado deVasconcelos
Leila Dinardo Miranda
Dinâmica do desenvolvimento radicular
da cana-de-açúcar e implicações
no controle de nematóides
2ª Edição
REVISTA E
AMPLIADA

2. DINÂMICA DO DESENVOLVIMENTO RADICULAR
DA CANA-DE-AÇÚCAR E IMPLICAÇÕES
NO CONTROLE DE NEMATÓIDES
Antônio Carlos Machado de Vasconcelos
Leila Luci Dinardo-Miranda
CAMPINAS – SP
20112ª Edição
REVISTA E
AMPLIADA

3. 2010 © Antônio Carlos Machado de Vasconcelos e
Leila Luci Dinardo-Miranda
Todos os direitos reservados a
Antônio Carlos Machado de Vasconcelos e
Leila Luci Dinardo-Miranda
Projeto Editorial
Aquiles Berggren Comelato
Gráfica e Editora Adonis
Projeto Gráfico/Editoração Eletrônica/Arte-Final
Anderson Brongna
Gráfica e Editora Adonis
Criação Capa
M51 Criatividade Estratégica
Revisão de Texto
Patrícia Aquino
Marcelo da Rocha Pinto de Moura
Marco Antonio Storani
Fotografia
Antônio Carlos Machado de Vasconcelos e
Leila Luci Dinardo-Miranda
Impressão
Gráfica e Editora Adonis
Dados Internacionais para Catalogação na Publicação (CIP)
Vasconcelos, Antônio Carlos Machado de.
Dinâmica do desenvolvimento radicular da cana-de-açúcar e
implicações no controle de nematóides / Antônio Carlos
Machado
de Vasconcelos, Leila Luci Dinardo-Miranda. - Americana, SP :
Adonis, 2010.
56 p. : 15 il. ; 15X21 cm
ISBN 978-85-87645-48-7
1. Cana-de-açúcar - Doenças e pragas. 2. Nematoda em
plantas.
3. Pragas agrícolas. I. Dinardo-Miranda, Leila Luci. II. Título.
CDD-633-61
Endereço eletrônico dos autores:
leiladinardo@iac.sp.gov.br

4. Este livro foi impresso com apoio de:
Excelência em análises agrícolas
FazendoMaispeloCampo

5. ÍNDICE
Capítulo 1
Dinâmica do desenvolvimento radicular da cana-de-açúcar
1. Introdução .............................................................................................................................................. 00
2. Fatores que afetam o desenvolvimento radicular ................................................................................... 00
3. Dinâmica do desenvolvimento radicular .............................................................................................. .00
Referências bibliográficas ........................................................................................................................... 00
Capítulo 2
Aplicação de nematicidas em soqueiras em função da época de corte do canavial
1. Nematóides em cana-de-açúcar ............................................................................................................. .00
2. Uso de nematicidas no plantio .............................................................................................................. .00
3. Uso de nematicidas em soqueiras ........................................................................................................... 00
Referências bibliográficas .......................................................................................................................... .00
Capítulo 3
Amostragem de áreas para diagnóstico de problemas nematológicos
1. Importância da amostragem .................................................................................................................. .00
2. Dinâmica populacional de nematóides .................................................................................................. .00
3. Como e quando amostrar ....................................................................................................................... 00
4. Interpretação dos dados de análise ....................................................................................................... ..00
Referências bibliográficas ........................................................................................................................ ...00

6. 10 11
Capítulo 1
Dinâmica do desenvolvimento radicular
da cana-de-açúcar
Antônio Carlos Machado de Vasconcelos
Instituto Agronômico
1. INTRODUÇÃO
Uma máquina, seja ela para qual fim esteja destinada, pode variar na sua complexidade. Mas deve seguir
algunsprincípiosbásicos:deveapresentarhomogeneidade no funcionamento “programado” e sua eficiência
deve sofrer a mínima redução em função de fatores externos como temperatura, umidade, pressão. Quanto
maior a sua conversão de energia em produto, maior será seu retorno econômico. Para uma planta, isso
também é válido, mas há uma diferença fundamental: o seu “funcionamento” é dinâmico e está em íntima
interaçãocomosfatoresambientais. Comooconjuntodosfatoresambientaistambémédinâmico,decifrarou
formular modelos fixos de desenvolvimento vegetal não é tarefa simples. Nesse sentido, o estudo do sistema
radicular tem um agravante para esse conhecimento: desenvolve-se abaixo da superfície do solo. Todavia, a
história nos mostra a procura dos pesquisadores por esse entendimento. São notáveis os trabalhos de COBB
(1906), EVENS (1935), CLEMENTS (1940), INFORZATO e ALVAREZ (1957), DILLEWIJN (1960) e BÖHM
(1976). Todos foram unânimes em afirmar que o estudo do sistema radicular é muito trabalhoso e há muito
para ser conhecido a respeito de seu desenvolvimento.
O desenvolvimento do sistema radicular influencia diretamente alguns fatores como tolerância à seca,
capacidade de germinação e/ou brotação, porte da planta (ereto ou decumbente), tolerância à movimentação
de máquinas, eficiência na absorção dos nutrientes do solo, tolerância ao ataque de pragas e parasitos do
solo, etc. De tais fatores depende a produtividade final. A quantidade de raízes não é o fator determinante
destas vantagens e sim a sua distribuição no perfil do solo ao longo das estações do ano em íntima interação
com o ambiente de produção. O conhecimento do sistema radicular da cana-de-açúcar e da dinâmica do seu
desenvolvimento pode proporcionar o embasamento para algumas técnicas de manejo da cultura, como o
controle de nematóides.

7. 12 13
2. FATORES QUE AFETAM O DESENVOLVIMENTO RADICULAR
2.1. FATORES GENÉTICOS
Assim como existem diferenças marcantes quanto às características da parte aérea entre espécies vegetais e
entre variedades de determinada espécie, também há grandes diferenças no desenvolvimento e arquitetura
dos seus sistemas radiculares. Entre variedades de cana-de-açúcar, características genéticas determinam
diferenças quanto ao desenvolvimento e arquitetura do seu sistema radicular (VASCONCELOS, 1999).
Existem variedades com maior concentração de raízes na superfície e outras, com distribuição mais uniforme
em profundidade. Algumas apresentam maior proporção de raízes finas e tenras e em outras, predominam
raízesgrossaseresistentes.Existemvariedadesque,apósperíododeseca,têmrápidaretomadadocrescimento
radicular por ocasião do restabelecimento da umidade do solo, enquanto em outras essa reestruturação é
mais demorada.
O desenvolvimento do sistema radicular é um dos fatores determinantes na interação genótipo-ambiente.
Se, por um lado, as condições ambientes influenciam a dinâmica do desenvolvimento radicular, por outro, o
sistemaradicularpodealterarcaracterísticasdosolo.Ocrescimentointensoemprofundidadealteraaestrutura
do solo, pois, após a morte de raízes, permanecem canais como vias de drenagem e de aeração para camadas
mais profundas. O sistema radicular também pode alterar as condições químicas do solo pela excreção de
substâncias que causam alterações de pH na rizosfera. Portanto, fatores genéticos atuam sobre o ambiente
por meio das raízes. Mas essa é uma relação de mão dupla, pois o conjunto das condições ambientais (fatores
pedogenéticos, atributos físicos e químicos do solo, pluviosidade e temperatura) também tem efeitos sobre
o desenvolvimento radicular quanto à sua arquitetura, morfologia, distribuição e dinâmica de crescimento.
Como por exemplo, a ocorrência de altos teores de alumínio em camada subsuperficial do solo resulta num
sistema com raízes mais grossas, com menos ramificações e com menor eficiência na absorção de água e
nutrientes. A condição de seca dificulta a manutenção e o crescimento nas camadas mais superficiais e resulta
em um sistema mais profundo se comparado ao desenvolvimento numa condição de boa disponibilidade
hídrica. A influência desses fatores ambientais atuando sobre o desenvolvimento radicular acaba, por fim,
interferindo no desenvolvimento da parte aérea.
Figura 1. Representação gráfica da
distribuição do sistema radicular
das novas variedades IACSP
(Fonte: LANDELL et al., 2005).

8. 14 15
Portanto, a expressão do potencial de produtividade agrícola de um genótipo de cana-de-açúcar, em
determinado ambiente de produção, depende deste complexo vivo que se desenvolve abaixo da superfície:
as raízes.
Na Figura 1, são apresentados os dados de matéria seca de raízes e distribuições no perfil das quatro novas
variedades IACSP, comparadas aos padrões RB72454 e IAC87-3396.
A variedade com maior quantidade e maior diâmetro de raízes, inclusive nas camadas mais profundas, é a
IACSP93-3046.Essascaracterísticasestãorelacionadascomasuarusticidadeeadaptaçãoadiferentesambientes
de produção. A variedade com distribuição mais uniforme em profundidade é a IACSP94-4004, o que pode
estar relacionado ao bom aproveitamento de água e nutrientes de camadas mais profundas e explica parte
de seu excelente desempenho e elevada produtividade.
Figura 2. Representação da distribuição do sistema radicular de cana-planta (a) comparada à distribuição em cana soca (b).
2,4metros
a b
Figura 3. Perfil do solo com raízes
expostas visíveis até 2,4 metros de
profundidade (soqueira de 8o corte).

9. 16 17
2.3. FATORES FÍSICOS DO SOLO
2.3.1. Compactação
Umdosatributosquemaisinterferemnodesenvolvimentoradicularéadensidadedosolo.Adensidadepode
apresentar aumento de valores em decorrência da compactação resultante de pressões exercidas pelo tráfego
de máquinas, veículos, implementos e animais. Um aumento na densidade do solo ocorre simultaneamente à
redução da macroporosidade, redução da aeração, redução da condutividade hidráulica e gasosa e aumento
da resistência à penetração. Todas essas alterações interferem, direta ou indiretamente, no desenvolvimento
radicular,comoilustradonafigura4,ondesepodemverporçõesdoperfilcomdensidadeexcessivaimpedindo
o desenvolvimento radicular da cana-de-açúcar. Esse solo, com argila em torno de 60%, tem densidade de
1,19 g.cm-3 na profundidade entre 60 e 80 cm, mas nas porções de impedimento do crescimento radicular,
foram encontrados valores de densidade em torno de 1,45 g.cm-3. Para essa classe de solo e com esse teor de
argila, a densidade de 1,45 g.cm-3 é muito alta.
Figura 4. Distribuição do sistema radicular da cana-de-açúcar, com destaque para porções do perfil com densidade superior à
crítica para o desenvolvimento radicular (Projeto RHIZOCANA: VASCONCELOS et al. 2004).

10. 18 19
É indiscutível a importância da disponibilidade de água para a planta. E o sistema radicular é a boca de
captação dessa água. Portanto a utilização de água pela parte aérea depende da distribuição do sistema
radicular. Por outro lado, essa distribuição no perfil do solo depende da umidade e dos ciclos hídricos em
determinada região. Em regiões ou períodos secos, a arquitetura radicular apresenta uma maior proporção
de raízes profundas em relação ao total, do que em locais e períodos úmidos. Se o solo seca de cima para
baixo, as camadas superficiais tornam-se mais resistentes à penetração de raízes antes das camadas mais
profundas. Enquanto o sistema radicular, na superfície, tem seu crescimento paralisado ou até reduzido pela
morte de raízes, nas camadas mais profundas, o crescimento se mantém por mais tempo, resultando em um
“aprofundamento” do sistema (Figuras 5, 6 e 7). Além disso, os metabólitos que seriam utilizados para a
formação de raízes superficiais podem ser, então, utilizados na formação de raízes mais profundas.
Figura 5. Desenvolvimento radicular numa condição de disponibilidade hídrica alta (solo úmido).
Figura 6. Desenvolvimento radicular numa condição de disponibilidade hídrica média (solo secando).
Figura 7. Desenvolvimento radicular numa condição de disponibilidade hídrica muito baixa (solo seco).

11. 20 21
Segundo STASOVSKI e PETERSON (1993), as alterações estruturais nas raízes, em resposta à seca, são
permanentes e o restabelecimento do crescimento após a reidratação envolve, usualmente, a formação de
novas raízes laterais. ENGELS et al. (1994) constataram que plantas de milho podem responder rapidamente
aoressecamentoereumedecimentodascamadassuperficiaisdosolopormeiodoaumentodocrescimentode
raízesnascamadascomcondiçõesmaisfavoráveis.Osautoresconcluemqueestaplasticidadenocrescimento
de raízes é um fator que contribui para a manutenção de um adequado estado nutricional.
Aumidadedosoloeosoutrosatributoscomoporosidade,aeraçãoeresistênciaàpenetração,estãointerligados
quanto à influência sobre o crescimento radicular. Pouco adianta o teor de água no solo ser satisfatório, se
houverbaixaaeraçãoealtaresistênciaàpenetração.Élógicoqueaumidadediminuiaresistênciaàpenetração
se comparada à condição de solo seco. Entretanto um solo compactado, mesmo estando úmido, tem elevada
resistência à penetração. Se existir camada de impedimento ao crescimento para camadas mais profundas,
em períodos de seca, a planta estará mais sujeita ao estresse hídrico.
2.4. FATORES QUÍMICOS DO SOLO
Quanto aos aspectos nutricionais, a adaptação de uma variedade a solo de baixa fertilidade depende da
eficiência de absorção do sistema radicular e de sua tolerância a elementos tóxicos. Segundo ANGHINONI e
MEURER (1999), a aquisição de nutrientes é alterada sempre que a cinética de absorção ou o crescimento das
raízes forem afetados. O teor de alumínio no solo, que pode limitar o crescimento das raízes, varia em função
daespécie,dacultivaredeatributosdosolo.SegundoFURLANI(1983),atoxidezdealumíniopodeprovocar
a fixação do fósforo para formas menos disponíveis, diminuir a taxa de respiração, interferir em reações
enzimáticas responsáveis pela deposição de polissacarídeos nas paredes celulares e modificar a dinâmica de
absorção e transporte de vários nutrientes, principalmente Ca, Mg e P. Por outro lado, ZHANG e BARBER
(1992) comprovaram que a liberação de fósforo estimula o crescimento de raízes.
SegundoTINKER(1981),éessencialqueraízesenutrientessedistribuamapropriadamenteentresiparahaver
máximaeficiênciadosistemaradicular,eissotambémdeveserconsideradoemrelaçãoàvariável“tempo”,em
razão do crescimento e da distribuição das raízes, do movimento de íons no solo, das alterações de demanda
pela cultura e das mudanças do
teor de água no solo.
Humbert (1974), citado por
CASAGRANDE (2001), afirmou
que o sistema radicular se adapta
àscaracterísticasdomeioambiente,
queovolumedasraízes,seupesoe
seucomprimentonãocaracterizam
de forma completa a capacidade
dosistemaradicularparaabsorver
água e nutrientes e que, em
solos férteis, uma quantidade
relativamente menor de raízes
é requerida para a produção da
parte aérea.

12. 22 23
2.5. FATORES CLIMÁTICOS
2.5.1. Temperatura
Os períodos de menores temperaturas do ar são acompanhados por menores temperaturas do solo, que
interferem na biomassa radicular (WALKER, 1969), no grau de elongação (LOGSDON et al., 1987) e de
ramificação (BOX, 1996) de raízes. Segundo esse último autor, a orientação do crescimento radicular é mais
horizontal sob baixas temperaturas.
A manutenção do colchão de palha residual da colheita mecanizada crua proporciona maior disponibilidade
hídrica no solo, comparada à condição de solo nu. Em contrapartida, a presença da palha resulta em menor
temperatura do solo. ABRAMO FILHO (1995) constatou que a temperatura da superfície da palha foi
5oC superior à temperatura sob o colchão de palha. Com isso, variedades com diferentes capacidades de
desenvolvimentoradicularetolerânciaàsecareagemdistintamenteaestascondições,eestesfatoresinterferem
na absorção de nutrientes e têm grande influência no desenvolvimento radicular.
Segundo MONTASSER et al. (2002), as populações de P. zeae flutuaram no solo e nas raízes de cana durante
toda a estação de crescimento e variaram significativamente em relação ao tipo de solo (silte-argiloso
ou argiloso) e à temperatura do solo. A densidade populacional apresentou dois picos distintos, que se
correlacionaram com a temperatura do solo.
Segundo EBRAHIM et al. (1998), a redução da temperatura do solo de 27 oC para 15 oC pode diminuir o
crescimentoderaízesnovasdecanaematé85%emrelaçãoaocrescimentopleno.Dadosde2005,emRibeirão
Preto, mostram que as temperaturas médias diárias do solo, entre maio e agosto, permaneceram entre 12 e
20 oC (Figura 8). Porém, se o corte for realizado no final da safra, as raízes encontram melhores faixas de
temperatura para o seu crescimento.
Figura 8. Temperatura média diária do solo, a 5 cm de profundidade, ocorrida no ano de
2005, no Centro de Cana IAC, em Ribeirão Preto (SP). Fonte: Instituto Agronômico.

13. 24 25
A variabilidade da distribuição de chuvas de um ano para outro interfere drasticamente na dinâmica do
desenvolvimentoradicular.Nasfiguras9e10sãoapresentadasasdistribuiçõesdaschuvasemRibeirãoPreto
(SP), em dois anos bem distintos. Durante no ano de 2002, ocorreu um período bem definido de deficiência
hídrica entre os meses de abril e setembro, enquanto que no ano de 2005, houve uma melhor distribuição
das chuvas. Tais situações repercutiram diferentemente no desenvolvimento da parte aérea, no acúmulo de
sacarose e, principalmente, na morte e renovação de parte do sistema radicular, tanto em proporções como
em épocas de ocorrência.
2.5.2. Precipitação pluviométrica
A precipitação pluviométrica em determinada região, a taxa de evapotranspiração nas estações do ano e a
capacidadedearmazenamentodeáguanosolosãoosfatoresquedeterminamaumidadedosolonosdiversos
períodosdodesenvolvimentoradicular.Nãoadiantaumsoloterexcelentesatributosfísico-químicoseelevada
capacidade de armazenamento de água, se não chove na região. O contrário também é verdadeiro: se chove
bem, mas o solo tem capacidade de armazenamento muito baixa, poucos dias sem chuva e com elevada
evapotranspiração podem resultar em deficiência hídrica e estresse vegetal.
Figura 9. Precipitação pluviométrica
mensal, ocorrida no ano de 2005, no Centro
de Cana IAC, em Ribeirão Preto (SP).
Fonte: Instituto Agronômico.
Figura 10. Precipitação pluviométrica
mensal, ocorrida no ano de 2005, no
Centro de Cana IAC, em Ribeirão Preto
(SP). Fonte: Instituto Agronômico.

14. 26 27
édifícilfazeralgumadistinçãoquantoàfuncionalidadecomoraízessuperficiaisouraízesdesustentação,pois
ambas exploram porções do solo semelhantes. Mas um fato é certo: ambas têm a função de suprir os perfilhos
recém-brotados com água e nutrientes do solo, ou seja, sua função é de absorção e, à medida que os perfilhos
vão crescendo e se tornando colmos, aumenta a função das raízes quanto à sustentação.
3. DINÂMICA DO DESENVOLVIMENTO RADICULAR
As descrições do sistema radicular realizadas por EVANS (1935) são freqüentes em publicações referentes
ao sistema radicular da cana-de-açúcar e seus trabalhos muito têm contribuído para os estudos na área. O
autor descreve três tipos funcionais de raízes: a) superficiais, que crescem lateralmente a partir da região
radiculardostoletes,maisfinas,comboaramificação;b)desustentação,emergindodebrotosjovens,grossas,
atingindo a profundidade de até 1,5 m; c) raízes de cordão, formadas por aglomerações de raízes verticais
mais profundas que as outras. Porém, nos estudos realizados por Evans, foram utilizadas variedades de cana
que hoje não são mais cultivadas e, portanto, a evolução que tem ocorrido nos programas de melhoramento
genético e as mudanças no perfil varietal devem ser relevadas.
SMITH et al. (2005) reuniram algumas discussões sobre o assunto: BLACKBURN (1984) pondera que a
arquitetura do sistema radicular descrita por Evans pode não ser muito comum na realidade e tais distinções
entre raízes superficiais e raízes de sustentação podem ser bem pequenas e os sistemas de raízes de cordão
serem muito raros. Muitos dos dados que descrevem os sistemas radiculares da cana-de-açúcar são baseados
em estudos de décadas atrás, o que põe em questão se o padrão de desenvolvimento do sistema radicular
tambémocorreemvariedadesmodernasdecana.MOORE(1987)notouqueclonesdeSaccharumofficinarum
têmsistemasradicularesmenosdesenvolvidosqueoutrasespéciesdeSaccharum.Conseqüentemente,opadrão
de raízes descrito por Evans não deve ser interpretado como fixo e uma maior plasticidade na arquitetura do
sistema radicular da cana deve ser esperada em relação ao que é comumente suposto.
3.1. DESENVOLVIMENTO DE RAÍZES EM CANA-PLANTA
Nafigura11éapresentadoodesenvolvimentoinicialdosistemaradiculardavariedadeRB72454.Asprimeiras
raízesoriginadasapósaoperaçãodeplantiocrescemapartirdaregiãoradiculardostoletesplantados,osquais
fornecem suas reservas para a divisão e crescimento celular caso haja disponibilidade de água e temperatura
adequadas no solo. O crescimento das gemas inicia-se logo em seguida, e os brotos passam a emitir raízes a
partir de sua base. Em geral, essas raízes são mais grossas que as raízes emitidas diretamente dos toletes, mas
Fotos: A.C.M. VASCONCELOS
Figura 11. Desenvolvimento inicial do sistema radicular da variedade RB72454,
aos 30 dias após o plantio. RT: raízes originadas do tolete plantado; RP: raízes
originadas dos perfilhos brotados.
RT
RP
RT

15. 28 29
final de períodos de estresse hídrico, a retomada da época das chuvas e o aumento da temperatura do solo
proporcionam condições para crescimento rápido e vigoroso das raízes, que dispõem de uma fonte quase
que direta de metabólitos (Figura 13). Inicialmente, essas raízes apresentam poucas ramificações, mas, à
medida que vão se aprofundando, as porções mais próximas à base da planta vão emitindo ramificações e,
gradativamente, aumentam até as extremidades. Portanto, são as raízes que conseguem melhores condições
paradesenvolvimentoemprofundidadeetêmgrandeimportânciaparaexploraçãodesubsuperfícieeabsorção
de água nos períodos vindouros de deficiência hídrica.
O período inicial do desenvolvimento em cana planta é crucial para o estabelecimento da planta, de forma
a aproveitar as condições de umidade do momento do plantio. O ataque nessas raízes novas por pragas ou
nematóides causa um atraso ou uma interrupção do processo de enraizamento, que pode comprometer o
estabelecimento e todo o histórico de produtividade da cultura (Figura 12).
Figura 12. Desenvolvimento do sistema radicular de cana planta aos 180 dias após o plantio. A: sistema radicular
vigoroso; B: sistema radicular atacado por cupins.
a b
Fotos: A.C.M. VASCONCELOS
As denominadas “raízes de cordão” podem crescer tanto no período de estabelecimento da cultura como
em soqueiras. São as raízes emitidas das bases dos perfilhos e dos rizomas das soqueiras, que ocorrem em
períodos de elevado desenvolvimento ou de restabelecimento do sistema radicular. Principalmente após o
Figura 13. Desenvolvimento do
sistema radicular de cana planta em
rizotron aos 210 dias (condição de
seca) e aos 240 dias (as raízes novas
têm 30 dias de desenvolvimento em
condição de solo úmido).
Período seco (agosto/03) Com reumedecimento (setembro/03)

16. 30 31
No Centro Sul do Brasil podemos imaginar três situações distintas:
A. Corte em início de safra (abril-maio), quando ainda existe disponibilidade hídrica, porém em início de
restrição:
A cana apresenta grande quantidade de raízes, mas ocorre redução gradativa a partir da superfície para as
maiores profundidades. A emissão lenta de raízes novas pode ocorrer após chuvas ocasionais utilizando,
predominantemente,reservasdosrizomasedasraízesvelhas.Comacontinuaçãodoperíodoseco,háamorte
rápida das raízes recém-emitidas. A condição de menor quantidade de raízes perdurará por maior período
que nos cortes de meio e de final de safra. A manutenção de menor quantidade de raízes e a redução da
absorção de água e nutrientes têm um papel fundamental para a planta: o de limitar o crescimento da parte
aérea, reduzindo assim o processo de evapotranspiração e de perda de água do solo, de forma preventiva
para a sobrevivência em períodos de prolongamento da deficiência hídrica.
Nessa condição, a aplicação de nematicidas pode ter um efeito inicial, mas à medida que ocorrer o
prolongamento do período seco e morte de raízes novas, a condição de deficiência hídrica, por si só, causa
redução da população de nematóides.
B. Corte em meio de safra (junho-agosto), quando a disponibilidade hídrica já estava baixa há vários dias
antes do corte:
O processo de morte de raízes a partir da superfície já vinha ocorrendo antes do corte, mas a condição de
menor quantidade de raízes na superfície perdurará por menor tempo que no caso anterior. Também pode
haver pequenas retomadas de crescimento com a ocorrência de chuvas ocasionais.
A planta apresenta-se com baixa quantidade de raízes na superfície e também em outras camadas mais
profundas, sendo que, nessas outras camadas, a quantidade de raízes depende do tempo em que a seca
perdurar. Mantendo-se a deficiência hídrica, mesmo após o corte, o sistema radicular permanecerá restrito e
se limitará, predominantemente, às raízes velhas, mais grossas, duras e escurecidas.
Em geral, o crescimento de raízes é relativamente pequeno por dois motivos principais: maior deficiência
hídrica e menores temperaturas do solo. Mesmo com eventuais retomadas das reservas hídricas no solo, as
menores temperaturas do solo limitam parcialmente o crescimento de raízes novas.
3.2. DISTRIBUIÇÃO EM PROFUNDIDADE
A distribuição em profundidade e a velocidade de crescimento radicular são intimamente relacionadas ao
genótipo, à idade da planta, às condições físico-químicas do solo e à disponibilidade hídrica. Portanto, não se
pode estabelecer sobre um padrão de distribuição ou um percentual em cada profundidade, pois o sistema
radicularédinâmicoegrandevariabilidadeocorrenasproporçõesderaízesnascamadasdosolo,aolongodos
diversosperíodosdedesenvolvimento.Quantoà velocidade de crescimento, Smith (1998), citado por SMITH
etal.(2005),encontroucrescimentode2cm.dia-1atéumaprofundidadede1,6m.Nasplantasapresentadasna
figura11,encontramosraízesdeaté30cmapós30diasdeplantio,comcrescimentoocorrendosobdeficiência
hídrica do mês de abril/06, interrompida por irrigação de salvamento.
3.3. DESENVOLVIMENTO DE RAÍZES EM SOQUEIRAS
Amortederaízesourenovaçãodosistemanãoocorreporqueaparteaéreaécortada,massimemdecorrência
dos ciclos de secagem e reumedecimento do solo.
Em levantamentos realizados após o corte da cana, constatamos que, quando este é realizado em período
úmido, praticamente não há morte de raízes. Ocorre a formação de raízes novas a partir de raízes velhas.
Muitas vezes, a aparência dessas raízes velhas, principalmente na época seca, passa a impressão de que estão
mortas, pois se apresentam escurecidas. Mas, na verdade, estão prontas para emitir novas ramificações, no
momento em que ocorrer o reumedecimento do solo (Figura 5). O que acontece é que, em geral, a cana é
cortada em período de estresse hídrico, principalmente em razão da adequação ao seu ciclo de maturação.
Portanto, o processo de morte de raízes pode ter se iniciado bem antes da ocasião do corte. Há a paralisação
do crescimento e o início da morte das raízes à medida que se reduz o potencial hídrico do solo. As primeiras
porçõesdosistemaradicularamorrersãoospêlosradiculares,asextremidadesapartirdacoifaeaspartesmais
tenras. O fato de ocorrer paralisação do crescimento de raízes e, portanto, a redução do gasto de metabólitos
provenientes da parte aérea, favorece o acúmulo de sacarose nos colmos. Esse é um dos motivos pelos quais a
ocorrência de chuvas na fase de maturação e, conseqüentemente, a retomada do crescimento radicular, causa
redução no teor de sacarose dos colmos.

17. 32 33
e, dependendo da duração e da intensidade do período de deficiência, a redução de massa de raízes pode
atingircamadasmaisprofundas.Comaretomadadaschuvas,entresetembroejaneiro,háorestabelecimento
do crescimento radicular e aumento da massa radicular, que se iniciam também pelas raízes superficiais.
Segundo Aguiar (1978), citado por CASAGRANDE (1991), as raízes superficiais são as primeiras raízes a
morrer durante o período de estiagem e são também as primeiras a se renovar durante o período das chuvas.
KLEPPER(1991)comentaqueocrescimentoderaízesemplantasperenesocorreporfluxosdeatividade,com
padrões de distribuição dos fotoassimilados variando com a estação do ano.
No aspecto fisiológico da cultura isto significa um acréscimo de massa que não é colhida, ou seja, é um
verdadeiro armazém de reservas para a planta. Surge, então, uma questão: por que ocorre, normalmente,
quedadeprodutividadeaolongo dosciclosdacana-de-açúcar,mesmocomoaumentodosistemaradicular?
Vários aspectos devem ser considerados para se tentar encontrar tal resposta.
Primeiramente, parte das reservas, que poderia ser utilizada para a produção de colmos e folhas, é drenada
para o aumento e manutenção do sistema radicular. No aspecto biológico, é mais interessante para a planta,
cujaparteaéreaestásendocolhidaanualmente,quehajaaumentodasuacapacidadedesobrevivênciadoque
aumento de produção da parte aérea. Ao longo dos ciclos, ocorre redução da relação matéria seca da parte
aérea (MSPA)/matéria seca de raízes (MSRA), ou seja, aumenta a superfície de contato solo-raiz e diminui a
superfície de evapotranspiração e de fotossíntese líquida. Em contrapartida, a idade das plantas interfere na
eficiência da absorção. Segundo ANGHINONI e MEURER (1999), as plantas mais jovens são mais eficientes
do que as mais velhas para absorver os nutrientes, e as taxas de absorção decrescem rapidamente com a
idade da planta. Além disso, a idade das raízes ou o período que elas permanecem ativas também afetam o
influxo dos íons.
Nessa condição, a aplicação de nematicida tem pouca eficiência, pois a população de nematóides é baixa e
o sistema radicular encontra-se com crescimento paralisado, apresentando raízes velhas e pouco eficientes
na absorção.
Em áreas com histórico de altas infestações de nematóide é conveniente realizar o monitoramento e realizar
aplicações de nematicidas por ocasião da retomada das chuvas, como será apresentado no capítulo 2.
C. Corte em final de safra (setembro-novembro), coincidindo com o período de restabelecimento das reservas
hídricas do solo.
Assim que ocorrer a retomada das chuvas, haverá a emissão rápida de raízes novas. Parte das reservas é
proveniente dos rizomas e das raízes velhas, mas a pronta emissão e a maior taxa de crescimento das raízes
novas ocorrem devido às melhores condições de temperatura e luminosidade para o desenvolvimento da
parte aérea e maiores umidades e temperaturas do solo para o desenvolvimento radicular (Figuras 8 e 9).
A partir daí, a cultura inicia fase de desenvolvimento intenso e necessita de vigoroso sistema radicular para
suprir a parte aérea.
Os nematóides encontram melhores condições para infestação (raízes novas e tenras, umidade e temperatura
dosoloelevadas).Emáreascominfestaçãoacimadoníveldedanoeconômico,aaplicaçãodenematicidalogo
após o corte pode ser recomendada e apresenta alta eficiência, como será apresentado no capítulo 2.
3.4. DESENVOLVIMENTO RADICULAR AO LONGO DOS CORTES: CANA-PLANTA E SOQUEIRAS
De acordo com resultados que obtivemos em Latossolo Vermelho distrófico típico álico com seis variedades
de cana-de-açúcar (VASCONCELOS, 2002), verifica-se que há desenvolvimento acumulativo do sistema
radicular de cana de um corte para outro, ocorrendo um acréscimo de matéria seca de raízes entre a cana
planta e a terceira soca (4 cortes), o que reflete um aumento de ramificações e crescimento em diâmetro ao
longo do tempo.
Em cada ciclo/corte ocorreram reduções da quantidade de raízes ativas nos períodos de deficiência hídrica
(inverno seco), por seu ressecamento e morte (Figura 14), que podem se iniciar nas camadas superficiais

18. 34 35
Observa-se que, nesses solos álicos, ocorre maior aumento da massa radicular na superfície, em conseqüência
damaiorlimitaçãododesenvolvimentoradicularnascamadasmaisprofundasemfunçãodosmaioresteores
de alumínio. Mas esse aumento em massa na não é proporcionalmente acompanhado pelo aumento em
comprimento e em superfície de absorção. Isto se justifica, pois, à medida que ocorre o envelhecimento das
raízes, há aumento de diâmetro e de densidade interna, o que as torna mais duras e menos ativas quanto à
absorção,excetonasregiõespróximasàsextremidadeseàsramificaçõesnovas.Atuam,principalmente,como
meio de translocação de água e como fonte de reservas. Por ocasião de períodos secos, ocorrem reduções na
massaderaízes,masissonãocausamudançaproporcionalnaparteaérea.Emexperimento,foiconstadoque,
com a remoção de 50% das raízes por corte ou suspensão de irrigação, o uso da água e o crescimento vegetal
foram reduzidos em apenas 10% (SMITH et al., 2005). Segundo o autor, isto é conseqüência da “capacidade
de luxo” do sistema radicular da cana e, sob ótimas condições, a cana tem mais raízes que o necessário para
o máximo crescimento. Em condições típicas de campo, essa “capacidade de luxo” atua como poder tampão
da planta contra a perda de raízes ou condições desfavoráveis do solo.
Todavia, existem alguns resultados conflitantes sobre as diferenças de produção de raízes entre cana-planta
e socas. Fernandes (1979), citado por ALVAREZ et al. (2000), observou que o sistema radicular de cana-
planta foi mais desenvolvido que o da rebrota. Entretanto, BALL-COELHO et al. (1992) encontraram maior
quantidade de raízes na cana-soca. Essas diferenças podem ocorrer em função das épocas de levantamento.
Se em cana planta, o levantamento for realizado em época úmida e o levantamento de soca for realizado em
período seco, com grande probabilidade pode-se encontrar maior quantidade de raízes no levantamento de
cana planta que no de soqueira.
Portanto, a morte ou renovação do sistema radicular não se deve ao corte da cana, mas sim à condição
hídrica a que a cultura está submetida em determinado período de desenvolvimento. ALVAREZ et al. (2000)
também constataram que as diferenças de quantidade de raízes de cana de um ano para outro foram devidas
aos fatores climatológicos.
Embora sejam em menor quantidade que em soqueiras, as raízes em cana planta são mais eficientes em
absorção de água e nutrientes, por serem mais novas e estarem concentradas na camada que recebe correção
e preparo de solo, além da fertilização na base do sulco de plantio. Em contrapartida, são menos tolerantes
aos períodos de deficiência hídrica e, provavelmente, também apresentam maior suscetibilidade ao ataque
Figura 11. Desenvolvimento inicial do sistema radicular da
variedade RB72454, aos 30 dias após o plantio. RT: raízes originadas
do tolete plantado; RP: raízes originadas dos perfilhos brotados.

19. 36 37
de nematóides, por terem estrutura menos resistente.
Pelo balanço hídrico da figura 14, pode observar que em 1999, a deficiência hídrica ocorreu entre os meses de
julho e outubro. No ano de 2000, a deficiência foi de abril até agosto. Portanto, os períodos de paralisação e
morte de raízes foram diferentes para os dois anos estudados, assim como a fase de retomada do crescimento
radicular. Em 1999, o crescimento teve condições favoráveis a partir de outubro, mas, em 2000, esse período
favoráveliniciou-seemagosto.Osperíodosquesãofavoráveisparaodesenvolvimentoradicularsãotambém
favoráveis para o ataque e aumento da população de nematóides. Portanto, o monitoramento das áreas deve
ser realizado em função da distribuição hídrica durante o ano.
No desenvolvimento radicular da variedade RB72454, pode-se constatar correspondência das fases de
paralisação e morte de raízes com as fases de deficiência hídrica, o que também é apresentado na figura 15
Figura 15. Seqüência de
desenvolvimento radicular
da variedade RB72454, entre
o 1o e o 4o corte (no ano de
1998, 2o corte, não foram
realizados levantamentos). Os
valores constantes no eixo X,
referem-se à massa de raízes
no volume de solo amostrado
em cada profundidade (g.dm-
1).

20. 38 39
VASCONCELOSetal.(2004)realizaramlevantamentodecomprimentoediâmetroderaízesdavariedadeSP80-
3250, em Latossolos Vermelhos de caráter ácrico, com textura média e em solos com textura argilosa (Figura
16). Nos solos de textura média, ocorreu aprofundamento do sistema radicular do ciclo de cana-planta para o
ciclo de cana-soca, com aumento do comprimento em todas as camadas entre 20 e 80 cm. Nesse solos, houve
aumento de diâmetro radicular em todo o perfil, ilustrando o processo de envelhecimento e engrossamento
das raízes. Plantas com raízes mais profundas têm melhor tolerância aos períodos de deficiência hídrica e é
comumconstatarem-semaioressintomasdeestressehídricoemcana-plantaqueemsoqueira,oqueconfigura
maior exploração de subsuperfície desses solos no ciclo de soqueira do que no de cana-planta.
Nos solos de textura argilosa, o comprimento do sistema radicular da soqueira reduziu-se na superfície em
relação ao da cana-planta e ficou semelhante nas outras profundidades. O diâmetro apresentou aumento,
exceto na superfície. Esses resultados indicam que, nesses solos, em grande parte ácricos, ocorre com maior
freqüênciaamortederaízesnasuperfície,maissujeitasaoressecamentodoquenascamadasmaisprofundas.
Esseaprofundamentodosistemaradiculardasoqueiraeoaumentodasuperfíciedeabsorçãonessascamadas
têm importante papel nos solos ácricos, pois esses solos apresentam baixa capacidade de retenção de água.
E quanto às máquinas, citadas no início desse capítulo, concluímos que podemos controlá-las, entende-las
e transforma-las facilmente porque nós as criamos. Mas quanto ao solo, ao clima, às plantas e suas raízes,
permaneceremos sempre em uma contínua procura, porque não somos o Criador.
.
Figura 16. Comprimento e
diâmetro radiculares em solos
de textura média e textura
argilosa.

21. 40 41
COBB, N. A. 1906. Free living nematodes inhabiting the soil about the roots of cane, and their relation to root
diseases. Hawaiian Sugar Plant. Assoc., Div. Pathol. Physiol., Bull. V. 5, p. 163-195. 1906.
DILLEWIJN, C.N. Botanique de la cane a sucre. Wageningen, Veenman e Zonen, Holanda, 1960. 591 p.
EBRAHIM, M.K.; ZINGSHEIM, O.; EL-SHOURBAGY, M.N.; MOORE, P.H. Growth and sugar storage in
sugarcanegrown at temperatures below and above the optimum. J. Plant Physiol., v. 153, p.593-602, 1998.
ENGELS, C.; MOLLENKOPF, M.; MARCSCHNER, H. Effect of drying and rewetting the topsoil on root
growth of maize and rape in different soil depths. Zeits. Pflanz. Bodenk., v. 157, p. 139-144, 1994.
EVANS, H. The root system of the sugarcane. Emp. J. Exp. Agric., v. 3, p. 351-362, 1935.
FURLANI, P. R. Toxidade de alumínio e toxidez em plantas.In: RAIJ, B. Van; BATAGLIA, O. C.; SILVA, N.
M. Acidez e calagem no Brasil. Campinas: Soc. Bras. Ci. Solo, 1983. p. 78-86.
INFORZATO,R.;ALVAREZ,R.Distribuiçãodosistemaradiculardacana-de-açúcarvar.Co290,emsolotipo
terra-roxa-legítima. Bragantia, v.16, p. 1-13, 1957.
KLEPPER,B.Root-shootrelationships.In:WAISEL,Y;ESHEL,A.;KADAFKI,V.(Eds.)Plantroots:thehidden
half. New York: Marcel Decker, 1991. p. 265-286.
LANDELL, M.G.A.; PRADO, H.; VASCONCELOS, A.C.M.; PERECIN, D.; ROSSETTO, R.; BIDÓIA, M.A.P.;
SILVA,M.A.;XAVIER,M.A.Oxisolsubsurfacechemicalattributesrelatedtosugarcaneproductivity. Scientia
Agrícola, v.60, p.741-745, 2003.
LANDELL,M.G.DEA.etal.Variedadesdecana-de-açúcarparaoCentro-SuldoBrasil.Campinas:Instituto
Agronômico, 2005, 33 p. (Boletim Técnico 197).
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ABRAMO FILHO, J. Decomposição da palha da cana-de-açúcar em canavial colhido sem queima,
mecanicamente.RioClaro,1995.91p.Dissertação(MestradoemCiênciasBiológicas)–InstitutodeBiociências,
Universidade Estadual Paulista.
ALVAREZ,I.A.;CASTRO,P.R.C.;NOGUEIRA,M.C.S.Crescimentoderaízesdecanacruaecanaqueimada
em dois ciclos. Sci. Agric., Piracicaba, v. 57, n. 4, p. 653-659, 2000.
ANGHINONI,I.;MEURER,E.J.Eficiênciadeabsorçãodenutrientespelasraízes.In:Workshopsobresistema
radicular: metodologias e estudo de casos. Aracaju, 1999. Anais… Embrapa Tabuleiros Costeiros, 1999. p.
57-87.
BALL-COELHO, B.; SAMPAIO, E. V. S. B.; TIESSEN, H.; STEWART, J. W. B. Root dynamic in plant ratoon
crop of sugar cane. Plant Soil, v. 142, p. 297-305, 1992.
BLACKBURN, F. Sugarcane. Longman, New York, 414 p., 1984.
BÖHM, W. In situ estimation of root length at natural soil profiles. J. Agric. Sci., v. 87, p. 365-368, 1976.
BOX, J.E. Modern methods of root investigations. In: WAISE, Y.; ESHEL, A.; KAFKAFI, V. (eds). Plant roots:
the hidden half. 2ed. Marcel Dakker, New York. P.193-237, 1996.
CASAGRANDE, A. A. Tópicos de morfologia e fisiologia da cana-de-açúcar. Jaboticabal: FUNEP, 1991.
157 p.
CLEMENTS, H.F. Factors affecting the germination of sugar cane. Hawaiian Planters Record, v. 44, p. 117-
146, 1940.

22. 42 43
WALKER, J.M. One-degree increment in soil temperature affects maize seedlings behaviour. Soil Sci. Soc.
Amer. Proc., v.33, p.729-7363, 1969.
ZHANG, J.; BARBER S. A. Maize root distribution between phosphorus-fertilized and unfertilized soil. Soil
Sci. Soc. Am. J., v. 56, n. 3, p. 819-822, 1992.
LOGSDON, S.D.; RENEAU JR., R.B.; PARKER, J.C. corn seedling root growth as influenced by soil physical
properties. Agron. J., v.79, p.221-224, 1987.
MOORE, P.H. Anatomy and morphology. In: Heinz, D.J. (ed.). Sugarcane improvmentThrough Breeding.
Elsevier, Amsterdam, 1987, p. 85-142.
MONTASSER,S.A.;MOUSSA,F.F.;YOUSEEF,M.M.A.;ABOUL-SOOUD,A.B.;MOHAMED,M.M.M.Seasonal
fluctuationofPratylenchuszeaeinfieldsofsugarcaneinrelationtosoiltypeandtemperature.Pakistan-Journal-
of-Nematology.; v. 20, n. 2, p. 39-46, 2002. Consultado no CAB Abstracts, 2002.
SMITH, D.M.; INMAN-BARBER, N.G.; THORBURN, P.J. Growth and function of the sugarcane root system.
Fields Crop Research, v. 92, p. 169-183, 2005.
STASOVSKI,E.;PETERSON,C.A.Theeffectsofdroughtandsubsequentrehydrationonthestructure,vitality
and permeability of Allium cepa L. adventious roots. Canadian Journal of Botany, v. 71, p. 700-707, 1993.
TINKER, P. B. Root distribution and nutrient uptake. In: Symposium on the soil/root system, 1, Londrina,
1980. Proceedings... Londrina, Fundação Instituto Agronômico do Paraná, 1981. p. 115-136.
VASCONCELOS,A.C.M.;PRADO,H.;LANDELL,M.G.A.DesenvolvimentodoSistemaRadiculardaCana-
de-açúcar e características físico-hídricas e químicas dos ambientes de produção. Projeto RHIZOCANA:
relatório de pesquisa, 2004. 31p.
VASCONCELOS, A.C.M.; CASAGRANDE, A.A.; LANDELL, M.G.A.; BARBOSA, J.C.; DORIZOTTO, P.H.;
FOGAÇA, J.F. Desenvolvimento do sistema radicular e produtividades agroindustriais de cana-de-açúcar
no Vale do Paranapanema. In: Congresso Nacional da Stab, 7, Londrina, 1999. Anais... Londrina, STAB, 1999,
p.78-81.

23. 44 45
Capítulo 2
Aplicação de nematicidas em soqueiras em função
da época de corte do canavial
Leila Luci Dinardo-Miranda
Instituto Agronômico

24. 46 47
1.NEMATÓIDES EM CANA-DE-AÇÚCAR
Muitasespéciesdenematóidessãoencontradasemassociaçãocomacana-de-açúcar,mas,nascondiçõesbrasileiras,
trêssãoeconomicamenteimportantes,emfunçãodosdanosquecausamàcultura:Meloidogynejavanica,M.incognita
e Pratylenchus zeae (LORDELLO, 1981; NOVARETTI e TÉRAN, 1983; MOURA et al., 1990). Em muitos canaviais
pouco desenvolvidos e com baixa produção, são encontradas altas populações de pelo menos uma delas.
Outra espécie, P. brachyurus, é também muito comum em canaviais brasileiros, mas sua patogenicidade para a
cultura ainda não está estabelecida (DINARDO-MIRANDA, 2005).
O ataque dos nematóides à cana-de-açúcar restringe-se às raízes, de onde extraem nutrientes para o crescimento
e desenvolvimento e, para isso, injetam toxinas no sistema radicular, resultando em deformações, como as galhas
provocadasporMeloidogyne,eextensasáreasnecrosadas,quandoosnematóidespresentessãoPratylenchus(Figura
1). Em decorrência do ataque de nematóides, as raízes tornam-se pobres em radicelas e incapazes de absorver
água e nutrientes necessários para o bom desenvolvimento das plantas que, conseqüentemente, ficam menores,
raquíticas, cloróticas, murchas nas horas mais quentes do dia e menos produtivas. Em condições de campo, são
verificadas reboleiras de plantas menores e cloróticas entre outras de porte e coloração aparentemente normais.
A grandeza dos danos causados por nematóides é claramente quantificada em ensaios nos quais se faz a aplicação
de nematicidas, como em experimento de DINARDO-MIRANDA et al. (1996), conduzido em área infestada por P.
zeae, no qual as variedades foram plantadas com ou sem a aplicação de Furadan 350SC 6L/ha (Figura 2).
Fazendo uma análise criteriosa de dados experimentais e de diversas áreas comerciais, DINARDO-MIRANDA
(2008) concluiu que, embora muitos fatores interfiram na grandeza dos danos causados por nematóides, entre os
quaisasespéciespresentesnaárea,onívelpopulacionalemqueseencontram,avariedadecultivadaeascondições
das raízes para penetração, pode-se afirmar que M. javanica e P. zeae causam cerca de 20 a 30% de redução de
produtividade no primeiro corte de variedades suscetíveis. M. incognita pode ocasionar perdas maiores, ao redor
de 40 %. Em casos de variedades muito suscetíveis e níveis populacionais muito altos, as perdas provocadas por
nematóides podem chegar a até 50 % da produtividade. A autora ressalta ainda que os danos não se restringem à
canaplanta;osnematóidestambémreduzemasprodutividadesdassoqueirase,conseqüentemente,alongevidade
do canavial.
Figura 1. Raízes de cana-de-açúcar infestadas por
nematóides do gênero Meloidogyne (à esquerda) e por
nematóides do gênero Pratylenchus (à direita).

25. 48 49
A figura 3 traz outro exemplo de uma área infestada, tratada ou não com nematicida no plantio.2. USO DE NEMATICIDAS NO PLANTIO
Embora o uso de variedades resistentes seja um dos métodos de controle mais recomendável para manejo
de áreas infestadas por nematóides, o número reduzido de variedades comerciais com esta característica
dificultae,atémesmo,impossibilitaaaplicaçãopráticadessaferramentadecontrole.Assim,omanejodeáreas
infestadas, atualmente, baseia-se no uso de nematicidas químicos aplicados no plantio e/ou nas soqueiras,
associado ou não ao uso de matéria orgânica (torta de filtro).
A aplicação de nematicidas no plantio em áreas infestadas resulta em significativos incrementos de
produtividade, como pode ser visto em experimento de DINARDO-MIRANDA et al. (1996), cujos resultados
estão resumidos na figura 2.
Figura 2 – Produtividade
agrícola (t/ha) de
variedades cultivadas
em área infestada por P.
zeae, tratadas ou não com
Furadan 350SC 6L/ha no
plantio (Fonte: adaptado
de DINARDO-MIRANDA
et al., 1996).
Figura 3 - Aspecto de uma cana planta com seis meses, conduzida em área infestada
por nematóides, não tratada (à esquerda) e tratada com nematicida no plantio.

26. 50 51
Umadasrazõesparaasexcelentesrespostasdacanaplantaaousodenematicidasnoplantioestárelacionadaà
eficiênciadasraízes.DeacordocomANGHINONIeMEURER(1999),raízesjovensdeplantastambémjovens
são muito eficientes na absorção. Assim, pode-se afirmar que as raízes da cana planta são fisiologicamente
muito ativas, absorvendo eficientemente não só a água e os nutrientes, mas também os nematicidas aplicados
no solo. Em decorrência da boa absorção de nematicidas, há grande redução populacional de nematóides
e, consequentemente, bom desenvolvimento das raízes. Raízes bem desenvolvidas exploram melhor o solo,
extraindo dele maior quantidade dos nutrientes colocados à disposição da planta, o que contribui para maior
produtividade da parte aérea. É, portanto, um ciclo virtuoso que se dá no solo.
É interessante ressaltar também que, como o controle de nematóides no plantio contribui para melhor
desenvolvimento da parte aérea e do sistema radicular das plantas, o canavial, como um todo, tende a
apresentar menor número de falhas. Em conseqüência, a soqueira resultante de uma cana planta tratada
também se apresenta melhor desenvolvida e com falhas mais reduzidas. Assim, muitas vezes, devido ao
tratamento feito no plantio, observa-se incremento de produtividade também na segunda colheita, variando
de 5 a 12t/ha, em função da variedade e dos níveis populacionais de nematóides (Figuras 4 e 5).
Figura 4. Produtividade agrícola
(t/ha) da variedade RB867515,
cultivada em área infestada por
M. javanica e P. zeae, tratada
ou não com Furadan 350SC
6L/ha no plantio e incremento
de produtividade em função do
tratamento nematicida (t/ha).
Figura 5. Aspecto de uma soqueira, três meses depois do primeiro corte, conduzida em área
infestada por nematóides, não tratada (à esquerda) e tratada com nematicida no plantio (à direita).

27. 52 53
3. USO DE NEMATICIDAS EM SOQUEIRAS
Estimulados pelos bons resultados em cana planta, muitos produtores utilizam também nematicidas em
soqueiras, onde os incrementos de produtividade decorrentes do controle químico de nematóides são
geralmente mais modestos do que os observados em cana planta, porém economicamente viáveis em muitas
situações.
Asrazõesparaumamenorrespostadassoqueirasaocontrolequímicodenematóidesnãoestãoperfeitamente
esclarecidas, mas dois fatores merecem destaque. O primeiro deles está relacionado à eficiência das raízes,
já apresentado no item anterior, mas que merece uma nova discussão aqui. De acordo com ANGHINONI e
MEURER (1999), as taxas de absorção de nutrientes e água pelas raízes decrescem rapidamente com a idade
da planta; plantas jovens são mais eficientes na absorção do que plantas velhas. Os autores afirmam também
que raízes jovens de uma planta velha não absorvem os nutrientes na mesma taxa que as raízes jovens de
uma planta jovem. Considerando a cana-de-açúcar, pode-se afirmar, portanto, que as raízes da cana planta
são fisiologicamente mais ativas, absorvendo mais eficientemente não só a água e os nutrientes, mas também
os nematicidas aplicados no solo. Em decorrência da melhor absorção, a eficiência do nematicida na redução
populacional de nematóides é maior, justificando os maiores incrementos de produtividade observados em
cana planta, em comparação com as soqueiras.
Outrofatorquemerecedestaquepelainfluênciaqueexercesobreocontroledenematóidese,conseqüentemente,
sobre os incrementos de produtividade devido ao uso de nematicidas em soqueiras é, sem dúvida, o período
decorrente entre a colheita do canavial e a aplicação do nematicida. A falta de resposta ao tratamento químico
em soqueiras, em muitos casos, deve ser atribuída à aplicação de nematicidas em época inadequada.
Para determinar a melhor época de aplicação de nematicidas em soqueiras, o IAC conduziu, a partir do final
da década de 90, uma série de experimentos em áreas infestadas por nematóides, cujas colheitas haviam sido
efetuadas em diferentes ocasiões ao longo da safra. Figura 6. Produtividade (t/ha) da variedade RB835257, em função dos tratamentos nematicidas
(F 30ddc, F 60ddc e F 90 ddc representam Furadan aplicado aos 30, 60 e 90 dias depois do corte,
respectivamente) e incremento de produtividade dos tratamentos em relação à testemunha (t/ha).
OprimeiroensaiofoiconduzidoemáreacompopulaçãoaltadeM.javanicaeP.zeae,cultivadacomavariedade
RB835257, cujo primeiro corte havia sido efetuado em 26 de junho. Nesse ensaio, o nematicida Furadan 100G
foi aplicado na dose de 22,7 kg/ha, aproximadamente aos 30, 60 e 90 dias depois do corte (F 30ddc, F60ddc,
F90ddc). Incrementos significativos de produtividade foram observados somente na aplicação feita aos 90
dias depois do corte, ou seja, em 17 de setembro (Figura 6).

28. 54 55
Posteriormente, conduziram-se outros experimentos, aplicando o nematicida Furadan 100G na dose de 21
kg/ha, em média, aos 5, 20, 40 e 60 dias depois do corte (F 5ddc, F 20ddc, F 40ddc, F 60ddc), mantendo-
se parcelas testemunhas, sem nematicida, para comparação. Estes experimentos foram instalados em
áreas colhidas entre 25 de julho (pleno período seco) e 25 de outubro (início do período chuvoso), e os
resultados foram publicados, na íntegra, por DINARDO-MIRANDA e GARCIA (2002), SILVA et al.
(2006) e DINARDO-MIRANDA et al. (2008).
Por englobar variedades, cortes e populações de nematóides bastantes distintas, as produtividades
observadas em cada experimento foram também muito diferentes entre si (Figura 7). Entretanto, em
todos os ensaios, obtiveram-se incrementos significativos de produtividade em decorrência do uso de
Furadan na soqueira (Figura 8).
Para os ensaios instalados em canaviais colhidos entre final de julho e começo de setembro, os maiores
incrementos de produtividade foram registrados quando se aplicou o nematicida 60 dias depois do
corte, ou seja, entre setembro e novembro, coincidindo, portanto, com o início do período chuvoso. Para
os ensaios conduzidos em áreas colhidas em final de outubro, os maiores incrementos foram observados
quando Furadan foi aplicado aos 5 ou 20 dias depois do corte. Nesses dois ensaios, as aplicações feitas
mais tardiamente, aos 40 ou 60 dias depois da colheita do canavial, resultaram em menores incrementos
de produtividade (Figura 8).
Figura 7. Produtividade agrícola (t/ha)
observada nos ensaios em função dos
tratamentos nematicidas efetuadas na
soqueira (F 5ddc, F 20ddc, F 40ddc e F 60 ddc
representam Furadan aplicado aos 5, 20, 40
e 60 dias depois do corte, respectivamente)
(Fonte: DINARDO-MIRANDA et al., 2008;
DINARDO-MIRANDA e GARCIA, 2002;
SILVA et al.,2006).
Figura 8. Incrementos de produtividade (t/ha)
observados nos diversos experimentos, em função
do tratamento nematicida com Furadan 100G,
em relação às parcelas testemunhas (F 5ddc, F
20ddc, F 40ddc e F 60 ddc representam Furadan
aplicado aos 5, 20, 40 e 60 dias depois do corte,
respectivamente) (Fonte: DINARDO-MIRANDA
et al., 2008; DINARDO-MIRANDA e GARCIA,
2002; SILVA et al.,2006).

29. 56 57
Essesresultadosrevelam,portanto,quearespostaàaplicaçãodenematicidasemsoqueirasdependedaépoca
em que ela é feita.
Para entender a razão da influência da época de aplicação do nematicida em soqueira sobre a produtividade
do canavial, é necessário considerar a dinâmica de crescimento das raízes em cana-de-açúcar.
Como apresentado no capítulo anterior, o sistema radicular da cana-de-açúcar cresce paulatinamente de
um ciclo para o outro (cana planta, primeira soca, segunda soca, etc.), o que é comum em plantas perenes,
como mencionou KLEPPER (1991). Segundo ele, nessas plantas, o crescimento de raízes ocorre por fluxos de
atividade, com padrões de distribuição dos fotoassimilados variando com a estação do ano. Os trabalhos de
Vasconcelos revelam que, embora o volume de raízes da cana-de-açúcar aumente, de um ciclo para o outro
da cultura, ocorre morte parcial de raízes em função da disponibilidade de água no solo. Sob condições de
déficithídrico,grandequantidadedasraízesmorre,ocorrendorenovaçãosobcondiçõesdeacúmulodeágua.
Nos anos seguintes, outros nove experimentos foram conduzidos com o objetivo de verificar qual a melhor
época para aplicar nematicidas em canaviais colhidos em início de safra (abril e maio). Nestas áreas, foram
feitas aplicações de nematicidas a partir dos 5 dias do corte e, em alguns ensaios, chegou-se a aplicar os
nematicidas até 5 ou 6 meses depois do corte, ou seja, em outubro/novembro, no início do período chuvoso.
Os resultados deste trabalho foram publicados integralmente por Dinardo-Miranda et al. (2010).
Namaioriadosensaiosconduzidosemcanaviais colhidos em início de safra, não foram observadas respostas
consistentes à aplicação de nematicidas. Somente em dois deles houve diferença entre as épocas de aplicação
dos produtos quanto à produtividade. Em um dos ensaios, os maiores incrementos de produtividade foram
observados nos casos em que os nematicidas foram aplicados logo após o corte (Figura 9) e em outro, quando
os produtos foram aplicados 5 ou 6 meses depois do corte (no início do período chuvoso, Figura 10). Neste
grupo de ensaios, quando os nematicidas foram aplicados entre 50 e 150 dias depois do corte, coincidindo
com o período seco, não se observaram incrementos consistentes de produtividade.
Figura 9. Produtividade (t/ha) em
função do tratamento (em azul,
incremento em função do tratamento
com Furadan 100G, em relação às
parcelas testemunhas; F 13ddc, F
50ddc, F 85ddc e F 127ddc representam
Furadan aplicado aos 13, 50, 85 e 127
dias depois do corte, respectivamente).
Figura 10. Produtividade (t/ha)
em função do tratamento (em azul,
incremento em função do tratamento
com Furadan 100G, em relação às
parcelas testemunhas; F 120ddc,
F 150ddc e F 180ddc representam
Furadan aplicado aos 120, 150 e 180
dias depois do corte, respectivamente).

30. 58 59
feita no início do período chuvoso (outubro, novembro) poderia ser bastante adequada para reduzir as
crescentes populações de nematóides no período. Sabe-se, porém, que a severidade dos danos causados
por nematóides está relacionada à fenologia da planta: plantas mais velhas são afetadas de maneira menos
severa do que plantas mais jovens (Duncan e Noling, 1998). Como os canaviais colhidos em início de safra
dispõe de condições hídricas e temperatura adequadas para brotação, eles inicialmente ganham massa verde
e, com e entrada do período seco mantém um lento crescimento das plantas, às custas das reservas do tolete
(Casagrande e Vasconcelos, 2008). Desta forma, canaviais colhidos em início de safra, embora lentamente,
crescem a partir da colheita, e, quando da entrada do período chuvoso, quando o ataque de nematóides se
intensifica,elesestãomaisdesenvolvidosesofremmenoresdanosdevidoaoataquedosparasitos.Estatalvez
seja a razão para não se observar aumentos consistentes de produtividade nos ensaios nos quais as aplicações
de nematicidas foram feitas entre setembro e novembro, de 120 a 180 dias depois do corte.
Alémdarespostamenosconsistentedaaplicaçãodenematicidasnoscanaviaisdecomeçodesafra,aaplicação
tardia também é tarefa difícil de ser executada em campo, pois o crescimento das plantas dificulta ou, até
mesmo impede, a entrada de maquinários no canavial.
Omanejodeáreasinfestadaspornematóides,quandosubmetidasàcolheitaeminíciodesafra,deve,portanto,
ser considerado com cuidado. Em locais de populações muito altas, pode haver resposta ao tratamento de
soqueira, se ele for feito logo após o corte (5 a 10 dias), mas em muitas situações a resposta ao nematicida
não será significativa. Nestas condições, talvez o mais interessante seja mudar a época de colheita. Em
tais áreas, deveriam ser cultivadas variedades médias ou tardias que, cortadas em meio ou final de safra
(julho a novembro) possibilitariam a aplicação de nematicidas com obtenção de aumentos significativos de
produtividade.
Para canaviais colhidos em meio de safra, em pleno período seco, a aplicação de nematicidas logo após o
corte é inadequada devido à falta de raízes para absorver o produto. Sem raízes para absorvê-lo, o nematicida
permanece no solo, sujeito à decomposição biótica e abiótica, como discutido anteriormente. Assim, na época
chuvosa,quandoocorrememissãodenovasraízesecrescimentodaspopulaçõesdenematóides,aquantidade
de nematicida disponível é menor do que a aplicada, já que parte do produto se decompôs. Por outro lado,
ao fazer as aplicações de nematicida mais tardiamente, aos 120, 90 ou 60 dias depois do corte, elas estão mais
próximas ou até mesmo coincidem com o início do período chuvoso, quando ocorre emissão de novas raízes,
Pode-se afirmar, portanto, que nos meses de seca a cana-de-açúcar perde parte de seu sistema radicular, que
volta a se desenvolver nos períodos chuvosos do ano. Assim, a morte ou a renovação do sistema radicular
da cana-de-açúcar não está relacionada ao corte da parte aérea, mas à condição hídrica a que a cultura está
submetida em determinado período de desenvolvimento.
As raízes superficiais são as primeiras a morrer durante o período de estiagem e também são as primeiras a
se renovar durante o período das chuvas (Aguiar, 1978, citado por CASAGRANDE, 1991; VASCONCELOS,
2002).Essefatoébastanterelevante,jáquenutrientesenematicidas,especialmentenassoqueiras,sãoaplicados
nas camadas superficiais do solo (5 a 10cm de profundidade).
Assim, quando o corte é feito em abril e maio (início de safra), a cana apresenta grande quantidade de raízes
vivas e ativas, por ocasião da colheita, pois ainda há água disponível no solo. Nestas condições, as populações
de nematóides também são elevadas, pois as raízes são abundantes e a temperatura e umidade, adequadas
para o desenvolvimento desses parasitos. Por causa disso, a aplicação de nematicidas logo após o corte (5 a 10
dias)temcertoefeitoinicialsobreaspopulaçõesdenematóideseconsequentementesobreodesenvolvimento
da cultura, como visto em alguns ensaios. Entretanto, na maioria das situações, não há efeito algum.
Estes canaviais de começo de safra, embora tenham muitas raízes vivas por ocasião da colheita, com o passar
do tempo e escassez das chuvas, sofre redução gradativa das raízes, a começar pelas mais superficiais e
passando para as mais profundas. Pode ocorrer emissão lenta de raízes novas após chuvas ocasionais, mas,
comacontinuaçãodoperíodoseco,asraízesrecémemitidasetambémasmaisvelhasmorrempaulatinamente.
Consequentemente,acana-de-açúcar,nofinaldoperíodoseco,apresentapequenaquantidadederaízesvivas
e ativas e se sustenta, basicamente, com as reservas do rizoma a por meio das raízes de cordão, que atingem
profundidadesmaiores.Cominíciodoperíodochuvoso,entretanto,hárápidaemissãoecrescimentodenovas
raízes. Em conseqüência deste crescimento de raízes e das condições de temperatura e umidade adequadas
para os nematóides, é também no período chuvoso que as populações desses parasitos aumentam.
Seonematicidaforaplicadoemplenoperíodoseco,elegradativamentesedecompõenosolo,devidoafatores
bióticos e abióticos, e uma quantidade menor do que a aplicada fica disponível para as plantas, no período
chuvoso, quando então o produto é necessário, devido à emissão de novas raízes e aumento das populações
de nematóides. Esta é a razão para as aplicações feitas no período seco (junho a setembro) não resultarem
em incrementos de produtividade nos ensaios citados. Por outro lado, uma aplicação tardia de nematicidas,

31. 60 61
principalmente as superficiais, responsáveis pela absorção. Dessa forma, o produto fica um tempo menor no
solo sujeito à decomposição, sendo aproveitado pela planta em sua quase totalidade. Isso explica porque nos
ensaios conduzidos em áreas colhidas entre a segunda quinzena de junho e primeira quinzena de setembro,
os maiores incrementos de produtividade foram obtidos quando se aplicou nematicida aos 90 ou aos 60 dias
depois do corte. Os dados de chuva nos ensaios ilustram muito bem a situação (Tabela 1). Nos ensaios 2 a 4,
conduzidos nas áreas colhidas entre julho e setembro, as chuvas se tornaram mais abundantes por ocasião
das aplicações feitas aos 60 dias depois do corte. Portanto, foi nessa ocasião que as raízes novas começaram
a ser emitidas. No ensaio 1, as chuvas ocorreram somente depois dos 90 dias do corte, razão pela qual essa
aplicação foi a que resultou nos maiores incrementos de produtividade. Nesse ensaio, as aplicações feitas
aos 30 e aos 60 dias depois do corte, no período bastante seco do ano (julho e agosto), não surtiram qualquer
efeito sobre a produtividade.
Por outro lado, em canaviais colhidos na época úmida, as raízes estariam, por ocasião da colheita, em pleno
desenvolvimento e, em conseqüência, as populações de nematóides estariam se elevando, justificando a
aplicação de nematicidas logo após o corte. Os dados dos ensaios 6 e 7, conduzidos em áreas colhidas em final
de outubro, confirmam esse fato. Nesses ensaios, os maiores incrementos de produtividade foram obtidos
quando o nematicida foi aplicado aos 5 ou aos 20 dias depois do corte. Aplicações mais tardias resultaram
em incrementos menores provavelmente porque os nematóides, favorecidos por condições edafoclimáticas
adequadas e raízes abundantes, já haviam causado danos às plantas por ocasião das aplicações aos 40 ou 60
dias depois do corte. Em canaviais colhidos em época chuvosa, portanto, aplicações efetuadas logo após a
colheita são mais efetivas.

32. 62 63
Os resultados aqui apresentados sobre os efeitos da época de aplicação de nematicidas em soqueiras são
relativamente recentes, já que tais estudos foram iniciados pelo IAC no final da década de 90. Entretanto,
dados de trabalhos mais antigos, relacionados à aplicação de adubos em soqueiras, levaram a conclusões
semelhantes. Um desses trabalhos é o de IDE et al. (1984), que testaram diferentes combinações de hastes
e gradinhas para escarificar a entrelinha da variedade SP70-1143, cultivada em três locais (Piracicaba, Jau
e Sertãozinho) e colhida em julho. A adubação foi feita em 3 diferentes épocas: 10, 40 e 100 dias depois do
corte. Tomando o tratamento no qual o adubo foi incorporado ao solo por meio de uma leve gradagem ou
por cultivadores asa de andorinha, por ser esta operação a mais semelhante àquela feita para aplicação de
nematicidas em soca, e o tratamento no qual o adubo foi aplicado sobre as linhas de cana, sem incorporação,
foi construída a figura 11, cujos resultados podem ser interpretados à luz do comportamento do sistema
radicular da soca. Nota-se claramente que as maiores produtividades foram obtidas quando o adubo foi
aplicado mais próximo da época chuvosa, quando a emissão de raízes permitiu seu melhor aproveitamento,
semelhante ao observado nos trabalhos com nematicida.
Posteriormente, IDE et al. (1986) realizaram estudos sobre o efeito da época de realização do cultivo durante
a safra, conjugando idade de cultivo (7, 14, 42 dias após o corte) e três épocas de colheita (julho, agosto,
setembro).Foramconduzidosdoisensaios,quecontemplavamcincodiferentestiposdecultivoetestemunha
sem cultivo. Em cada ensaio, a adubação foi sempre a mesma. Considerando os dois ensaios e as médias
de produtividade do tratamento no qual o adubo foi incorporado ao solo por meio de uma gradagem e do
tratamento no qual o adubo foi aplicado sobre as linhas de cana, sem incorporação, foi construída a figura
12. Nota-se que para os canaviais colhidos na época seca do ano (julho e agosto), as maiores produtividades
foram obtidas quando o adubo foi aplicado em setembro ou outubro, próximo ao início do período chuvoso,
à semelhança do observado nos ensaios com aplicação de nematicida. Para as áreas colhidas em setembro, a
aplicação do adubo em novembro, já em pleno período chuvoso, resultou em menor produtividade, também
em consonância com o observado nos ensaios com nematicida. Neste caso, o atraso na aplicaçã o do adubo
prejudicou o desenvolvimento inicial da soqueira, pois, com o início das chuvas, as plantas necessitavam dos
nutrientes, que ainda não tinham sido fornecidos, para seu pleno crescimento.
Figura 11. Produtividade (t/ha) da
variedade SP70-1143, colhida em julho, em
três locais (Piracicaba, Jaú e Sertãozinho),
em função da época de aplicação do adubo
na soqueira (10, 40 e 100 dias depois do
corte - ddc) (Fonte: IDE et al.., 1984).
Figura 12. Produtividade (t/ha) média de
canaviais colhidos em três épocas (julho,
agosto e setembro), em função da época
de aplicação do adubo na soqueira (7, 14
e 42 dias depois da colheita, coincidindo
com julho, agosto, setembro, outubro e
novembro) (Fonte: IDE et al., 1986).

33. 64 65
a operação resulta no maior incremento de produtividade. Assim, quando a aplicação for feita fora da época
ideal, incrementos de produtividade podem, eventualmente, ser obtidos, mas, com certeza, serão menores
do que aqueles que seriam observados, caso o nematicida tivesse sido aplicado na época ideal.
Finalmente,paraaplicaçãodenematicidasemsoqueirasinfestadaspornematóidesdevemserconsideradasas
condições gerais da área a ser tratada. Áreas com muitas falhas e previsão de baixa produtividade na colheita
seguintenãodevemrecebernematicidas,pois,oincrementodeprodutividadeaserobtidopodenãojustificar
economicamente o investimento realizado.
Os dados relativos à adubação ilustram que a preocupação em determinar o melhor período para realização
das operações em soqueira está presente nas várias áreas de manejo. Considerando novamente as aplicações
de nematicidas em soca, os trabalhos aqui apresentados mostram que, para a aplicação de nematicidas
resultaremaumentosignificativodeprodutividade,eladeverserfeitaquandoháraízesvivas,poissãonessas
condições que as populações de nematóides se elevam e que a planta tem condições (raízes) de absorver o
produto. Assim, em soqueiras de canaviais colhidos no início de safra (abril/maio), a aplicação deve ser feita
logo após o corte (até 10 dias depois); em canaviais colhidos no meio da safra (junho a outubro), a aplicação
denematicidasdeveserfeita,sempre,omaispróximopossíveldaépocachuvosa,eemsoqueirasdecanaviais
colhidos em plena época chuvosa, a aplicação deve ser feita logo após o corte.
É importante ressaltar que o período de espera entre o corte do canavial e a aplicação de nematicidas em
soqueiras, a fim de obter o máximo de produtividade, pode e deve ser alterado em função do regime de
chuvas de determinada região ou ano. Em anos ou regiões nos quais as chuvas são abundantes em setembro,
por exemplo, a cana-de-açúcar começa a emitir novas raízes nessa época e, em conseqüência, a aplicação de
nematicida em soqueira de meio de safra deve ser antecipada, de modo que o nematicida seja aplicado no
início do período chuvoso e não muito tempo depois dele. Da mesma forma, áreas freqüentemente irrigadas,
onde a dinâmica do desenvolvimento do sistema radicular é diferente, também devem ser tratadas quando
há raízes vivas, o que pode acontecer imediatamente depois do corte.
Emcanaviaiscolhidosemmeiodesafra,odesenvolvimentodaparteaéreaé,desdeoinício,bastantelento,em
função das baixas umidades no solo e temperaturas mais amenas, porém também nessas condições, aos 60
ou 90 dias depois do corte (outubro/novembro), plantas de algumas variedades podem atingir um porte alto
o suficiente para dificultar a entrada de equipamentos para aplicação de nematicida. Neste caso, a aplicação
deve ser feita um pouco antes da época considerada ideal, quando o porte das plantas ainda não limita a
entradademáquinaseimplementos.Assim,asaplicaçõesdevemserfeitasomaistardiamentepossível,desde
que não ocorram limitações em decorrência do desenvolvimento da parte aérea.
Vale salientar que, neste conceito, a época considerada ideal para aplicação de nematicidas é aquela em que

34. 66 67
DUNCAN,L.W.;NOLING,J.W.Agriculturalsustainabilityandnematodeintegratyedpestmanagement.In:BARKER,
K.R., PEDERSON, G.A.; WINDHAM, G.L.. Plant and Nematode Interactions. American Society of Agronomy,
Madison, EUA, 1998. p. 251-287.
IDE, B. Y.; OLIVEIRA, M.A.; LOPES, J.R. Cultivo de soqueira em cana-de-açúcar. Boletim Técnico Copersucar, São
Paulo, n. 26, p. 15-21,1984.
IDE, B.Y.; PENATTI, C.P.; SIRIO, K.J.; LESUR, J.G.; ARRUDA, F.C.O.; MANOEL, L.A. Cultivo de soqueira da cana-
de-açúcar: época, idade e sistema. In: SEMINÁRIO DE TECNOLOGIA AGRONÔMICA, 3, Piracicaba, novembro
1986. Piracicaba: Copersucar, 1986. p. 411-422.
KLEPPER, B. Root-shoot relationships. In: WAISEL, Y; ESHEL, A.; KADAFKI, V. (Eds.) Plant roots: the hidden half.
New York: Marcel Decker, 1991. p. 265-286.
LORDELLO, L.G.E. Nematóides das plantas cultivadas. São Paulo, Nobel. 1981, 314p.
MOURA, R.M.; RÉGIS, E.M.O.; MOURA, A.M. Espécies e raças de Meloidogyne assinaladas em cana-de-açúcar no
Estado do Rio Grande do Norte, Brasil. Nematologia Brasileira, v. 14, n. 1. p. 33-38, 1990.
NOVARETTI, W.R.T.; TÉRAN, F.O. Controle de nematóides parasitos da cana-de-açúcar. In: REUNIÃO TÉCNICA
AGRONÔMICA, 1., 1983, Piracicaba, Anais... p.16-24.
SILVA, M.A.; PINCELLI, R.P.; DINARDO-MIRANDA, L.L. Efeito da Aplicação de Nematicidas em Soqueira de
Cana-de-açúcar,emDiferentesÉpocas,SobreaPopulaçãodePratylenchuszeaeeAtributosBiométricoseTecnológicos
da Cultura. Nematologia Brasileira, Brasília, v. 30, n.1, p.29-34, 2006.
VASCONCELOS,A.C.Desenvolvimentodosistemaradicularedaparteaéreadesocasdecana-de-açúcarsobdois
sistemas de colheita: crua mecanizada e queimada manual. 2002. 141p. Tese de doutoramento. FCAV/UNESP,
Jabotica
EFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ANGHINONI,I.;MEURER,E.J.Eficiênciadeabsorçãodenutrientespelasraízes.In:WORKSHOPSOBRESISTEMA
RADICULAR: METODOLOGIAS E ESTUDO DE CASOS, 1., 1999, Aracaju, Anais… p. 57-87.
CASAGRANDE, A.A. Tópicos de morfologia e fisiologia da cana-de-açúcar. Jaboticabal: FUNEP, 1991. 157 p.
CASAGRANDE, A.A.; VASCONCELOS, A.C.M. Fisiologia da parte aérea. In: DINARDO-MIRANDA, L.L.; A.C.M.
VASCONCELOS; M.G.A. LANDELL. Cana-de-açúcar. Campinas: IAC, 2008. p. 57-78.
DINARDO-MIRANDA, L.L. Nematóides e pragas de solo em cana-de-açúcar. Piracicaba: Potafós, 2005. p. 25-32
(Encarte Técnico Potafós, n.110).
DINARDO-MIRANDA, L.L. Nematóides. In: DINARDO-MIRANDA, L.L.; A.C.M. VASCONCELOS; M.G.A.
LANDELL. Cana-de-açúcar. Campinas: IAC, 2008. p. 405-422.
DINARDO-MIRANDA, L.L.; FRACASSO, J.V.; COSTA, V.P. Influência da época de aplicação de nematicidas
em soqueiras colhidas em início de safra sobre as populações de nematóides e a produtividade da cana-de-açúcar.
Nematologia Brasilera, 2010 (no prelo).
DINARDO-MIRANDA,L.L.;GARCIA,V. Efeitodaépocadeaplicaçãodenematicidasemsoqueiradecana-de-açúcar.
Nematologia Brasileira, v. 26, n. 2, p. 177-180, 2002.
DINARDO-MIRANDA,L.L.;PIVETTA,J.P.;FRACASSO,J.V..Influênciadaépocadenematicidasemsoqueirassobre
as populações de nematóides e a produtividade da cana-de-açúcar. Bragantia, v.67, n.1, p.179-190, 2008.
DINARDO-MIRANDA, L.L.; MORELLI, J.L.; LANDELL, M.G.A.; SILVA, M.A. Comportamento de genótipos de
cana-de-açúcar em relação a Pratylenchus zeae. Nematologia Brasileira, v.20, n. 2, p. 52-58, 1996.

35. 68 69
Capítulo 3
Amostragem de áreas para diagnóstico
de problemas nematológicos
Leila Luci Dinardo-Miranda
Instituto Agronômico

36. 70 71
ao volume de chuvas e, em condições favoráveis, como no início do desenvolvimento da cultura, as populações de
nematóides aumentaram rapidamente, o que é atribuído às altas taxas de reprodução (cada fêmea coloca grande
número de ovos) e ao ciclo de vida relativamente curto (quatro semanas, em média).
A umidade do solo interfere na mobilidade e atividade de nematóides e, tanto em excesso quanto na escassez, pode
limitar sua sobrevivência (WALLACE, 1973; JOHNSON et al., 1993).
1. IMPORTÂNCIA DA AMOSTRAGEM
Para que medidas de manejo possam ser corretamente recomendadas, a fim de reduzir os prejuízos causados pelos
nematóides, é necessário um diagnóstico seguro da presença desses parasitos numa determinada área. Desta forma,
a amostragem é de fundamental importância, por ser a base de qualquer programa de manejo bem sucedido, razão
pela qual merece atenção especial.
Umdiagnósticosegurodaspopulaçõesdenematóidesemcanaviaisexigeumaamostragembemfeita,tantoemrelação
à época em que deve ser conduzida, quanto em relação à quantidade de amostras coletadas. Para melhor entender
essas variantes, é preciso conhecer a variabilidade espacial e temporal de populações de nematóides.
2. DINÃMICA POPULACIONAL
O texto apresentado a seguir está baseado em DINARDO-MIRANDA (2008).
Muitos pesquisadores, entre os quais NORTON (1978), WALLACE (1971; 1973) e YEATES (1981), relatam que são
vários os fatores físicos e biológicos que afetam diretamente a distribuição espacial e temporal de nematóides, entre
eles pH do solo, teor de matéria orgânica, salinidade e aeração do solo; Entretanto, estes pesquisadores são unânimes
em afirmar que os fatores abióticos mais importantes são a temperatura e a umidade do solo.
Atemperaturadosolointerferenasobrevivência,naduraçãodociclodevidaenareproduçãodosnematóides(NOE,
1991), e para M. incognita, M. javanica, P. zeae e P. brachyurus a faixa ótima para desenvolvimento está entre 25 e 30 ºC
(TAYLOR e SASSER, 1978). Assim, para as condições brasileiras de cultivo da cana-de-açúcar, a temperatura do solo
não exerce significativa influência sobre as populações de nematóides, uma vez que geralmente se encontra próxima
àfaixaideal,sofrendopoucavariaçãosazonaleraramenteatingindovaloresextremos,inferioresa15ºCousuperiores
a 35 ºC, que seriam limitantes ao desenvolvimento desses parasitos.
Por outro lado, para a canavicultura brasileira, a ocorrência de chuvas e irrigação são fatores importantes para as
flutuaçõespopulacionaisdenematóides,poralteraremaumidadedosolo,comoilustradonafigura1,querepresenta
a flutuação populacional de P. zeae, nas raízes da variedade RB928064, cultivada em solo arenoso, em Santa Rita do
PassaQuatro,SP(DINARDO-MIRANDA,2008).Nota-sequeaflutuaçãopopulacionalesteveintimamenterelacionada
Figura 1. Flutuação populacional de P. zeae nas raízes da variedade RB928064
de cana-de-açúcar (Fonte: DINARDO-MIRANDA, 2008).

37. 72 73
Muitosnematóidesmostrampreferênciapordeterminadotipodesoloetextura(NORTON1978;WALLACE,
1973). BARKER e WEEKS (1991), por exemplo, revelaram que populações de Meloidogyne atingiram valores
mais elevados e causaram danos mais severos em solos arenosos do que em solos argilosos. Deve-se ressaltar,
porém,queosnematóidespodemocorrernosmaisdiferentestiposdesolo.Emanálisesfeitaspelolaboratório
DMLab, em Ribeirão Preto, em amostras de raízes de cana-de-açúcar coletadas em diversas regiões do Brasil,
encontraram-sepopulaçõeselevadasdessesparasitostantoemsolosarenososcomoemargilosos.Entretanto,
emcanaviaisconduzidosemsolosarenosos,osdanosprovocadospornematóidesgeralmentesãomaisseveros
doqueosobservadosemsolosargilosos.Asrazõesparaissonãoestãoesclarecidas,eenvolvemprovavelmente
fatores como aeração do solo, capacidade de reter umidade, teor de matéria orgânica e de nutrientes.
Alémdainfluênciadiretadosdiversosfatoressobreaspopulaçõesdenematóides,muitosinterferemnaplanta
hospedeira, agindo indiretamente na dinâmica populacional de nematóides (MCSORLEY, 1998). Esse fato
é especialmente importante para a cana-de-açúcar, uma vez que os nematóides do gênero Meloidogyne e
Pratylenchus são parasitos obrigatórios, ou seja, necessitam de raízes vivas para sobreviver. Assim, qualquer
fator que afete a cultura hospedeira tem efeito indireto sobre a dinâmica populacional dos nematóides. Além
disso, fatores intrínsecos da planta também afetam as populações desses parasitos, tais como resistência/
suscetibilidade da variedade (MCSORLEY, 1998; YOUNG, 1998; ROBERTS et al., 1998).
Práticas culturais, como rotação de culturas e uso de nematicidas, também interferem nas populações de
nematóides (NOE, 1998; SIPES e SCHIMIDT, 1998).
Embora ocorram várias exceções, as populações de nematóides estão concentradas na camada arável do solo,
faixa onde se concentra o sistema radicular, sua fonte de alimentação (WALLACE, 1971; NORTON, 1978).
A distribuição horizontal de nematóides é bastante irregular. À distância de poucos metros, as populações
podem diferir muito (MCSORLEY, 1998). Esta variabilidade espacial ficou bastante clara em trabalho no
qual se fez análise geoestatística de dados de amostras coletadas a cada 2 meses, durante 3 anos, em grid de
10 x 10m, em área de 1 ha, em Santa Rita do Passa Quatro. Os mapas construídos com os dados observados
em abril de 2006 (cana planta) e abril de 2007 (cana soca), apresentados na Figura 2, ilustram a variabilidade
espacial de P. zeae na área. Nota-se que, separados por pequenas distâncias, há locais com altas infestações
e outros com infestações bem mais baixas. É marcante, entretanto, a semelhança entre os mapas construídos
nos dois diferentes anos, revelando que, numa amostragem bem feita, os dados tendem a se repetir.
Figura 2. Distribuição espacial de P. zeae em
raízes (50g) da variedade RB928064 de cana-
de-açúcar, em abril de 2006 (cana planta,
acima) e em abril de 2007 (cana soca, abaixo).

38. 74 75
3. COMO E QUANDO AMOSTRAR
Visto que as condições edafoclimáticas exercem grande interferência nas populações de nematóides, a
amostragemdeveserfeitasempreemépocachuvosa(primaveraeverão),quandoascondiçõesdetemperatura
e, especialmente, de umidade do solo são adequadas a um bom desenvolvimento das raízes das plantas e
dos nematóides.
Amostras coletadas em época seca podem levar a um diagnóstico errado do problema, pois as populações de
nematóidesnessascondiçõestendemasereduzirdrasticamente,jáquemuitasraízesmorrememconseqüência
da falta de umidade no solo.
As amostragens podem ser feitas tanto em cana planta como em soqueiras. Em áreas a serem reformadas, a
coleta de amostras deve ser feita no período chuvoso antes do último corte. Na região Centro-Sul do Brasil,
este período se estende de dezembro a abril, aproximadamente.
Além das condições edafoclimáticas, a variabilidade espacial também deve ser considerada para coleta de
amostras. O fato desta variabilidade ser alta, como apresentado no item anterior, tem uma implicação prática
bastante importante: uma amostragem bem feita exige a coleta de grande número de amostras. Assim,
para talhões de até 10 ha, recomenda-se a coleta de uma amostra composta por duas sub-amostras por ha,
recolhidas em toda área.
Para facilitar a amostragem, deve-se começar pelo vértice do talhão. Se o espaçamento entre sulcos for de 1,5
m, o amostrador deve contar inicialmente 33 sulcos e adentrar no talhão neste sulco (33º sulco). Em seguida,
ele deverá dar aproximadamente 30 passos (25 m) e coletar uma sub-amostra. Coletada a sub-amostra, ele
deverádarmais60passos(50m)ecoletaroutrasub-amostra,prosseguindodestamaneiraatésairnocarreador.
No carreador, o amostrador deverá então contar 66 sulcos, adentrando no talhão novamente e prosseguindo
como anteriormente citado. Desta forma, ao terminar o talhão, ele deverá ter coletado, aproximadamente, 2
sub-amostras por hectare. A figura 3 ilustra o caminhamento em um talhão.
60 passos
50m
60 passos
50m
30 passos
25m
33ª linha
66
linhas
66
linhas
Figura 3. Esquema de caminhamento
em talhão para coleta de amostras (as
estrelas vermelhas representam os
pontos de amostragem).
Para coleta das sub-amostras, o amostrador deverá caminhar com dois baldes e um enxadão. Em cada ponto
de amostragem, arranca-se parte de uma touceira para coleta de raízes. É importante que o arranque das
plantas para a coleta das raízes seja feito com cuidado, batendo o enxadão longe da touceira, de maneira a
permitir, sempre que possível, a retirada de raízes longas, pois os nematóides tendem a entrar no sistema
radicular pelas pontas das raízes.

39. 76 77
Depois que a touceira é arrancada, coleta-se uma parte das raízes (Figura 5) e a armazena em um dos
baldes.Nooutrobalde,coloca-seumpequenopunhadodeterra.Prossegue-sedessaformaatécoletar
todasassub-amostrasdaárea.Aofinal,osolodeveráserhomogeneizado,separando-seumaamostra
de aproximadamente 500g, enquanto das raízes, homogeneizadas, retira-se uma amostra de 50 a
100g. Em seguida, parte da terra (aproximadamente 250g) é colocada em um saquinho plástico. Sobre
ela, coloca-se a amostra de raízes e, em seguida o restante da terra (250g). Assim, cada amostra será
compostaporcercade50a100gderaízese500gdeterra.Amostrascoletadascorretamenteapresentam
grande quantidade de raízes vivas e solo levemente úmido, como apresentado na figura 6.
a b
c d
A figura 4 mostra uma sequência de arranquio de touceira, para coleta de raízes.
Figura 4. Sequência de tarefas para arranquio de touceira com enxadão para coleta de raízes:
(a) corte da parte aérea; (b) e (c) início do arranquio da touceira; (d) touceira arrancada na qual
nota-se o grande comprimento e volume das raízes.
Figura 5. Parte das raízes de uma touceira que deve
ser coletada para formar a amostra composta
Figura 6. Raízes e solo em boas
condições para análise nematológica.

40. 78 79
O saquinho contendo a amostra deverá ser fechado e devidamente identificado (Figura 7).
Durante o dia, enquanto as amostras são coletadas em campo, aquelas já adequadamente acondicionadas em
saquinhos plásticos e identificadas devem ser mantidas em caixa de isopor (Figura 8), na sombra, a fim de
evitar a incidência direta de raios solares sobre elas, que podem esquentar a amostra e matar os nematóides
presentes.
Depois de coletadas em campo, as amostras podem ser armazenadas por breve período (no máximo 1
semana) até serem enviadas ao laboratório para análise. Este armazenamento deve ser feito em local fresco,
de preferência com condicionador de ar, onde não recebam luz solar direta (Figura 9). Não é conveniente
armazenar as amostras em geladeira ou em freezer, pois elas tendem a se deteriorar muito rapidamente
quando retiradas destas condições.
Figura 7. Saquinho com amostra, identificado e
fechado.
Figura 8. Conservação das amostras em campo, durante o
dia de trabalho.
Figura 9. Armazenamento das
amostras em galpão, em local fresco,
sem incidência direta do sol.
Embora a época ideal para coletar as amostras seja o período chuvoso, deve-se evitar fazê-lo quando o solo
estiver encharcado, pois as raízes coletadas nestas condições apodrecem muito rapidamente, como ilustrado
na figura 10.
Para talhões maiores que 10 ha, é recomendável subdividi-los, para efeitos de amostragem, em talhões com
áreas não superiores a 10ha. Nesse caso, para cada parte do talhão, faz-se uma amostra composta.
Quando as soqueiras já foram destruídas e as áreas se encontram preparadas para o plantio da cana, pode-se
plantarcercade10covasportalhãohomogêneodeumavariedadesuscetívelqualquer,paraposterioranálise
das raízes dessa variedade. O plantio desta variedade, conhecida como isca de campo, deve ser feito entre
setembro e dezembro. Cerca de 60 a 90 dias depois do plantio, as raízes e o solo da rizosfera das plantas são
coletadas, compondo uma amostra, e enviadas para análise em laboratório. Desta forma, antes do plantio da
cultura definitiva na área, é possível fazer um diagnóstico seguro da ocorrência de nematóides no local.

41. 80 81
populações baixas em campo são diagnosticadas como muito elevas em condições de vaso. Por outro lado,
espéciesdeMeloidogynenãosedesenvolvemsatisfatoriamenteemvasos,provavelmentedevidoàsoscilações
de temperatura e umidade. Em conseqüência, muitas áreas severamente infestadas por Meloidogyne são
consideradas pouco infestadas aos e analisar as iscas em vaso. Esses resultados levam a restringir o uso do
método de cultivo de cana-de-açúcar em vasos, visando determinar infestações de nematóides. Recomenda-
se que tal método seja utilizado somente quando não foi possível proceder às amostragens normais em
campo.
Outro inconveniente de utilizar iscas em vaso é que não há uniformidade nas condições de condução de tais
iscas, já que o tamanho dos vasos, frequência de irrigação e insolação são diferentes para cada usina e, tais
fatores interferem no estabelecimento e multiplicação dos nematóides. Em certas condições, o tratamento
dado aos vasos é impróprio para o desenvolvimento das plantas, que, por não emiterem raízes, levam a um
diagnóstico errado da situação em campo.
4. INTERPRETAÇÃO DOS DADOS DA ANÁLISE
Apósaanálisedaamostra,énecessáriointerpretarosresultados,ouseja,definirseaspopulaçõesencontradas
são prejudiciais à cultura em questão, se estão em nível populacional baixo, médio ou alto. Para isso, é
necessário conhecer as condições da área onde a amostra foi coletada, já que muitos fatores interferem nas
populações de nematóides, como visto no item 2 deste capítulo. Assim, para uma correta interpretação dos
dados, é imprescindível que a amostra seja acompanhada das seguintes informações:
- cultura;
- variedade;
- estágio (se for cana, se cana planta ou soca);
- idade (se for cana, meses após o plantio ou corte);
- tipo de solo;
- data de coleta da amostra;
- uso de nematicida na área.
Figura 10. Amostras deterioradas em consequência
da coleta com solo encharcado ou devido ao
armazenamento em más condições.
Algumas unidades optam por levar o solo da área a ser avaliada para um viveiro, acondicionando-o em
vaso, no qual são plantadas uma ou duas gemas de uma variedade suscetível. Nessas condições, as plantas
permanecemtambémpor60a90dias,findososquaissãoarrancadasesuasraízes,encaminhadasaolaboratório
para análise. O inconveniente de se utilizar esse método, conhecido por iscas em vaso ou iscas em viveiro, é
que as populações observadas nessas iscas nem sempre correspondem àquelas obtidas em campo.
Algumas espécies, como as de Pratylenchus, estabelecem-se muito bem em condições de vasos e, não raro,

42. 82 83
WINDHAM, G.L. Plant nematode interactions. Madison: ASA, CSSA and SSSA, 1998. Agronomy
Monographs, 36. p. 173-185.
TAYLOR, A. L.; SASSER, J.N. Biology, identification and control of root-knot nematodes (Meloidogyne
species). Raleigh: North Caroline State University Graphics, 1978. 111 p.
WALLACE, H. R. Abiotic influences in the soil environment. In: ZUCHERMAN, B. M.; MAI, W.F.; ROHDE,
R.A.. Plant parasitic nematodes. New York: Academic Press, 1971. p. 257-280.
WALLACE, H. R. Nematode ecology and plant disease. London: Edward Arnold, 1973. xxp.
YEATES, G. W. Nematode populations in relation to soil environmental factors: a review. Pedobiologia, v.
22, p. 312-338, 1981.
YOUNG, L. D. Breeding for nematode resistance and tolerance. In: BARKER, K. R.; PEDERSON, G.A.;
WINDHAM, G.L. Plant nematode interactions. Madison: ASA, CSSA and SSSA, 1998. Agronomy
Monographs, 36. p. 187-207.
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
BARKER, K. R.; WEEKS, W.W. Relationships between soil and levels of Meloidogyne incognita and tobacco
yeld and quality. Journal of Nematology, v. 23, n. 1, p. 82-90, 1991.
DINARDO-MIRANDA, L.L. Nematóides. In: DINARDO-MIRANDA, L.L.; VASCONCELO, A.C.M.;
LANDELL, M.G.A. Cana-de-açúcar. Campinas: IAC, 2008. p. 405-422.
JOHNSON, A. B.; SCOTT, H.D.; RIGGS, R.D. Penetration of soybean roots by soybean cyst nematode at
high water potentials. Agronomy Journal, v. 85, n. 2, p. 416-419, 1993.
MCSORLEY, R. Population dynamics. In: BARKER, K. R.; PEDERSON, G.A.; WINDHAM, G.L. Plant
nematode interactions. Madison: ASA, CSSA and SSSA, 1998. Agronomy Monographs, 36. p. 109-133.
NOE, J. P. Crop- and nematode-management systems. In: BARKER, K. R.; PEDERSON, G.A.; WINDHAM,
G.L. Plant nematode interactions. Madison: ASA, CSSA and SSSA, 1998. Agronomy Monographs, 36. p.
159-171.
NOE,J.P.DevelopmentofMeloidogynearenaria onpeanutandsoybeanundertwotemperaturecycles.Journal
of Nematology, v. 23, n. 4, p. 468-476, 1991.
NORTON, D. C. Ecology of plant-parasitic nematodes. New York: John Wiley, 1978. xxp.
ROBERTS, P. A.; W.C. MATTHEWS; J.C. VEREMIS. Genetics mechanisms of host-plant resistance to
nematodes. In: BARKER, K. R.; PEDERSON, G.A.; WINDHAM, G.L.Plant nematode interactions. Madison:
ASA, CSSA and SSSA, 1998. Agronomy Monographs, 36. p. 209-238.
SIPES, B. S.; SCHIMITT, D.P. Nematode-pesticide interactions. In: BARKER, K. R.; PEDERSON, G.A.;

43. 84