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UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DE PERNAMBUCO 
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRONOMIA – MELHORAMENTO GENÉTICO DE PLANTAS 
METABOLISMO VEGETAL E TOLERÂNCIA AO ESTRESSE 
PROFa TEREZINHA RANGEL 
REVISÃO – VACÚOLO 
JOSÉ RODOLFO DE MORAES DÂMASO
O vacúolo é uma estrutura característica da célula vegetal, sendo um elemento não- protoplasmático assim como os materiais ergásticos (cristais, gotas de óleo, grãos de amido, celulose)(Universidade Castelo Branco, 2006). Em virtude da pressão exercida por esta organela, a fina camada de citoplasma mostra-se disposta junto à membrana plasmática. As células meristemáticas em geral possuem numerosos vacúolos pequenos, que se fundem para formar um único vacúolo central na célula diferenciada. O vacúolo normalmente ocupa considerável volume da célula, chegando a ser o seu maior compartimento; em células parenquimáticas diferenciadas, por exemplo, representa até 90% do espaço celular (grandes vacúolos). Já as células condutoras do floema são vivas quando funcionais, no entanto, elas não possuem núcleo e vacúolos centrais. 
Figura 1: Célula meristemática com numerosos vacúolos. Fonte: http://djalmasantos.wordpress.com/2012/03/29/meristemas/ 
Figura 2: Vacúolo com o tonoplasto próximo da parede celular. Fonte: http://www.sobiologia.com.br/conteudos/Morfofisiologia_vegetal/morfovegetal16.php
ESTRUTURA E COMPOSIÇÃO DO VACÚOLO 
O vacúolo é semelhante aos lisossomos (ricos em enzimas hidrolíticas (proteases, glicosidases, etc.) que participam da degradação das macromoléculas celulares durante o processo de senescência - – digestão intracelular) nos animais (ISAYENKOV, 2010). Em células de plantas maduras, é o compartimento mais importante para armazenar nutrientes e solutos potencialmente nocivos (ISAYENKOV, 2010; MARTINOIA, 2007). É delimitado por apenas uma membrana lipoprotéica denominada tonoplasto (ou membrana vacuolar). Sua estrutura assemelha-se à da membrana plasmática, ou seja, é trilamelar, entretanto a porção mais interna pode ser mais espessada. O tonoplasto regula o tráfego de íons e metabólitos entre o citosol e o vacúolo, assim como a membrana plasmática regula a entrada de substâncias na célula (SIQUEIRA, 2008). 
No tonoplasto, semelhantemente ao que ocorre na membrana plasmática, há uma diversidade de proteínas que ajudam a manter o gradiente iônico entre o meio intra e extracelular, entre as quais, aquaporinas (proteínas específicas que constituem canais de água) a H+-ATPase e a H+-pirofosfatase (H+-PPase). A bomba de prótons ativa assemelha-se à da membrana plasmática, e prótons são levados do citoplasrna para o interior do vacúolo, criando uma força motora que direciona vários sistemas de transporte ativo secundário, essenciais em muitos processos metabólicos. O carregamento de Ca+ no vacúolo, por exemplo, é manejado por um tipo de bomba Ca2+-ATPase e sistema antiporte (em direções opostas – simporte=mesma direção) de Ca2+/H+ (PEITER, 2011). A H+-PPase tem como principal função transportar H+ para o lúmem, criando uma força elétron-motriz que impulsiona o transporte secundário de íons e compostos orgânicos, é uma bomba de próton eletrogênica que acidifica o lúmen do vacúolo nas células de plantas. Esta enzima é diferencialmente regulada em condições de stress conferindo uma maior tolerância das plantas aos fatores bióticos e abióticos (SIQUEIRA, 2008). 
A super-expressão da H+PPase, gene AVP1, em Arabidopsis resultou no aumento de divisões celulares no início da formação do organismo, hiperplasia (aumento do número celular), elevou o transporte de auxina e resultou em elevada tolerância ao sal devido ao aumento da absorção e acumulação de íons Na+ em seus vacúolos e consequentemente, uma maior capacidade osmorregulatória (GAXIOLA et al. 2007). 
A H+-ATPase vacuolar (também chamada de V-ATPase) difere tanto estruturalmente como funcionalmente da H+-ATPase da membrana plasmática. A hidrólise do ATP pela ATPase vacuolar não envolve a formação de um intermediário fosforilado. Devido a este processo de fosforilação da ATPase de membrana plasmática, estas enzimas são altamente inibidas pelo ortovanadato (HVO42-) um análogo do fosfato (HPO42-), que compete com o fosfato para a fosforilação do ácido aspártico no sítio catalítico da enzima, ou seja o ortovanadato se liga no sítio do fosfato, inibindo a enzima. (SIQUEIRA, 2008). 
Em células mais jovens os vacúolos são numerosos, e nas adultas, geralmente, só encontramos um único vacúolo. Eles variam de forma e tamanho. O conjunto de vacúolos é chamado de vacuoma (Universidade Castelo Branco, 2006). A célula meristemática recém- dividida contém muitos vacúolos. À medida que os vacúolos aumentam de volume, estes passam a se fundirem num só vacúolo central. O crescimento vacuolado que ocorre na zona de elongamento é caracterizado por uma rápida expansão celular sustentada pelo aumento da captação de água pelos vacúolos (COSGROVE, 1997). Um tipo especializado de vacúolo, conhecido como vacúolo protéico neutro, é abundante em sementes, servindo como o local de
estoque de proteínas. No endosperma da semente de mamona (Ricinus communis) estão presentes microvacúolos contendo proteínas, os grãos de aleurona (KRAUS, 2006). 
Há diferentes tipos de vacúolo (digestivo, contráteis-protozoários- e armazenamento, microvacúolos, grandes vacúolos e vacúolos protéico neutro), e acredita-se que sua origem está relacionada com as substâncias que ele armazena. Vacúolos com diferentes especializações podem coexistir na mesma célula. 
Figura 4: Vacúolo preenchendo o centro da célula 
Figura 3: Célula vegetal e seus componentes
O conteúdo vacuolar é constituído por água, substâncias inorgânicas (íons de cálcio, potássio, cloro, sódio e fosfato etc.) e orgânicas (açúcares, ácidos orgânicos, proteínas, pigmentos, alcalóides etc.). Muitas dessas substâncias encontram-se dissolvidas na água. Dentre as enzimas distinguem-se as hidrolases ácidas, como: nucleases, proteases, lipases, fosfatases, glicosidases, fosfolipases e sulfatases. O conteúdo vacuolar é ácido, com pH próximo a 5. 
Estudos pormenorizados têm proposto diferentes vias para a formação e manutenção dos vacúolos: secreção (em que participam o retículo endoplasmático, o complexo de Golgi e o compartimento pré-vacuolar), a biossíntese (em que participam as vesículas da rede trans-Golgi, o compartimento pré-vacuolar e o vacúolo diferenciado), a endocitose (em que participam os endossomos, vesículas formadas a partir da membrana plasmática e que se unem ao compartimento pré-vacuolar ou ao vacúolo diferenciado) e a micro e macrofagia. 
FUNÇÃO DOS VOCÚOLOS 
O vacúolo participa de vários processos metabólicos celulares, tendo diferentes funções e propriedades, dependendo do tipo de célula em questão. Osmoticamente ativo, desempenha papel dinâmico no crescimento e desenvolvimento da planta. A perda de água pela célula na plasmólise leva a uma diminuição do volume do vacúolo. Durante o alongamento celular compostos orgânicos e inorgânicos são acumulados no vacúolo, e estes solutos originam um gradiente de potencial osmótico, responsável pela pressão de turgor; esta é essencial para o alongamento celular. O acúmulo de solutos pode dar-se por transporte ativo contra um gradiente de concentração (KRAUS, 2006). 
O vacúolo participa da manutenção do pH da célula, que é efetuada por meio de bombas H+ATPase. Nas plantas suculentas, que realizam fotossíntese CAM (do inglês"crassulacean acid metabolism", ou seja, metabolismo ácido das crassuláceas), o vacúolo tem papel importante. Nestas plantas, durante a noite ocorre a entrada de gás carbônico pela abertura dos estômatos, resultando na formação de ácidos orgânicos (malato), que são armazenados no vacúolo (ISAYRNKOV, 2010). Durante o dia, os ácidos orgânicos são consumidos na fotossíntese. Neste 
Figura 5: Alongamento celular. Da direita para esquerda, 1- célula em plasmólise, 2- célula normal, 3- célula túrgida. Fonte: http://blog.cca.ufscar.br/lamam/files/2010/07/AULA-N%C2%BA2-Plastos- vac%C3%BAolos.pdf
caso, os vacúolos apresentam variações de pH: 6,0, no período diurno, e 3,5, no noturno (KRAUS,2006). 
Ácidos orgânicos como o malato, passam para o interior do vacúolo através de canais. Alumínio ativado tranportadores de malato, pertencem a uma família de quinze proteínas em Arabidopsis (At), chamados de ALMTs (aluminium activated malate transporters). Trabalhos recentes tem mostrado que o AtALMT9 está localizado no vacúolo, onde funciona como um canal de malato. Um segundo transportador de malato vacuolar é o AtTDT (tonoplast dicarboxylate transporter), onde com a perda de sua função, diminui a capitação de malato, sugerindo um sistema simporte entre eles (ISAYENKOV,2010). O AtTDT está localizado no tonoplasto (GOTTARDI, 2012). 
Os vacúolos são organelas responsáveis pela autofagia, ou seja, digestão de outros componentes celulares. Nesse processo, em determinados pontos, o tonoplasto sofre invaginações, "carregando" porções do citoplasma onde podem estar presentes organelas como mitocôndrias, plastídios, ribossomos. Cada invaginação destaca-se do tonoplasto e forma uma vesícula, que fica suspensa no interior do vacúolo. Numa fase final ocorre a lise dos componentes celulares trazidos para dentro deste compartimento. As hidrolases ácidas rompem as ligações de fosfato, ésteres e glicosídicas e hidrolisam as proteínas e ácidos nucléicos. Geralmente, a autofagia ocorre em vacúolos pequenos das células vegetais jovens; os vacúolos das células maduras parecem não ter a função de degradar macromoléculas do citoplasma. De modo geral, na célula madura, estão presentes somente 1 a 10% das proteínas totais da célula jovem, e estas proteínas devem ser as restantes da atividade autofágica dos vacúolos jovens. A presença de enzimas semelhantes às dos lisossomos nos vacúolos faz com que muitos pesquisadores os considerem parte relevante do sistema lisossômico da célula vegetal (KRAUS, 2006). 
Os vacúolos também podem ser compartimentos de armazenagem dinâmicos, no qual íons, proteínas e outros metabólitos são acumulados e mobilizados posteriormente. Como foi comentado, as proteínas acumuladas como forma de reserva geralmente apresentam-se em concentração reduzida nos vacúolos de células maduras; entretanto, em células do endosperma de leguminosas e de gramíneas seus níveis tendem a aumentar. Em sementes de leguminosas, as proteínas sintetizadas no retículo endoplasmático rugoso são "empacotadas" em corpos protéicos, sendo, posteriormente, acumulados nos vacúolos. Durante a germinação, uma protease transportada para o interior dos vacúolos degrada essas proteínas de reserva. 
Nos vacúolos são depositados alguns produtos do metabolismo secundário, a exemplo das substâncias fenólicas. As antocianinas e betalaínas, pigmentos hidrossolúveis, ocorrem em vacúolos de pétalas de muitas flores. Os taninos são substâncias polifenólicas de sabor adstringente, encontrados no interior dos vacúolos vegetais e tradicionalmente empregados na medicina, devido a sua ação cicatrizante (LIMA et al., 1998). Outros produtos do metabolismo secundário, como alcalóides, saponinas, glicosinolatos, glicosídios cianogênicos e glicosídios cumárícos, são geralmente acumulados nos vacúolos. O alcalóide nicotina é sintetizado nas células das raízes e transportado para as células do caule, acumulando-se nos vacúolos destas. Várias dessas substâncias do metabolismo secundário são tóxicas para patógenos, parasitas, herbívoros e para a própria planta (KRAUS, 2006). 
Por existirem em maiores quantidades nos vacúolos, alguns pesquisadores acreditam que as substâncias alelopáticas representam o produto final do metabolismo celular e seriam depositados no vacúolo para evitar sua própria autotoxicidade. Porém há uma dúvida se são
sintetizadas pelas plantas com funções específicas, Já que outros consideram que a produção desses compostos é regida pelas leis da genética e que estão sendo constantemente sintetizados e degradados pelas plantas (REZENDE E PINTO, 2003). 
Aleloquímicos como o 2(3H)-benzo-oxazolinoni (BOA) e 2,4-dihidroxi-1,4-benzoxazin- 3(4H) (DIBOA) pode reduzir a capacidade regenerativa de células radiculares de Cucumis sativus. Adicionalmente, BOA e DIBOA aumentam o tamanho dos vacúolos citoplasmáticos e reduzem o número de ribossomos e mitocôndrias, sendo então proposto que o aumento dos vacúolos pode ser devido à tentativa de degradação dos metabólitos tóxicos (BURGOS et al., 2004). 
Em muitos casos, o vacúolo acumula inclusões na forma de cristais prismáticos, drusas , estilóides e ráfides, de oxalato de cálcio ou outros compostos. As folhas das plantas ornamentais, Diffenbachia picta e D. seguine, conhecidas popularmente como comigo-ninguém- pode, contêm numerosos idioblastos com ráfides e drusas de oxalato de cálcio (KRAUS, 2006).
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
BURGOS, N.R., R.E. TALBERT, K.S. KIM AND Y.I. KUK. Growth inhibition and root ultrastructure of cucumber seedlings exposed to allelochemicals from rye (Secale cereale). J. Chem. Ecol. v. 30, n.3, p. 671–689. 2004. 
COSGROVE, D.J. Relaxation in a high-stress environment:The molecular bases of extensible cell walls and cell enlargement. Plant Cell, v. 9, p. 1031-1041, 1997. 
GAXIOLA RA, PALMGREN MG & SCHUMACHER K. Plant proton pumps. FEBS Letters. v. 581, p. 2204-2214. 2007. 
GOTTARDI, S. Studio fisiologico e molecolare dei meccanismi di rilascio di essudati radicali e dell’assorbimento di Fe e P. 2012. 201 f. Tese (Doutorado em Ciência e biotecnologia agrária) Università Degli Studi Di Udine. Udine. 2012 
ISAYENKOV, S.; ISNER, J. C.; MAATHUIS, F. J. M. Vacuolar ion channels: Roles in plant nutrition and signalling. FEBS Letters, v. 584, p. 1982–1988. 2010. 
KRAUS, J. E.; LOURO, R. P.; ESTELITA, M. E. M.; A. M. A célula vegetal. In: GLÓRIA, B. A. da; GUERREIRO, S. M. C. (Org.). Anatomia Vegetal. Viçosa: Ed. UFV, 2006. p. 39-41. 
LIMA, J. C. S.; MARTINS, D. T. O.; SOUZA JÚNIOR, P.T. Experimental evaluation of stem bark Stryphnodendron adstringens (Mart.) Coville for antinflamatory activity. Phytotherapy Research, v. 12, p. 218-220, 1998. 
PEITER, E. The plant vacuole: Emitter and receiver of calcium signals. Cell Calcium. v. 50, p. 120– 128. 2011. 
REZENDE, C.P., J.C. PINTO, A.R. EVANGELISTA E I.P.A. SANTOS. Alelopatia e suas interações na formação e manejo de pastagens. Boletim Agropecuário, Universidade Federal de Lavras, MG. v. 54, p. 1-55. 2003. 
SIQUEIRA, A. F.; CRUZ, Z. M. A.; QUEIROZ, S.; ROCHA, O. J.; SOARES, N. E. S.; RAMOS, A. C. Desvendando a H+-Pirofosfatase vacuolar e o seu papel na biotecnologia vegetal. Natureza on line. v.6, n. 1, p. 9-15. 2008. 
UNIVERSIDADE CASTELO BRANCO. Anatomia e Fisiologia Vegetal. Universidade Castelo Branco. Rio de Janeiro: UCB, 2010. - 48 p.

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  • 2. O vacúolo é uma estrutura característica da célula vegetal, sendo um elemento não- protoplasmático assim como os materiais ergásticos (cristais, gotas de óleo, grãos de amido, celulose)(Universidade Castelo Branco, 2006). Em virtude da pressão exercida por esta organela, a fina camada de citoplasma mostra-se disposta junto à membrana plasmática. As células meristemáticas em geral possuem numerosos vacúolos pequenos, que se fundem para formar um único vacúolo central na célula diferenciada. O vacúolo normalmente ocupa considerável volume da célula, chegando a ser o seu maior compartimento; em células parenquimáticas diferenciadas, por exemplo, representa até 90% do espaço celular (grandes vacúolos). Já as células condutoras do floema são vivas quando funcionais, no entanto, elas não possuem núcleo e vacúolos centrais. Figura 1: Célula meristemática com numerosos vacúolos. Fonte: http://djalmasantos.wordpress.com/2012/03/29/meristemas/ Figura 2: Vacúolo com o tonoplasto próximo da parede celular. Fonte: http://www.sobiologia.com.br/conteudos/Morfofisiologia_vegetal/morfovegetal16.php
  • 3. ESTRUTURA E COMPOSIÇÃO DO VACÚOLO O vacúolo é semelhante aos lisossomos (ricos em enzimas hidrolíticas (proteases, glicosidases, etc.) que participam da degradação das macromoléculas celulares durante o processo de senescência - – digestão intracelular) nos animais (ISAYENKOV, 2010). Em células de plantas maduras, é o compartimento mais importante para armazenar nutrientes e solutos potencialmente nocivos (ISAYENKOV, 2010; MARTINOIA, 2007). É delimitado por apenas uma membrana lipoprotéica denominada tonoplasto (ou membrana vacuolar). Sua estrutura assemelha-se à da membrana plasmática, ou seja, é trilamelar, entretanto a porção mais interna pode ser mais espessada. O tonoplasto regula o tráfego de íons e metabólitos entre o citosol e o vacúolo, assim como a membrana plasmática regula a entrada de substâncias na célula (SIQUEIRA, 2008). No tonoplasto, semelhantemente ao que ocorre na membrana plasmática, há uma diversidade de proteínas que ajudam a manter o gradiente iônico entre o meio intra e extracelular, entre as quais, aquaporinas (proteínas específicas que constituem canais de água) a H+-ATPase e a H+-pirofosfatase (H+-PPase). A bomba de prótons ativa assemelha-se à da membrana plasmática, e prótons são levados do citoplasrna para o interior do vacúolo, criando uma força motora que direciona vários sistemas de transporte ativo secundário, essenciais em muitos processos metabólicos. O carregamento de Ca+ no vacúolo, por exemplo, é manejado por um tipo de bomba Ca2+-ATPase e sistema antiporte (em direções opostas – simporte=mesma direção) de Ca2+/H+ (PEITER, 2011). A H+-PPase tem como principal função transportar H+ para o lúmem, criando uma força elétron-motriz que impulsiona o transporte secundário de íons e compostos orgânicos, é uma bomba de próton eletrogênica que acidifica o lúmen do vacúolo nas células de plantas. Esta enzima é diferencialmente regulada em condições de stress conferindo uma maior tolerância das plantas aos fatores bióticos e abióticos (SIQUEIRA, 2008). A super-expressão da H+PPase, gene AVP1, em Arabidopsis resultou no aumento de divisões celulares no início da formação do organismo, hiperplasia (aumento do número celular), elevou o transporte de auxina e resultou em elevada tolerância ao sal devido ao aumento da absorção e acumulação de íons Na+ em seus vacúolos e consequentemente, uma maior capacidade osmorregulatória (GAXIOLA et al. 2007). A H+-ATPase vacuolar (também chamada de V-ATPase) difere tanto estruturalmente como funcionalmente da H+-ATPase da membrana plasmática. A hidrólise do ATP pela ATPase vacuolar não envolve a formação de um intermediário fosforilado. Devido a este processo de fosforilação da ATPase de membrana plasmática, estas enzimas são altamente inibidas pelo ortovanadato (HVO42-) um análogo do fosfato (HPO42-), que compete com o fosfato para a fosforilação do ácido aspártico no sítio catalítico da enzima, ou seja o ortovanadato se liga no sítio do fosfato, inibindo a enzima. (SIQUEIRA, 2008). Em células mais jovens os vacúolos são numerosos, e nas adultas, geralmente, só encontramos um único vacúolo. Eles variam de forma e tamanho. O conjunto de vacúolos é chamado de vacuoma (Universidade Castelo Branco, 2006). A célula meristemática recém- dividida contém muitos vacúolos. À medida que os vacúolos aumentam de volume, estes passam a se fundirem num só vacúolo central. O crescimento vacuolado que ocorre na zona de elongamento é caracterizado por uma rápida expansão celular sustentada pelo aumento da captação de água pelos vacúolos (COSGROVE, 1997). Um tipo especializado de vacúolo, conhecido como vacúolo protéico neutro, é abundante em sementes, servindo como o local de
  • 4. estoque de proteínas. No endosperma da semente de mamona (Ricinus communis) estão presentes microvacúolos contendo proteínas, os grãos de aleurona (KRAUS, 2006). Há diferentes tipos de vacúolo (digestivo, contráteis-protozoários- e armazenamento, microvacúolos, grandes vacúolos e vacúolos protéico neutro), e acredita-se que sua origem está relacionada com as substâncias que ele armazena. Vacúolos com diferentes especializações podem coexistir na mesma célula. Figura 4: Vacúolo preenchendo o centro da célula Figura 3: Célula vegetal e seus componentes
  • 5. O conteúdo vacuolar é constituído por água, substâncias inorgânicas (íons de cálcio, potássio, cloro, sódio e fosfato etc.) e orgânicas (açúcares, ácidos orgânicos, proteínas, pigmentos, alcalóides etc.). Muitas dessas substâncias encontram-se dissolvidas na água. Dentre as enzimas distinguem-se as hidrolases ácidas, como: nucleases, proteases, lipases, fosfatases, glicosidases, fosfolipases e sulfatases. O conteúdo vacuolar é ácido, com pH próximo a 5. Estudos pormenorizados têm proposto diferentes vias para a formação e manutenção dos vacúolos: secreção (em que participam o retículo endoplasmático, o complexo de Golgi e o compartimento pré-vacuolar), a biossíntese (em que participam as vesículas da rede trans-Golgi, o compartimento pré-vacuolar e o vacúolo diferenciado), a endocitose (em que participam os endossomos, vesículas formadas a partir da membrana plasmática e que se unem ao compartimento pré-vacuolar ou ao vacúolo diferenciado) e a micro e macrofagia. FUNÇÃO DOS VOCÚOLOS O vacúolo participa de vários processos metabólicos celulares, tendo diferentes funções e propriedades, dependendo do tipo de célula em questão. Osmoticamente ativo, desempenha papel dinâmico no crescimento e desenvolvimento da planta. A perda de água pela célula na plasmólise leva a uma diminuição do volume do vacúolo. Durante o alongamento celular compostos orgânicos e inorgânicos são acumulados no vacúolo, e estes solutos originam um gradiente de potencial osmótico, responsável pela pressão de turgor; esta é essencial para o alongamento celular. O acúmulo de solutos pode dar-se por transporte ativo contra um gradiente de concentração (KRAUS, 2006). O vacúolo participa da manutenção do pH da célula, que é efetuada por meio de bombas H+ATPase. Nas plantas suculentas, que realizam fotossíntese CAM (do inglês"crassulacean acid metabolism", ou seja, metabolismo ácido das crassuláceas), o vacúolo tem papel importante. Nestas plantas, durante a noite ocorre a entrada de gás carbônico pela abertura dos estômatos, resultando na formação de ácidos orgânicos (malato), que são armazenados no vacúolo (ISAYRNKOV, 2010). Durante o dia, os ácidos orgânicos são consumidos na fotossíntese. Neste Figura 5: Alongamento celular. Da direita para esquerda, 1- célula em plasmólise, 2- célula normal, 3- célula túrgida. Fonte: http://blog.cca.ufscar.br/lamam/files/2010/07/AULA-N%C2%BA2-Plastos- vac%C3%BAolos.pdf
  • 6. caso, os vacúolos apresentam variações de pH: 6,0, no período diurno, e 3,5, no noturno (KRAUS,2006). Ácidos orgânicos como o malato, passam para o interior do vacúolo através de canais. Alumínio ativado tranportadores de malato, pertencem a uma família de quinze proteínas em Arabidopsis (At), chamados de ALMTs (aluminium activated malate transporters). Trabalhos recentes tem mostrado que o AtALMT9 está localizado no vacúolo, onde funciona como um canal de malato. Um segundo transportador de malato vacuolar é o AtTDT (tonoplast dicarboxylate transporter), onde com a perda de sua função, diminui a capitação de malato, sugerindo um sistema simporte entre eles (ISAYENKOV,2010). O AtTDT está localizado no tonoplasto (GOTTARDI, 2012). Os vacúolos são organelas responsáveis pela autofagia, ou seja, digestão de outros componentes celulares. Nesse processo, em determinados pontos, o tonoplasto sofre invaginações, "carregando" porções do citoplasma onde podem estar presentes organelas como mitocôndrias, plastídios, ribossomos. Cada invaginação destaca-se do tonoplasto e forma uma vesícula, que fica suspensa no interior do vacúolo. Numa fase final ocorre a lise dos componentes celulares trazidos para dentro deste compartimento. As hidrolases ácidas rompem as ligações de fosfato, ésteres e glicosídicas e hidrolisam as proteínas e ácidos nucléicos. Geralmente, a autofagia ocorre em vacúolos pequenos das células vegetais jovens; os vacúolos das células maduras parecem não ter a função de degradar macromoléculas do citoplasma. De modo geral, na célula madura, estão presentes somente 1 a 10% das proteínas totais da célula jovem, e estas proteínas devem ser as restantes da atividade autofágica dos vacúolos jovens. A presença de enzimas semelhantes às dos lisossomos nos vacúolos faz com que muitos pesquisadores os considerem parte relevante do sistema lisossômico da célula vegetal (KRAUS, 2006). Os vacúolos também podem ser compartimentos de armazenagem dinâmicos, no qual íons, proteínas e outros metabólitos são acumulados e mobilizados posteriormente. Como foi comentado, as proteínas acumuladas como forma de reserva geralmente apresentam-se em concentração reduzida nos vacúolos de células maduras; entretanto, em células do endosperma de leguminosas e de gramíneas seus níveis tendem a aumentar. Em sementes de leguminosas, as proteínas sintetizadas no retículo endoplasmático rugoso são "empacotadas" em corpos protéicos, sendo, posteriormente, acumulados nos vacúolos. Durante a germinação, uma protease transportada para o interior dos vacúolos degrada essas proteínas de reserva. Nos vacúolos são depositados alguns produtos do metabolismo secundário, a exemplo das substâncias fenólicas. As antocianinas e betalaínas, pigmentos hidrossolúveis, ocorrem em vacúolos de pétalas de muitas flores. Os taninos são substâncias polifenólicas de sabor adstringente, encontrados no interior dos vacúolos vegetais e tradicionalmente empregados na medicina, devido a sua ação cicatrizante (LIMA et al., 1998). Outros produtos do metabolismo secundário, como alcalóides, saponinas, glicosinolatos, glicosídios cianogênicos e glicosídios cumárícos, são geralmente acumulados nos vacúolos. O alcalóide nicotina é sintetizado nas células das raízes e transportado para as células do caule, acumulando-se nos vacúolos destas. Várias dessas substâncias do metabolismo secundário são tóxicas para patógenos, parasitas, herbívoros e para a própria planta (KRAUS, 2006). Por existirem em maiores quantidades nos vacúolos, alguns pesquisadores acreditam que as substâncias alelopáticas representam o produto final do metabolismo celular e seriam depositados no vacúolo para evitar sua própria autotoxicidade. Porém há uma dúvida se são
  • 7. sintetizadas pelas plantas com funções específicas, Já que outros consideram que a produção desses compostos é regida pelas leis da genética e que estão sendo constantemente sintetizados e degradados pelas plantas (REZENDE E PINTO, 2003). Aleloquímicos como o 2(3H)-benzo-oxazolinoni (BOA) e 2,4-dihidroxi-1,4-benzoxazin- 3(4H) (DIBOA) pode reduzir a capacidade regenerativa de células radiculares de Cucumis sativus. Adicionalmente, BOA e DIBOA aumentam o tamanho dos vacúolos citoplasmáticos e reduzem o número de ribossomos e mitocôndrias, sendo então proposto que o aumento dos vacúolos pode ser devido à tentativa de degradação dos metabólitos tóxicos (BURGOS et al., 2004). Em muitos casos, o vacúolo acumula inclusões na forma de cristais prismáticos, drusas , estilóides e ráfides, de oxalato de cálcio ou outros compostos. As folhas das plantas ornamentais, Diffenbachia picta e D. seguine, conhecidas popularmente como comigo-ninguém- pode, contêm numerosos idioblastos com ráfides e drusas de oxalato de cálcio (KRAUS, 2006).
  • 8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS BURGOS, N.R., R.E. TALBERT, K.S. KIM AND Y.I. KUK. Growth inhibition and root ultrastructure of cucumber seedlings exposed to allelochemicals from rye (Secale cereale). J. Chem. Ecol. v. 30, n.3, p. 671–689. 2004. COSGROVE, D.J. Relaxation in a high-stress environment:The molecular bases of extensible cell walls and cell enlargement. Plant Cell, v. 9, p. 1031-1041, 1997. GAXIOLA RA, PALMGREN MG & SCHUMACHER K. Plant proton pumps. FEBS Letters. v. 581, p. 2204-2214. 2007. GOTTARDI, S. Studio fisiologico e molecolare dei meccanismi di rilascio di essudati radicali e dell’assorbimento di Fe e P. 2012. 201 f. Tese (Doutorado em Ciência e biotecnologia agrária) Università Degli Studi Di Udine. Udine. 2012 ISAYENKOV, S.; ISNER, J. C.; MAATHUIS, F. J. M. Vacuolar ion channels: Roles in plant nutrition and signalling. FEBS Letters, v. 584, p. 1982–1988. 2010. KRAUS, J. E.; LOURO, R. P.; ESTELITA, M. E. M.; A. M. A célula vegetal. In: GLÓRIA, B. A. da; GUERREIRO, S. M. C. (Org.). Anatomia Vegetal. Viçosa: Ed. UFV, 2006. p. 39-41. LIMA, J. C. S.; MARTINS, D. T. O.; SOUZA JÚNIOR, P.T. Experimental evaluation of stem bark Stryphnodendron adstringens (Mart.) Coville for antinflamatory activity. Phytotherapy Research, v. 12, p. 218-220, 1998. PEITER, E. The plant vacuole: Emitter and receiver of calcium signals. Cell Calcium. v. 50, p. 120– 128. 2011. REZENDE, C.P., J.C. PINTO, A.R. EVANGELISTA E I.P.A. SANTOS. Alelopatia e suas interações na formação e manejo de pastagens. Boletim Agropecuário, Universidade Federal de Lavras, MG. v. 54, p. 1-55. 2003. SIQUEIRA, A. F.; CRUZ, Z. M. A.; QUEIROZ, S.; ROCHA, O. J.; SOARES, N. E. S.; RAMOS, A. C. Desvendando a H+-Pirofosfatase vacuolar e o seu papel na biotecnologia vegetal. Natureza on line. v.6, n. 1, p. 9-15. 2008. UNIVERSIDADE CASTELO BRANCO. Anatomia e Fisiologia Vegetal. Universidade Castelo Branco. Rio de Janeiro: UCB, 2010. - 48 p.