Boas Práticas de Laboratório para Biotério de Camundongos

Sandra Regina Alexandre-Ribeiro (Bióloga - Especialista em Biotério)
Instituto de Ciências Biomédicas- Universidade de São Paulo
BOAS PRÁTICAS
DE
LABORATÓRIO
BIOTÉRIO
DE CAMUNDONGOS
DEPARTAMENTO DE IMUNOLOGIA
2017

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BOAS PRÁTICAS DE LABORATÓRIO
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Biotério de
CAMUNDONGOS DEPARTAMENTO IMUNOLOGIA
Instituto de Ciências Biomédicas Universidade de São Paulo
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Biotério de Camundongos Departamento de Imunologia
Instituto de Ciências Biomédicas da Universidade de São Paulo.
Sandra Regina Alexandre-Ribeiro (Bióloga - Especialista em Biotério)

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Biotério de
1.1 Introdução
Os animais de laboratório são imprescindíveis para o desenvolvimento das
ciências biológicas e da saúde, sendo de grande relevância para a saúde
humana e animal. A disponibilidade de animais de laboratório por si só não
traduz a importância que representam nos resultados dos experimentos em
que estão envolvidos. É preciso observar que determinadas características são
fundamentais para que os animais desempenhem de forma satisfatória seu
papel. Logo, os animais produzidos com a finalidade de serem utilizados em
pesquisa devem possuir características genéticas e sanitárias (padrão de
qualidade) avaliadas rotineiramente, visando a certificação das colônias de
criação animal. Portanto, é necessária a constante supervisão para aplicação
correta das técnicas de manejo zootécnico que garantam as condições
sanitária e genética dos animais. Além do monitoramento das condições
ambientais recomendadas a cada espécie, para propiciar bem-estar de forma a
não interferir no equilíbrio fisiológico, biológico e comportamental. Além disso, o
emprego de práticas e procedimentos de biossegurança, destinados a evitar a
contaminação dos animais, pessoas, ambiente interno e meio ambiente
também devem ser considerados.
A padronização dos animais e um rigoroso controle sanitário tem diminuído o
número de animais utilizados na pesquisa reduzindo as variações dentro e
entre os grupos de testes, contribuindo, portanto, para o bem-estar e a saúde
dos animais de laboratório bem como reduzindo os riscos para a saúde
humana (FELASA 1999). Com o desenvolvimento crescente de novas
mutações em camundongos (transgênicos, Knockouts e knockin) tornou-se
uma prática rotineira, nos biotérios, a entrada de novos animais para a
realização de muitos experimentos. Entretanto, deve-se ter em mente que a
população animal residente é colocada em risco cada vez que uma nova
linhagem é introduzida. A entrada de um único animal infectado pode levar a
uma doença epidêmica acarretando perda de dados de pesquisa e de tempo já

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que a eliminação de um patógeno pode levar anos. A ocorrência de
enfermidades nos animais residentes pode ser evitada por precauções que
devem ser tomadas na origem dos animais (FELASA 1996, IVIS 203, NRC
2003). Assim, a qualidade começa com a definição do padrão microbiológico e
parasitário de cada linhagem. O ideal é que os biotérios possuam em suas
instalações barreiras sanitárias e programas de vigilância de saúde que
monitorem determinados microrganismos certificando que suas colônias
estejam livres de patógenos específicos (Jonas 1976, IVIS 2003). A garantia da
qualidade e os programas de vigilância, utilizados atualmente em colônias de
roedores são vitais para prevenção de doenças clínicas, como também de
agentes adventícios (externos, estranhos) que possam interferir com a
pesquisa (FELASA1996).
1.2 Objetivo
O BPL é um Sistema de Qualidade que abrange o processo organizacional e
as condições em que estudos são planejados, gerenciados, desenvolvidos,
monitorados, registrados, arquivados e relatados.
E tem como objetivo padronizar procedimentos e práticas que devem ser
seguidas para garantir segurança aos funcionários e confiabilidade dos
resultados. Para que tudo possa ocorrer da maneira correta é necessário
treinamento de pessoas, estrutura, organização e limpeza, equipamentos e
materiais. O cuidado com todos os reagentes do laboratório também está
dentro da boa pratica laboratorial, pois o profissional deve estar ciente de como
fazer um determinado processo do início ao fim, seja ele com um produto
químico, biológico ou animal, no caso de biotérios.
No laboratório tudo deve estar devidamente identificado, as
amostras para análise devem ser bem fechadas em embalagens de forma que

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não haja risco de contaminação, devendo ser armazenadas em local adequado
e, as instruções de trabalho devem ser rigorosamente seguidas. Todos os
dados obtidos durante as análises devem ser registrados, todos os registros
devem ser originais e não podem ser rasurados.
Com as boas práticas aplicadas e seguidas devidamente, o Biotério
terá qualidade não só em seu serviço como também na sua estrutura.
1.3. Justificativa
A pesquisa científica e as atividades relacionadas ao desenvolvimento
tecnológico ainda requerem animais de laboratório para prosseguir realizando
avanços na compreensão da vida, na prevenção e no tratamento de doenças.
A pesquisa animal, conduzida com ética e responsabilidade, oferece sempre
expectativas para o desenvolvimento de novos métodos de prevenção,
tratamento, cura e controle de doenças, do sofrimento e da dor (ACLAM 2004).
Em unidades de produção de imunobiológicos e/ou pesquisa, os
Biotérios são parte do controle de qualidade e fundamentais ao
desenvolvimento de novos produtos. A existência de um manual de boas
práticas em biotérios trará inúmeros benefícios, garantindo a segurança no
manejo animal. Desta forma, temos o embasamento teórico para o correto
procedimento técnico na experimentação animal.
A confecção do BPL vem corroborar a padronização dos processos
internos, diminuindo assim a existência de erros e incoerência nas tarefas,
assim como no gerenciamento da qualidade.

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BIOTÉRIO

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2.1. Introdução
O Biotério de Camundongos do Departamento de Imunologia (BCDI)
está situado no Edifício ICB IV, andar térreo, e ocupa uma área aproximada de
550m2
.
As instalações atendem as normas requeridas em biotérios para
criação e manutenção de linhagens SPF (Specific Pathogen Free), além de
cumprir as exigências do CONCEA. O biotério está cadastro no CIUCA sob o
número CIAEP 01.0047.2013 e possui Certificado de Qualidade em
Biossegurança número - ICB_CQB 46/1998.
O ambiente é controlado e possui um sistema de condicionamento
central de ar constituído de filtros EPA na entrada e saída de ar. Os animais
são mantidos em micro isoladores nas racks ventiladas, além de fluxos
laminares para manipulação dos mesmos.
O BCDI está subdividido em 3 grandes áreas:
- Área de Expansão de camundongos: atualmente possui cinco salas para
criação animal, uma grande sala para estoque de insumos e materiais
esterilizados, uma sala para a manutenção animal e corredores com circulação
controlada, além de vestiários com banho e espaço para troca de uniformes;
atualmente são expandidas aproximadamente 50 linhagens isogênicas,
transgênicas e Knockout de camundongos para uso em pesquisa, todas com
controle genético e qualidade sanitária controlada.
- Experimentação: possui nove salas distribuídas entre os diversos docentes
do Departamento de Imunologia, dois laboratórios para manipulação animal e
uma sala para estudo de comportamento;
- Área de lavagem: onde é realizada a limpeza, higienização e esterilização
dos insumos.
A equipe técnica passa por treinamento periódico, sendo formada por
cinco técnicos de nível básico, um de nível médio e, um de nível superior

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(biólogo) todos apresentando experiência em criação e manutenção de animais
SPF.
2.2. Layout e Divisões internas do BCDI

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2.3. Divisões internas
Área 1: Experimentação de camundongos
✓ 9 Salas de animais
✓ 2 Laboratórios de manipulação animal
✓ 1 Sala de comportamento animal
✓ 1 Área de passagem
Área 2: Expansão de camundongos
✓ 5 Salas de criação
✓ 2 Sala de estoque de material
✓ 1 Sala de estoque de camundongos
Área 3: Higienização e esterilização de materiais
✓ Área de limpeza e lavagem, preparo de caixas, área de
esterilização de materiais e insumos, copa e área de descanso.
Experimentação
24%
Expansão
13%
Higienização
9%
Área de
Circulação…
Distribuição de Áreas do BCDI
Experimentação Expansão Higienização Corredores

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2.4. Treinamento básico para início de atividade experimental
Os profissionais envolvidos com experimentação animal deverão ter
conhecimento dos fundamentos das Ciências de Animais de Laboratório e
receber treinamento apropriado:
1. “Curso de treinamento no uso de animais de experimentação” ministrado no
ICB pela Comissão de Ética no Uso de Animais (online);
2. “ Curso Biossegurança e Boas Práticas de Laboratório” ministrado no ICB
pela Comissão Interna de Biossegurança (online);
3. “Vídeo presencial” oferecido pelo BCDI.
É importante que cada profissional conheça os potenciais riscos associados
ao trabalho, principalmente quando realiza a manipulação e contenção de
animais bem como dos microrganismos envolvidos, se houverem. Cada
profissional deve também conhecer os procedimentos para acesso e saída da
área experimental, além de estar apto a enfrentar de forma correta eventuais
acidentes. O reforço desse treinamento deve ser anual e adicional quando
houver mudança de procedimentos ou políticas de biossegurança (WHO 2001,
2003).
De acordo com as recomendações da Organização Mundial de Saúde e as
recomendações da Sociedade Brasileira de Ciência em Animais de Laboratório
(SBCAL), cada profissional treinado deve:
1. Conhecer os procedimentos experimentais envolvidos no experimento;
2. Conhecer os procedimentos de biossegurança;

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3. Conhecer os aspectos sociais e éticos relacionados à experimentação
animal;
4. Entender e respeitar as regras gerais do biotério, as de biossegurança e
onde, como e por que os procedimentos são realizados;
5. Entender teoricamente a base da tarefa a ser realizada, para preservar o
bem-estar animal, a relevância da finalidade científica e a biossegurança;
6. Ser competente no manuseio de animais e de outras técnicas relacionadas à
experimentação animal;
7. Ser hábil para reconhecer a dor e o desconforto assim como saber avaliar o
status de bem-estar do animal com que se está trabalhando;
8. Estar ciente da necessidade e ser capaz de ações apropriadas, quando
eventos adversos ocorrem durante ou após o experimento;
9. Ser competente para aplicar medidas apropriadas visando minimizar a
interferência de fatores que afetam o bem-estar animal quando
procedimentos são conduzidos;
10.Ter conhecimento dos Procedimentos Técnicos em uso no biotério e dos
que dizem respeito à experimentação animal, biossegurança e cuidados com
os animais.
Complementarmente ao treinamento, deve haver o acompanhamento do
iniciante por um profissional com experiência comprovada em experimentação
animal. A orientação deverá basear-se nos procedimentos de biossegurança e

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operacionais do biotério, bem como nas práticas experimentais a serem
utilizadas no desenvolvimento dos ensaios biológicos específicos.
2.5. Vacinação
“Quando apropriado, a equipe técnica e de apoio deve estar vacinada
contra os agentes infecciosos relacionados aos experimentos conduzidos
nas instalações NB-2” (CTNBio 2006).
Recomenda-se ao pessoal que trabalha com animais de laboratório,
imunizações profiláticas de acordo com o tipo de exposição e o agente
infeccioso envolvido nos experimentos. Como exemplos temos as vacinas
contra hepatite B, raiva e os toxóides diftérico e tetânico.
O tempo negativo da vacina deve ser observado para que se inicie a
atividade que envolve o risco para a qual a vacina foi recomendada.
É importante observar que todo o pessoal que trabalha com animais de
laboratório deve estar vacinado contra o tétano e apesar da vacinação ter
prazo de dez anos, deve ser refeita nos casos de mordidas ou arranhões
de animais ou a critério médico (Creighton University 2004).

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A indicação de imunização compete ao pesquisador principal e ao
responsável pelo biotério, consoante com a área médica da instituição. Para os
usuários do biotério de experimentação deve-se considerar todo o contexto dos
riscos a que estão sujeitos no ambiente do biotério, além dos agentes
envolvidos.
2.6. Autorizações
Segundo a CTNBio 2006 “Cabe ao Coordenador Técnico a responsabilidade de avaliar
cada situação e autorizar quem poderá entrar ou trabalhar nas instalações NB-2”
A Coordenação do biotério deve estabelecer políticas, procedimentos e protocolos para
todos os procedimentos e acesso a essas instalações (WHO 2003).
Estas citações são básicas e se aplicam aos níveis 1 e 2 de biossegurança.
A adoção formal de autorização de acesso às áreas com restrição do
biotério deve ser adotada atendendo aos preceitos legais, no caso de
organismos e animais geneticamente modificados, bem como das
recomendações internacionais para manipulação de riscos biológicos,

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2.7. Autorização de acesso às instalações
• O credenciamento será efetuado pelo Especialista Responsável pelo
BCDI e está vinculado a aprovação do protocolo de experimentação
animal pela CEUA ICB/USP e, a apresentação dos certificados dos
cursos exigidos.
• O usuário receberá um cartão de acesso que não poderá ser
compartilhamento devendo ser devolvido ao se desvincular do
Departamento.
2.8. Fluxos operacionais
Fluxo de pessoas
“O acesso é limitado às pessoas autorizadas” (WHO 2003)
O biotério possui um sistema capaz de identificar, individualmente, o dia e
horário de cada acesso nas instalações.
“É necessária a paramentação antes da passagem para a área de animais”
(CNTBio2006).
“Todos os trabalhadores com possibilidade de exposição a agentes
biológicos devem utilizar vestimenta de trabalho adequada e em condições de
conforto”. “A vestimenta deve ser fornecida sem ônus para o empregado”
(MTE2005).

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“Os técnicos e usuários não devem deixar a área do biotério com os
equipamentos de proteção individual e as vestimentas utilizadas em suas
atividades laborais” (MTE2005; WHO 2003).
2.9. Processo de Paramentação
O primeiro procedimento para acesso ao biotério é fazer uso de sapatilha.
Esse processo evita o carreamento da sujeira presente nos calçados para o
interior das instalações, eliminando assim uma importante fonte de
contaminação. O uso de guarda pó (avental), máscara, touca e sapatilhas é
obrigatório para qualquer usuário.
“No interior das instalações, os frequentadores devem utilizar
equipamentos apropriados de proteção individual tais como
jalecos, luvas, gorros, máscaras, óculos protetores, sapatilhas,
entre outros, os quais devem ser retirados antes da pessoa deixar
as instalações credenciadas”. Sendo PROIBIDO o uso dessas
roupas fora das instalações.(CTNBio 2006)
Resumo do Processo de Paramentação:
Passo 1: Colocar sapatilha e passar pelo banco de passagem e acessar
a área do biotério.

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Na área controlada do biotério
Passo 2.1: Colocar touca (manter cabelo sempre preso);
Passo 2.2: Colocar máscara;
Passo 2.3: Colocar Avental (fornecido pelo biotério);
Passo 2.4: Colocar luvas
IMPORTANTE - Uma recomendação adicional de biossegurança é o uso
de dois pares de luvas, um deverá ser utilizado na sala de manipulação ou
de animais e o outro após o manejo de maneira a reduzir sensivelmente o
carreamento de microrganismos para outras áreas internas do biotério.
O UNIFORME É DE USO EXCLUSIVO NO BIOTÉRIO E
NÃO
DEVE SER UTILIZADO EM OUTRAS ÁREAS DA
INSTITUIÇÃO

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2.10. Transporte de produtos biológicos e materiais provenientes dos
laboratórios
Os materiais e insumos provenientes da área externa ao biotério e que se
destinam à experimentação animal devem ser transportados em caixas
apropriadas ao nível de risco. De acordo com as Resoluções da Comissão
Técnica Nacional de Biossegurança (CTNBio).
Os produtos provenientes dos laboratórios sejam amostras de vacinas,
soluções, suspensões de microrganismos, perecíveis ou outros que contenham
risco biológico e que se destinam à área de experimentação animal devem ser
transportados em recipiente primário apropriado e, como recipiente secundário,
em caixa termoplástica resistente a impacto e com trava de segurança.
O usuário deverá possuir valise (caixa individual) contendo
todo o material a ser utilizado na experimentação (pinça,
tesoura, agulha, seringa, lâmina, lamínula, pipeta Pasteur,
material para depilação animal, micro capilar, etc...).

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2.11. Solicitação de animais
O BCDI atenderá as solicitações de animais de laboratório, destinados à
pesquisa com as linhagens previamente selecionadas com ciência e
anuência da Comissão de Biotério do Departamento de Imunologia.
1. O BCDI_BMI atenderá pedidos de animais somente para projetos que
tenham aprovação na Comissão de Ética no Uso de Animais – CEUA/ICB.
2. A criação será provisionada mediante as requisições encaminhas ao BCDI,
prevendo tempo para planejamento e reprodução do modelo biológico.

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OS CASAIS DA COLÔNIA DE EXPANSÃO SÃO ESTABELECIDOS A
PARTIR DOS ANIMAIS PROVENIENTES DO BIOTÉRIO DE MATRIZES
3. As linhagens de animais “Knockout”, transgênicas e isogênicas pouco
utilizadas necessitam de um prazo de pelo menos quatro meses para sua
expansão, pois são mantidas em número pequeno de casais e/ou criadas no
Biotério de Matrizes. A previsão para a utilização sistemática destas linhagens
deverá ser efetuada com no mínimo seis meses de antecedência.
4. Os animais a serem utilizados na experimentação deverão ser solicitados
através do site http://bci.icb.usp.br:4884/login/
As solicitações deverão especificar a linhagem, o sexo, a quantidade, idade
dos animais requisitados e solicitação de animais pareados.
5. As solicitações serão atendidas por ordem de chegada.
6. Os animais solicitados serão colocados nas respectivas salas de
experimentação às quartas feiras no período da tarde.
7. Logo após a disponibilização dos animais o usuário poderá consultar no site
se sua entrega foi realizada. Qualquer dúvida quanto à solicitação, caberá ao
técnico responsável pela liberação de animais esclarecê-la.
8. O BCDI disponibilizará os animais, as gaiolas, os bebedouros, a ração e os
funcionários necessários à manutenção animal, sendo os demais recursos
necessários à pesquisa de responsabilidade do pesquisador, devendo o
mesmo providenciá-los em tempo hábil.

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9. Quaisquer alterações no cronograma estabelecido para o desenvolvimento
experimental que venham a interferir no atendimento do BCDI deverão ser
comunicadas, por escrito, pelo pesquisador ou professor responsável, em
tempo hábil para o cancelamento da produção e remessa.
10. Se o projeto de pesquisa for suspenso ou cancelado pela Comissão de
Ética no Uso de Animais – CEUA/ICB, estiver com prazo vencido ou o número
de animais entregues exceder a solicitação inicial, o fornecimento de animais
também será suspenso ou cancelado até que as irregularidades sejam
sanadas e novo credenciamento seja fornecido pela CEUA/ICB.
Neste caso, a retomada do fornecimento deverá respeitar novamente os prazos
para planejamento e produção.

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LABORATÓRIO
DE MANIPULAÇÃO
ANIMAL

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3.1 INTRODUÇÃO
A classificação do BCDI quanto às atividades desenvolvidas é de Biotério
Integral, ou seja, um biotério onde são exercidas atividades de manutenção e
criação acrescendo-se àquelas de experimentação, mediante instalações e
laboratórios adequados às pesquisas, bem como área de alojamento para os
animais inoculados.
Os laboratórios de manejo animal são uma unidade dentro do biotério e suas
instalações e equipamentos foram projetados de modo a facilitar a locomoção,
limpeza e desinfecção do local.
Tem por finalidade a realização dos procedimentos animais propostos pelos
diferentes grupos de pesquisa do Departamento de Imunologia ICB/USP. As
condições ambientais são as mesmas mantidas nas salas de criação e
manutenção animal.
3.2 Planta da área de Experimentação

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3.3 Capela de contenção biológica
A reserva para utilização da capela de contenção biológica deverá ser
realizada com no mínimo 24 horas de antecedência, a anotação deverá ser
feita em planilha apropriada localizada em suporte na bancada do Laboratório 1
ou fixado na porta de entrada do laboratório 2.
Sua limpeza “é obrigatória” antes e após o manejo animal e deve ser feita
com papel descartável e solução desinfetante (álcool 70%) que se encontram à
disposição sobre a bancada dos laboratórios.
3.4 Substâncias pré-anestésicas e anestésicas
TABELA 3.4.1- Pré-anestésicos comumente utilizados em animais de
laboratório
Fármaco Camundongo Rato
Atropina 0,05mg/kg SC, IP 0,05 mg/kg IP, SC
Acepromazina 2-5 mg/kg SC, IP 1-2,5 mg/kg IM, IP
Diazepam 5 mg/kg IP 2,5-5 mg/kg IP
Xilazina 5-10 mg/kg IM, IP 5-10 mg/kg IM, IP
Tramadol 2-5 mg/kg IM, IP 2-5 mg/kg IM, IP
Legenda: IM (Intramuscular); SC (subcutâneo); EV (Endovenoso); IP (Intraperitoneal)

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Tabela 3.4.2 - Anestésicos em associação comumente utilizados em animais
de laboratório.
Quetamina + Xilazina
80-100mg/kg IP
10mg/kg IP
75-100mg/kg IP
10-20mg/kg IP
Quetamina + Acepromazina
100mg/kg IP
5mg/kg IP
75mg/kg IP
2,5mg/kg IP
Quetamina + Diazepan
100mg/kg IP
5mg/kg IP
75mg/kg IP
5mg/kg IP
Quetamina + Xilazina +
Acepromazina
80-100mg/kg IP
10mg/kg IP
3mg/kg IP
40-50mg/kg IP
2,5-10mg/kg IP
0,75mg/Kg IP
Legenda: IM (Intramuscular); SC (subcutâneo); EV (Endovenoso); IP (Intraperitoneal)
3.5 Substâncias utilizadas no pós-cirúrgico
Tabela 3.5.1 - Anti-inflamatórios comumente utilizados em animais de
laboratório no pós-cirúrgico.
Dipirona 50mg/Kg VO, SC; BID 50mg/Kg VO, SC; BID
Paracetamol 300mg/Kg VO; BID 100-300mg/Kg VO; BID
Cetoprofeno 5mg/Kg VO, SC; SID 5mg/Kg VO, SC; SID
Carprofeno 5mg/Kg VO; BID 5mg/Kg VO; BID
Legenda: VO (Via Oral); IM (Intramuscular); SC (subcutâneo); SID (1 vez por dia), BID (2 vezes por dia)

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Tabela 3.5.2 - Antibióticos comumente utilizados em animais de laboratório no
pós-cirúrgico.
Enrofloxacino 2,5-5mg/Kg VO, SC; BID 2,5-5mg/Kg VO, SC; BID
Penicilina 100.000UI/Kg SC; SID 100.000UI/Kg SC; SID
Cefalexina 15-60mg/Kg VO; BID 15-60mg/Kg VO; BID
Ampicilina 50-150mg/Kg VO, SC; BID 50-150mg/Kg VO, SC; BID
Legenda: VO (Via Oral); IM (Intramuscular); SC (subcutâneo); SID (1 vez por dia), BID (2 vezes por dia)
3.6 Eutanásia
O termo eutanásia é derivado do grego cujo “eu” significa “bom” e thanatos
“morte”, ou seja, boa morte sem dor ou estresse. Eutanásia é a conduta pela
qual se busca abreviar a vida de um ser vivo, sem dor ou sofrimento. As
técnicas de eutanásia devem resultar em rápida perda da consciência seguida
por interrupção cardiorrespiratória e, por último a perda da função cerebral.
A técnica deve minimizar qualquer estresse ou experiência de ansiedade
para o animal antes do sacrifício. O método escolhido deve ser rápido, indolor,
adequado à espécie, idade e número de animais. Também, a finalidade para a
qual o animal será utilizado deve ser considerada, pois o método adotado pode
interferir no resultado final de um experimento.
Seja qual for a escolha, o procedimento deve ater-se a preceitos éticos
fundamentados na minimização do sofrimento do animal.

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3.6.1. Método Físico: Deslocamento cervical
Trata-se de um procedimento rápido, que em frações de segundo leva o
animal a perda total de sensibilidade devido ao rompimento da medula
espinhal, seguido de morte. É indicado quando a adoção de outros métodos
possa invalidar o resultado final da informação desejada. Para roedores de
laboratório, o animal deve ser apoiado sobre uma superfície em que ele possa
agarrar-se, para dar mais firmeza na realização do procedimento.
O deslocamento cervical consiste em segurar a cauda do animal com uma
das mãos e com a outra apoiar uma pinça cirúrgica, ou objeto similar,
transversalmente sobre sua região cervical (pescoço). A seguir, pressiona-se
firmemente a pinça para baixo e para frente, empurrando a cabeça do animal,
enquanto que, simultaneamente, traciona-se a cauda em sentido oposto, para
trás. Com o rompimento da medula espinhal, um espaçamento de 2 a 4 mm
entre o côndilo occipital e a primeira vértebra cervical torna-se palpável.
Durante alguns segundos ainda pode-se detectar alguma atividade muscular,
todavia trata-se de movimentos reflexivos, pois a perda total de sensação
dolorosa e a morte são imediatas.
É o método mais simples e humanitário adotado para eutanásia de
camundongos, e ainda pode ser realizado manualmente para cobaias.
3.6.2. Método Químico: Dióxido de Carbono
Dos métodos de eutanásia por inalação, o CO2 é o mais recomendado para
pequenos roedores de laboratório, principalmente para grandes quantidades de
animais, pois é barato, não inflamável, não explosivo e seguro, desde que
aplicado com equipamento apropriado. Pode ser encontrado sob o estado
gasoso ou líquido, mantido em cilindros, ou sob a forma de gelo seco.

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Pelo fato de o CO2 ser uma vez e meia mais pesado do que o ar se
concentra na parte inferior do recipiente que o contém, portanto a abertura da
câmara deve ser localizada no teto. Esse gás tem rápida ação letal por
provocar depressão do sistema nervoso central, mas ainda assim, após
detecção de parada respiratória, recomenda-se manter os animais na câmara
por mais 10 minutos, para confirmação de sua morte.
Como uma considerável quantidade de CO2 permanece no recipiente, e
caso mais animais devam ser sacrificados, os níveis do gás podem ser
completados novamente para o outro lote. Com a utilização de CO2, o tempo
necessário para eutanásia de animais jovens é maior do que para adultos.
Consequências dos Métodos: O deslocamento cervical pode provocar
ruptura dos vasos sanguíneos cervicais e torácicos podendo causar
hemorragias oro-nasal ou hemotórax. No uso de dióxido de carbono pode-se
observar congestão e edema pulmonar.
3.7. VIAS DE ADMINISTRAÇÃO
A escolha da via de administração depende das características físico-
químicas da droga, do tipo de experimento (tempo de absorção) e do modelo
animal. As drogas podem ser administradas pelas vias enteral ou parenteral. A
primeira envolve o trato gastrointestinal que engloba a via oral, sublingual e
retal. A segunda trata das vias que não utilizam o sistema digestório,
produzindo absorção mais rápida em relação à administração enteral.
As vias de administração são de fundamental importância pois determinam a
velocidade de atuação, a intensidade e a duração de ação da droga
comumente utilizada em animais de laboratório.

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A TABELA 3.3 Apresenta as vias de Administração mais Comumente
Utilizadas Em Animais De Laboratório.
3.7.1 ADMINISTRAÇÃO ENTERAL
VIA ORAL
Também conhecida como “Per OZ”, normalmente utilizada no tratamento de
colônias ou grupos de animais. Sua vantagem é que a droga pode ser
adicionada, na maioria dos casos, na água de beber ou no alimento (Tabela
3.4). Entretanto, algumas drogas são administradas diretamente no tubo
esofágico ou estomacal (Figura 3.1). Para tanto, essa deve estar na forma
líquida de solução ou suspensão.
TABELA 3.3 - VIAS DE INOCULAÇÃO POR ESPÉCIE
Espécie PO EV IM SC
Camundongos
e
Ratos
Ração, água, agulha
com ponta
arredondada.
Veias: caudal,
sublingual ou subclávia.
Músculos da
coxa
Região dorsal e
dorso lateral
PO = Per Oz EV = Endovenosa IM = Intramuscular SC = Subcutânea
A absorção por esta via ocorre principalmente no intestino delgado, que
apresenta grande área de vascularização, podendo ocorrer pequena absorção
no estômago se a droga estiver fortemente ionizada ou se for um lipídio
solúvel.
O pico máximo de concentração plasmática de muitos compostos pode ser
atingido três horas após sua administração. Entretanto, tanto a média como a
extensão de absorção pelo trato gastrintestinal varia entre as espécies, sendo
porém igual dentro da mesma espécie.

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TABELA 3.4 - CONSUMO DE ALIMENTO E ÁGUA POR ESPÉCIE.
Espécie Consumo de ração/100g de peso Consumo de água/100g de peso
Camundongo 15 gr 15 ml
Rato 10 gr 10 – 12 ml
Fig. 3.1 – Inoculação pela via oral (gavagem)
3.7.2 ADMINISTRAÇÃO PARENTERAL
VIA ENDOVENOSA
A via endovenosa é utilizada, para a administração de drogas diretamente
na circulação sanguínea em solução. O volume inoculado pode ser
precisamente controlado, levando em consideração peso, idade e sexo do
animal. Sua vantagem é a rápida distribuição dos produtos nos tecidos e

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órgãos do corpo. As drogas administradas por esta via devem ser neutras e
não irritantes. Entretanto, podemos utilizar drogas que se apresentam irritantes
aos tecidos musculares ou que produzem necrose subcutaneamente devido à
diferença de pH, pois o sangue possui capacidade tampão.
A administração em camundongos e ratos é normalmente realizada pelas
veias da cauda e para coelhos e cobaias utiliza-se a veia marginal do pavilhão
auricular (Figura 3.2).
FIG.3.2 - Inoculação endovenosa
VIA INTRAPERITONEAL
A via intraperitoneal é normalmente utilizada para a administração de
volumes relativamente grandes de drogas não irritantes na forma líquida, sendo

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uma das mais utilizadas na experimentação animal. A absorção por esta via é
relativamente rápida, ocorrendo nos tecidos e órgãos que compõem a cavidade
peritoneal, embora seja quatro vezes menor quando comparada à via
endovenosa. Grande parte da droga administrada no peritônio é absorvida pela
circulação portal, ficando sujeita a atividade metabolizante do fígado para
depois dar acesso à circulação geral. A inoculação deve ser efetuada sempre
no lado direito, do animal, próximo a coxa e paralelamente à linha Alba (Figura
3.3).
Fig.3.3 – Inoculação via intraperitoneal.
VIA INTRAMUSCULAR
Pode ser utilizada para administração de pequenos volumes de drogas
irritantes ao tecido, preparações que formam precipitados e drogas que

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necessitem de absorção intermediária entre a obtida pela via endovenosa e a
subcutânea (Figura 3.4).
A droga é normalmente administrada intramuscularmente na forma de
solução e suspensão aquosa ou oleosa. O músculo de escolha deve
apresentar grande superfície (o músculo femoral e o glúteo, dos membros
posteriores). O pico de concentração plasmática é estimado em cerca de 30 a
60 minutos após a administração da droga.
Fig. 3.4 – Inoculação via Intramuscular
VIA SUBCUTÂNEA
É a via utilizada quando se deseja absorção mais lenta que a obtida pela via
intramuscular. Pequenos volumes de drogas não irritantes em veículo aquoso
ou oleoso podem ser administrados subcutaneamente, enquanto na forma

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sólida são administradas por implantação na região subcutânea. O pico de
concentração plasmática de drogas em solução aquosa pode ser obtido 30 a
60 minutos após sua administração. Já os produtos implantados, apresentam
normalmente absorção gradual e constante. A administração é normalmente
realizada na região dorsal e dorso lateral do animal (Figura 3.5).
Fig.3.5 - Inoculação via subcutânea.
INTRADÉRMICA
É a administração de pequenas quantidades de droga entre as camadas da
pele. Essa via apresenta especial problema devido a relativa impermeabilidade
das camadas da epiderme uma vez que esta varia consideravelmente entre as
espécies. A eficiência com que a droga penetra através da epiderme depende
do veículo de sua preparação. A absorção é aumentada quando o veículo
utilizado for óleo ou emulsão de óleo em água, principalmente quando se utiliza

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óleo de origem vegetal ou animal. A absorção também é rápida quando
solventes orgânicos são utilizados como veículo de preparação.
Fig. 3.6 - Inoculação intradérmica
Tabela 3.5 - Volume Máximo (Ml) para Administração de Drogas
Espécie Animal
VIAS
Subcutânea
(ML)
Intramuscular
(ML)
Intraperitoneal
(ML)
Intravenosa
(ML)
Camundongos 2,0 Músculo da Coxa
0,05
2,0 – 3,0 Veia caudal
0,2
Rato 5,0 Músculo da Coxa
0,3
5,0 – 10,0 Veia caudal e
peniana
0,5

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3.8 COLETA DE FLUIDOS CORPÓREOS
O sangue é extraído dos animais para uma grande variedade de propósitos.
Devemos ter a consciência de que o processo pode ser desnecessariamente
estressante para o animal por causa do manejo, tipo de anestesia ou do
desconforto associado a uma determinada técnica. As mudanças fisiológicas
associadas ao aumento de tensão e estresse podem invalidar os resultados
experimentais. A comparação do sangue “normal” obtido pelo método de
canulação alojada permanentemente em animais em estado livre, com sangue
obtido por métodos convencionais demonstrou diferenças significativas, nos
níveis de prolactina, cortisol, corticosterona e glicose. Uma vez que o estresse
pode causar reações fisiológicas, deve-se inicialmente verificar o método de
coleta do sangue a ser utilizado para evitar possíveis alterações experimentais.
A escolha da técnica depende da espécie animal, do volume requerido, da
frequência da coleta e do tipo de anestésico a ser utilizado.
3.8.1 Coleta de Sangue
Se extrairmos de um animal uma grande quantidade de sangue rapidamente
ou, em curto intervalo de tempo, ele pode entrar em choque hipovolêmico de
curta duração e apresentar anemia por longo prazo. A obtenção de 10% do
volume de sangue desencadeia o início dos mecanismos homeostáticos
colinérgicos. Se o volume de sangue extraído for de 15-20% do volume total
ocorre uma redução do gasto cardíaco e da pressão sanguínea. A extração de
30-40% pode induzir o choque hemorrágico e a perda de 40% do volume
sanguíneo em ratos pode causar uma mortalidade de 50%. Volumes pequenos
extraídos em intervalos curtos e frequentes provocam anemia.
Como orientação para a retirada de fluidos corpóreos devemos analisar que
até 10% do volume de sangue circulante pode ser extraído por coleta em

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animais normais e bem nutridos, com mínimos efeitos adversos. Para sangrias
repetidas com curtos intervalos de tempo no máximo 1% do volume sanguíneo
circulante pode ser extraído a cada 24 horas (0,01 X volume sanguíneo
circulante ml/dia) isto é, aproximadamente=0,6ml/Kg/dia.
O volume sanguíneo circulante pode geralmente ser estimado em 50-70
ml/Kg de peso corporal. Entretanto, devemos ter cuidado com esses cálculos já
que a porcentagem de sangue circulante será mais baixa (-15%) em animais
obesos e velhos.
De modo geral, cerca de 5 a 10 % do volume total de sangue pode ser
retirado num período de 2 a 3 semanas e a reposição com fluídos deve ser
considerada em alguns casos. Para roedores, recomenda-se a utilização de
métodos microanalíticos, pois reduzem o volume de sangue retirado.
Para a obtenção de plasma e fluídos celulares recomenda-se a utilização de
anticoagulante.
TABELA 3.6 – Volume de sangue circulante em animais de Laboratório.
ESPÉCIES VOLUME DE SANGUE (ML/Kg) *
Camundongo 78 – 80
Rato 50 – 70
* Animais adultos, sadios e com nutrição adequada.
VIA RETRO-ORBITAL
A sangria pelo plexo retro-orbital (Figura 3.7) é realizada, sob anestesia,
quando um pequeno volume de sangue é requerido em roedores como
camundongos, ratos e hamsters.

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Fig. 3.7 – Sangria via retro-orbital
VENOSECÇÃO
É a obtenção de sangue por secção dos vasos sanguíneos superficiais. Os
vasos localizados na região caudal de roedores (ratos, camundongos e
hamsters) são normalmente os mais recomendados. Sem anestesia este
procedimento é desconfortável, portanto, recomenda-se anestesiá-lo.
VENOPUNÇÃO
É a obtenção de sangue diretamente do sistema circulatório. Por esta
técnica o volume de sangue obtido é maior que pela venossecção. Em coelhos
a veia marginal ou a veia central, localizada no pavilhão auricular, é a mais
utilizada. A anestesia pode ou não ser realizada e o animal deve ser colocado
em câmara especial de contenção. Para ratos e camundongos a veia mais
utilizada neste tipo de técnica é a caudal. A punção da veia submandibular em
camundongos é um método alternativo ao sinus orbital. Sendo um
procedimento rápido e humanitário, embora exija muita prática. O pequeno

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feixe vascular na fase posterior da mandíbula, característica da bochecha do
camundongo no ponto de confluência entre veia orbital, veia submandibular e
veias que drenam a região facial, formando o início da veia jugular.
Fig. 3.8 - Venopunção

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PUNÇÃO CARDÍACA
É a técnica mais utilizada quando se necessita um grande volume de
sangue, ou quando nos deparamos com espécies menores que não possuem
locais acessíveis para grandes coletas. Após a anestesia, o animal deve ser
colocado em uma superfície plana, em decúbito lateral direito e a agulha
inserida em um ângulo de 10 a 30o
acima do abdome, lateralmente ao
processo xifoide (Figura 3.9).
Fig. 3.9 – Punção cardíaca

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BIOSSEGURANÇA

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4. Biossegurança no Trabalho com Protozoários
4.1 TRYPANOSOMA CRUZI Classe de risco 2
O Trypanosoma cruzi é um protozoário transmitido ao homem por:
transfusão de sangue contendo formas tripomastigotas ou através das fezes do
hospedeiro invertebrado (triatomíneo). Outras formas de transmissão, menos
frequentes, são a congênita, leite materno ou por transplantes.
A infecção laboratorial pode ocorrer acidentalmente quando há contato
com lesões de pele ou com mucosas, principalmente a ocular. As formas
tripomastigotas sejam sanguíneas ou metacíclicas, são capazes de penetrar na
mucosa e nas soluções de continuidade da pele, invadindo os tecidos e se
diferenciando em formas amastigotas. Uma vez dentro do hospedeiro
vertebrado, o parasita pode causar forma aguda que se manifesta,
principalmente, por miocardite.
Em termos de acidente de laboratório a estratégia é iniciar o tratamento
imediatamente sem esperar o aparecimento de sintomas. Fazer o tratamento
específico contra o parasita com Nifurtimos sob orientação médica. Mesmo que
não haja clinicamente um quadro agudo, cerca de 30% dos indivíduos
infectados podem vir a desenvolver a forma crônica, em geral mais de 10 anos
após a infecção.
A forma crônica manifesta-se por miocardite, traduzida por arritmias e/ou
insuficiência cardíaca, e ainda pelas formas digestivas, caracterizadas pelo
megacólon e/ou megasôfago. Nesta fase, não é possível reverter os efeitos
causados pelo T. cruzi.
Risco de infecção laboratorial
O acidente de laboratório mais frequente é a auto-inoculação com
seringas e agulhas contaminadas por T. cruzi. Embora as culturas axênicas
sejam de menor risco dado à forma predominante não ser infectante, lembrar
que geralmente cerca de 10% dos parasitas são formas tripomastigotas
metacíclicas e, portanto, altamente infectantes.
Por outro lado, as culturas feitas com células infectadas oferecem o mesmo
risco que um animal infectado uma vez que contém formas tripomastigotas,
potencialmente infectantes. Seguir as regras para NB-2.

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Procedimento em caso de acidente
1) Quando aerossóis e/ou gotas forem projetadas à distância, limpar o local
com papel absorvente ou gaze embebida em álcool 70%. Nas roupas ou na
pele sature a área com álcool etílico a 70%.
2) Se uma gotícula de cultura cair na pele íntegra, limpar a pele
imediatamente com etanol 70% ou outro desinfetante.
3) Se o contato for com os olhos ou outras mucosas, lavar exaustivamente
com água corrente.
4) As feridas superficiais devem ser lavadas exaustivamente e cauterizadas
com nitrato de prata.
5) As feridas puntuais (agulha) devem ser espremidas para extrair o máximo
de sangue possível e cauterizadas.
6) Os itens 3, 4 e 5 mostram acidentes de Laboratório em que se recomenda
o tratamento com Nifurtimox; não se deve esperar a confirmação dos
resultados parasitológicos ou sorológicos para iniciar o tratamento. O
tratamento e o acompanhamento da evolução do caso deve ser feito por
equipe especializada, com controle sorológico antes e após o tratamento.
7) Comunicar imediatamente o responsável para que sejam tomadas as
providências cabíveis
Vacinas/Profilaxia
Não há vacina ou tratamento profilático. Todo o pessoal que manipula
o Trypanosoma cruzi deve ter monitoração sorológica a cada seis meses.
Trabalho com animais: NBA-2
O trabalho com animais infectados é o que oferece maior risco dado
que os animais têm comportamento imprevisível e contêm as formas

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tripomastigotas no sangue, potencialmente infectantes. Apenas pessoal
treinado deve trabalhar com animais infectados. A mordida por um animal
infectado deve ser evitada, pois existem relatos de transmissão por mordida de
camundongo infectado. A coleta de sangue do animal deve ser feita com o
animal imobilizado, usando os equipamentos de contenção usuais.
Após a coleta de sangue de animal infectado, nunca retire o ar da
seringa sem colocar um chumaço de algodão encharcado com solução
desinfetante na ponta da agulha.
Os materiais utilizados para o sangramento devem ser colocados em
solução desinfetante após o uso.
Quando o sangramento é feito na cauda de camundongos, cauterize-a.
Quando utilizar sangue para microscopia, use lamínulas de tamanho inferior à
lâmina. Desprezar as lâminas em frasco contendo solução desinfetante,
observando se a lamínula se desprendeu da lâmina. Estas mesmas regras
devem ser aplicadas às câmaras de Neubauer. Limpar todas as partes do
microscópio com solução desinfetante após o uso. Cuidado especial deve ser
tomado nas inoculações subcutâneas: a pele do animal pode ser transfixada
pela agulha que atinge então a mão do operador.
A manipulação de seringas e agulhas deve SEMPRE ser feita com uma
proteção na ponta. Após a manipulação, aspirar solução desinfetante na
seringa e manter todo o material utilizado imerso nesta solução por pelo menos
4 horas.
Descarte de animais infectados
Os animais mortos, infectados, não devem ser descartados no lixo
comum. Após o sacrifício dos animais, colocá-los em sacos plásticos, bem
vedados e congelá-los antes da incineração. As gaiolas dos animais devem ser
imersas em água sanitária por pelo menos quatro horas, e depois lavadas com
detergente. A maravalha deve ser ensacada e descontaminada, antes de ser
descartada.
Descontaminação e Limpeza
Álcool a 70%, hipoclorito de sódio a 1%, Extran®
(ou outro sabão neutro)
ou formalina a 4%.

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4.2. PLASMODIUM SPP Classe de risco 2
Protozoários do gênero Plasmodium são os agentes causais da
malária. Das quatro espécies que infectam o homem – P. vivax, P. falciparum,
P. malariae e P. ovale - somente o P. falciparum é cultivado in vitro.
A malária é transmitida pela picada da fêmea infectada de um mosquito
do gênero Anopheles que, por ocasião do repasto sanguíneo, inocula as
formas infectantes (esporozoítas) na corrente sanguínea, dando início ao ciclo
pré-eritrocitário seguido do eritrocitário. O indivíduo infectado apresenta como
principais sintomas: febre alta, mialgia, calafrios, náuseas e cefaleia.
Alguns laboratórios utilizam nos seus experimentos o modelo murinho,
o P. chabaude, cujo hospedeiro vertebrado são os roedores. Embora seja difícil
de estudar P. chabaudi no seu hospedeiro natural dada a dificuldade em sua
criação/manutenção (thamnomys), tem sido estudado extensivamente em
camundongos de laboratório, em grande parte usando o clone P. chabaudi
chabaudi (AS).
A patologia se assemelha à da malária humana em que os animais são
suscetíveis ao crescimento do parasita e patologia, como anemia, hipoglicemia,
alterações na temperatura corporal, perda de peso e morte ocasional.
As outras cepas clonadas variam em taxas de crescimento e virulência.
Uma característica única desta espécie é o seu curso prolongado de infecção.
Enquanto que parece persistir por anos no thamnomys, P. chabaudi (AS) pode
durar até três meses em camundongos das linhagens BALB/c e C57BL/6.
Além da infecção natural, a malária pode ser transmitida por transfusão
de sangue e hemoderivados. Laboratorialmente, a infecção pode ocorrer pela
manipulação do cultivo in vitro através de cortes provocados por objetos
perfuro-cortantes ou agulhas e seringas contaminados.
Cuidados especiais devem ser tomados para evitar a contaminação por
P. falciparum pois o cultivo in vitro de plasmódios requer hemácias e soro
humanos e, portanto, há ainda o risco de manipulação com outros agentes
patogênicos de classe de risco 2 ou 3.

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Vacina/Profilaxia
Inexistente
A malária murina é causada por plasmódio exclusivamente de roedores
e, consequentemente, não infecta o homem.
Descontaminação/Limpeza
Álcool a 70%, hipoclorito de sódio a 1%, sabão neutro.
4.3. YERSINIA PSEUDOTUBERCULOSIS Classe de risco 2
Yersiniose é o nome atribuído a uma gastroenterite veiculada por
alimentos e causada por duas espécies patogênicas do gênero Yersinia (Y.
enterocolitica e Y. pseudotuberculosis) que se caracteriza por diarreia aguda e
febre (principalmente em crianças jovens), dor abdominal, linfadenite
mesentérica aguda simulando apendicite (em crianças mais velhas e adultos),
com complicações em alguns casos como eritema nodoso (em cerca de 10%
dos adultos, principalmente mulheres), artrite pós-infecciosa (50% dos adultos
infectados) e infecção sistêmica. Diarreia sanguinolenta pode ocorrer em 10 a
30% das crianças infectadas por Y. enterocolitica. A bactéria pode causar
também infecções em outros locais como feridas, juntas e trato urinário. Uma
terceira espécie patogênica, a Y. pestis, agente causal da "peste bubônica" e
geneticamente similar à Y. pseudotuberculosis, infecta humanos por outras vias
que não o alimento. Apesar da similaridade genética, Y. pseudotuberculosis ou
Y. enterocolitica não causam peste bubônica em nenhuma circunstância.
Yersinia enterocolitica e Yersinia pseudotuberculosis são bacilos gram-
negativos. Y. enterocolitica não faz parte da microbiota normal humana, mas,
tem sido isolada, frequentemente, de fezes, feridas, escarro e linfonodos
mesentéricos de seres humanos. Y. pseudotuberculosis tem sido isolada do
apêndice doente de humanos. Ambas espécies são encontradas em animais

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Biotério de
como porcos, pássaros, esquilos, gatos e cachorros. Somente a Y.
enterocolitica foi detectada em meio ambiente (lagos, tanques) e alimentos
(carnes, sorvetes e leite). A dose infectiva permanece ainda desconhecida. A
transmissão é fecal-oral e ocorre através da água e alimentos contaminados.
Na experimentação, camundongos C57BL/6 são infectados pela via oral com 1
x 107
unidades formadoras de colônia (UFC) apresentando crescimento
bacteriano nos linfonodos mesentéricos, fígado e baço por, no máximo 3
semanas. Após a terceira semana, a bactéria é eliminada e não é possível
detectá-la mesmo após imunossupressão por tratamento com dexametasona
ou irradiação. Durante os primeiros 10 dias pós-infecção, é possível detectar
DNA de Y. pseudotuberculosis nas fezes dos animais inoculados, porém em
uma quantidade muito baixa e equivalente a 100 UFCs, o que não é suficiente
para infectar animais “naives” mantidos na mesma gaiola. Após este período,
não é detectado DNA bacteriano nas fezes dos animais infectados.
Não existe relato na literatura de infecção humana pós-manipulação
animais infectados com esta cepa de bactéria.
Vacina/Tratamento
Estes microrganismos são sensíveis a vários antibióticos, mas são
resistentes geralmente à penicilina e seus derivados. Hidratação oral ou
endovenosa pode ser necessária para os sintomas da gastroenterite.
Antibióticos estão definitivamente indicados nas septicemias e outras doenças
invasivas. Os aminoglicosídeos são os antibióticos de escolha (somente para a
septicemia), bem como, a associação sulfametoxazol/trimetoprim (SMX/TMP).
Ciprofloxacin e tetraciclinas também se mostram eficazes.
Os animais mortos, infectados, não devem ser descartados no lixo
comum. Após o sacrifício dos animais, colocá-los em sacos plásticos, bem
vedados e congelá-los antes do descarte preconizado pela Instituição. As
gaiolas dos animais devem ser borrifadas com amônia quaternária e
ensacadas até o momento da lavagem, quando devem ser imersas em água

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sanitária por pelo menos quatro horas, e depois lavadas com detergente. A
maravalha deve ser ensacada e descontaminada, antes de ser descartada.
Apenas o pessoal treinado deve trabalhar com animais infectados. A
coleta de fluidos deve ser feita com o animal imobilizado, usando os
equipamentos de contenção usuais. Os materiais utilizados para a coleta
devem ser colocados em solução desinfetante após o uso.
4.4. DOENÇA DO ZIKA VÍRUS Classe de risco 2
O Zika vírus é um flavovírus transmitido por mosquitos do gênero
Aedes e foi, identificado pela primeira vez em macacos em 1947, em Uganda,
através de uma rede que monitorava a febre amarela. Em 1952 a infecção foi
identificada pela primeira vez em seres humanos, na Uganda e na República
Unida da Tanzânia. Foram registados surtos da doença na África, nas
Américas, na Ásia e no Pacífico. Entre os anos de 1960 e 1980, foram
encontradas infecções humanas na África e na Ásia, normalmente seguidas
por sintomas de indisposição. O primeiro grande surto da doença foi notificado
na ilha de Yap (Estados Federados da Micronésia) foi em 2007. Em julho de
2015, o Brasil notificou uma associação entre a infecção pelo Zika vírus e a
síndrome de Guillain-Barré e, em Outubro uma associação entre a infecção
pelo Zika vírus e a microcefalia.
O Zika vírus é transmitido às pessoas, principalmente, através da
picada de um mosquito infectado do género Aedes aegypti, em regiões
tropicais. Os mosquitos picam, normalmente, durante o dia, sobretudo ao
princípio da manhã e ao fim da tarde/princípio da noite. Este é o mesmo

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mosquito que transmite a dengue, a chikungunya e a febre amarela. Também é
possível que o vírus seja transmitido por via sexual e saliva. Outros modos de
transmissão como as transfusões de sangue, estão sendo investigados.
VACINA/TRATAMENTO
A doença é, normalmente, rápida e não exige tratamento específico.
As pessoas infectadas com Zika devem repousar muito, beber muitos
líquidos e tratar a dor e a febre com os medicamentos tais como dipirona,
paracetamol e ibuprofeno. Se os sintomas piorarem, deve-se procurar
cuidados médicos e aconselhamento. Atualmente, não existe nenhuma
vacina disponível para prevenção da doença.
Os animais infectados, não devem ser descartados no lixo comum.
Após eutanásia, deverão ser colocados em sacos plásticos, bem vedados e
congelados antes do descarte, preconizado pela Instituição. As gaiolas dos
animais devem ser imersas em água sanitária por pelo menos quatro horas, e
depois lavadas com detergente. A maravalha deve ser ensacada e
descontaminada, antes de ser descartada.

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4.5. PARACOCCIDIOIDES BRASILIENSIS Classe de risco 2
É um fungo dimórfico e agente causal da paracoccidioidomicose,
doença presente na América Latina com áreas endêmicas se estendendo da
América Central à Argentina. No pus, nos líquidos orgânicos, nos tecidos e em
cultura a 37°C, o fungo é visto como elementos esféricos, apresentando um ou
mais brotamentos que se ligam à célula mãe por fina ponte citoplasmática (fase
leviduriforme). Em cultivo, à temperatura ambiente, ele forma colônias
filamentosas compostas de hifas, clamidósporos e aleuriosporos (fase micelial).
As manifestações clínicas resultam da inalação de elementos infectantes do
fungo, ou da reativação de lesão primária quiescente e são aquelas de uma
doença granulomatosa crônica, com envolvimento dos pulmões, sistema
retículo-endotelial, áreas mucocutâneas e outros órgãos (Franco, 1987)
A paracoccidioidomicose associada a acidentes de laboratório não tem
sido documentada. O risco ao se trabalhar com a fase leveduriforme é a
inoculação acidental do fungo. Com a fase micelial o perigo de se inalar
elementos infectantes é grande, principalmente, quando se trabalha com meios
pobres que induzem a esporulação (Bustamante-Simon et al., 1985).
Quando se trabalha com espécimes clínicos, processamento de
animais, culturas filamentosas e leveduriformes em meios ricos, NB-2 deverá
ser adotado.
Durante a manipulação de culturas filamentosas crescidas em meios
pobres, e processamento de solo ou outro material ambiental com suspeita de
conter material infeccioso, NB-3 é o mais indicado.
Procedimento em caso de acidente
Segundo McGinnis, 1980 acidentes envolvendo espécimes clínicos e
fungos podem ocorrer dentro ou fora da cabine de segurança. Um acidente fora
da cabine de segurança é mais difícil de se administrar.
1) Acidentes fora da cabine de segurança envolvendo fungos NB-2:

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- Feche a ventilação da área e espere, aproximadamente, por 1 h antes
de entrar na sala;
- Vista um macacão ajustado nos pulsos, máscara, luvas e cubra os
sapatos. Coloque na área do acidente hipoclorito de sódio a 5%. Espalhe
o desinfetante ao redor do sítio do acidente, mas não diretamente sobre o
derramado para não produzir aerossóis;
- Coloque papel toalha embebida com o desinfetante sobre o derramado
por 1h;
- autoclave todos os materiais contaminados durante o acidente;
2) Acidentes ocorrendo em uma centrífuga com fungos NB-2:
- Prenda a respiração e desligue a centrífuga imediatamente e deixe a
sala fechando a porta;
- Comunique ao pessoal do laboratório e feche a ventilação da área e
espere aproximadamente por1 h;
- Vista roupa protetora, entre na sala e desinfete a centrífuga com
hipoclorito de sódio a 5% diluído a 1:10;
- Limpe os equipamentos e desinfete a sala;
- Autoclave o material contaminado.
3) Acidentes dentro da cabine de segurança com fungos NB-2:
- Deixe a cabine;
- Vista luvas, esfregue todas as paredes, superfícies de trabalho e
equipamentos com hipoclorito de sódio a 5%, diluído 1:10, deixando o
desinfetante em contato com as superfícies da cabine por 10 a 15 min.;
- Autoclave as luvas e o material usado para desinfetar as superfícies.
Vacinas/Profilaxia
Sobre a questão de vacina e profilaxia até o momento não existe nada
na prática clínica.
Todo pessoal que manipula o Paracoccidioides brasiliensis deve ter
monitoração sorológica antes de iniciar e posteriormente, principalmente após
algum acidente.
O tratamento é farmacológico e os fármacos mais comumente
administrados são:

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Itraconazol – 100 mg, via oral, a cada 12 horas, durante 6 a 18 meses.
Cotrimoxazol - 160mg a 240mg de trimetropim e sulfametoxazol 800mg a
1.200mg, via oral, a cada 12 horas, durante 12 a 24 meses.
Pacientes graves devem ser tratados no hospital com anfotericina B
1mg/kg/dia intravenosa ou com duas ampolas intravenosas de
sulfametoxazol/trimetoprim (Cotrimoxazol) a cada 8h até melhora clínica
suficiente para seguir o tratamento com comprimidos. A duração do tratamento
depende da gravidade da doença (6 meses na forma leve, 12 na forma
moderada e 24 na forma grave).
Os animais infectados, não devem ser descartados no lixo comum.
Após eutanásia, deverão ser colocados em sacos plásticos, bem vedados e
congelados antes do descarte, preconizado pela Instituição. As gaiolas dos
animais devem ser imersas em água sanitária por pelo menos quatro horas, e
depois lavadas com detergente. A maravalha deve ser ensacada e
descontaminada, antes de ser descartada.
4.6. Leptospira Classe de risco 2
Leptospira é um gênero de bactéria da família Leptospiraceae. Inclui
espécies saprófitas e patogênicas. A Leptospira foi observada pela primeira vez

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em 1907 em lâminas de tecido renal de uma vítima com leptospirose que foi
descrita como tendo morrido de "febre amarela."
O gênero Leptospira, antes de outubro de 1987, possuía três espécies:
a) Leptospira interrogans incluía as cepas patogênicas para os animais e o
homem;
b) Leptospira biflexa era agrupada por cepas não patogênicas isoladas da
água, da lama e, às vezes, do animal e do homem.
c) Leptospira parva incluía espécies não patogênicas isoladas da água, de uma
amostra de albumina bovina e do útero de uma porca.
Um dos achados importantes na leptospirose é sua transmissibilidade
ao homem. A leptospirose é uma doença ocupacional acometendo magarefes
(Açougueiro classificador), fazendeiros ou veterinários. O homem pode ser
infectado, durante as enchentes, especialmente os trabalhadores do
departamento de limpeza pública. A incidência de reagentes à prova de
aglutinação de pessoas com grande contato com animais infectados é
surpreendentemente baixa e casos clínicos nos homens incomuns. A infecção
humana ocorre, principalmente pela água contaminada, urina ou conteúdo
uterino.
Veterinários podem ser infectados pelo manuseio de vísceras ou urina
de porcas que abortaram pela L. interrogans. Apesar da presença de
leptospiras no leite por poucos dias, durante o período febril, no quadro agudo
da doença, sua permanência é curta, não resistindo à pasteurização.
Os animais infectados podem eliminar a leptospira através da urina
durante meses, anos ou por toda a vida, segundo a espécie animal e o sorovar
envolvido.
A infecção humana resulta da exposição direta ou indireta à urina de
animais infectados. A penetração do microrganismo ocorre através da pele com
presença de lesões, da pele íntegra imersa por longos períodos em água
contaminada ou através de mucosas. O contato com água e lama
contaminadas demonstra a importância do elo hídrico na transmissão da
doença ao homem. Outras modalidades de transmissão possíveis, porém, com
rara frequência, são: contato com sangue, tecidos e órgãos de animais
infectados, transmissão acidental em laboratórios e ingestão de água ou

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alimentos contaminados. A transmissão entre humanos é muito rara e de
pouca relevância epidemiológica, podendo ocorrer pelo contato com urina,
sangue, secreções e tecidos de pessoas infectadas.
Vacinas/Profilaxia
O tratamento consiste na aplicação parenteral de estreptomicina (25-30
mg/Kg) uma a duas vezes. Pode-se associar penicilina à estreptomicina,
provocando um sinergismo de ação antimicrobiana na eliminação do portador.
O tratamento com antimicrobiano pode diminuir a resposta imune para a
doença e torná-lo suscetível ao mesmo sorovar ou sorotipo.
O tratamento na infecção por Leptospira spp. é controverso, já que a maioria
dos casos agudos da doença apresenta recuperação espontânea. Alguns
estudos comparam a utilização de antibióticos com a não utilização, e
demonstram que não houve diferença no tempo de recuperação dos pacientes.
Porém, há estudos que demonstram a eficácia da aplicação de antibióticos
durante os primeiros dias da leptospirose. Em pacientes já em estado
avançado, a administração de antibióticos demonstra alta eficácia e redução
nos índices de mortalidade.
Na doença aguda e de curso moderado, é recomendado o uso de Doxiciclina,
ampicilina e amoxicilina. Já na doença avançada e grave, o uso de penicilina G
e ampicilina é mais recomendado. Ceftriaxone também pode ser utilizada.
Vacinas para a prevenção da leptospirose humana estão disponíveis em
alguns países, mas apresentam muitos pontos não esclarecidos que tornam a
vacinação humana ainda não muito segura, sendo que as pesquisas nesta
área devem ser mais desenvolvidas.

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PROCEDIMENTOS PADRONIZADOS PARA DESCARTE DE RESÍDUOS DE
SERVIÇO DE SAÚDE - ICB/USP
1. Todos os resíduos infectantes deverão ser acondicionados em sacos
plásticos brancos, com identificação do laboratório/biotério de forma
indelével, e conter o símbolo de infectante;
2. Os sacos deverão conter apenas 2/3 de sua capacidade total, evitando-
se o transbordamento ou a rasgadura dos mesmos;
3. As carcaças de animais deverão ser acondicionadas em separado do
restante do lixo infectante, também devidamente acondicionadas e
identificadas conforme item 1. Deverão também ser congeladas por 24
horas, antes de serem descartadas pelos laboratórios;
4. Os sacos contendo o lixo infectante não podem ficar em contato com o
chão em hipótese alguma, seja no interior ou no exterior dos prédios;
5. Não será permitido o depósito de sacos de lixo infectante em corredores,
elevadores ou outras dependências que não sejam a lixeira externa, a
qual é apropriada para esse fim;
6. Todos os procedimentos aqui determinados visam atender à Resolução
da Anvisa nº 306/2004, a qual disciplina o descarte de lixo infectante.
7. Somente serão recolhidos pela equipe de limpeza os resíduos
infectantes que estiverem estritamente de acordo com os procedimentos
padronizados acima.

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Biotério de
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n 32, Segurança e saúde no trabalho em estabelecimentos de saúde. Diário Oficial [da Republica
Federativa do Brasil]. Brasília, 16 nov. 2005, seção 1, p.80-94.
____________ Resolução Normativa no 2, Dispõe sobre a classificação de riscos de Organismos
Geneticamente Modificados (OGM) e os níveis de biossegurança a serem aplicados nas atividades
e projetos com OGM e seus derivados em contenção. [on line] Brasília, Brasil; Nov 2006
[capturado em 6 jan.2007] Disponível em:
http://www.ctnbio.gov.br/index.php/content/view/3913.html. Revogada

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