Guia Laboratorio Infectologia 2009

FACULTAD CIENCIAS DE LA SALUD
ESCUELA DE TECNOLOGÍA MÉDICA
CONCEPCIÓN

GUÍA DE LABORATORIOS
INFECTOLOGÍA GENERAL

Profesora: Tecnólogo Médico Cintia Avendaño

UNIVERSIDAD SAN SEBASTIÁN
ESCUELA DE TECNOLOGIA MÉDICA

CONSIDERACIONES GENERALES DE BIOSEGURIDAD
EN EL LABORATORIO

Es muy importante para su seguridad y la de sus compañeros observar siempre las
siguientes medidas mínimas de seguridad.

 Es obligatorio concurrir al laboratorio con delantal blanco, lápiz demográfico o
plumón de tinta permanente.

 Todo el material que use en el laboratorio debe considerarse como
“CONTAMINADO” y, por lo tanto, debe manejarse con cuidado, procurando no
dejarlos en los mesones sino eliminarlos sólo en los recipientes dispuestos para
ello.

 En la eventualidad de cualquier accidente, por pequeño que parezca, debe
comunicarse inmediatamente al profesor a cargo de la actividad.

 Respete siempre las indicaciones que se darán durante las primeras
actividades prácticas respecto al uso del mechero para la esterilización de asas,
tubos u otros materiales.

 Está estrictamente prohibido ingerir cualquier tipo de alimento o bebida en el
laboratorio. Jamás debe sacar material contaminado o cultivos bacterianos fuera
del laboratorio.

 No haga bromas, ni permita que sus compañeros las hagan, con cultivos
bacterianos o material contaminado.

 Al terminar su trabajo práctico debe limpiar su área de trabajo con la solución
desinfectante que se le proporcionará. Su microscopio debe quedar igualmente
limpio y debidamente guardado.

 Antes de abandonar el laboratorio lave cuidadosamente sus manos.

¡¡Recuerde!!

El principal responsable de su seguridad es usted

2


LABORATORIO Nº 1

REACCION ANTIGENO – ANTICUERPO

Se denomina antígeno a cualquier sustancia extraña que, introducida en el
interior de un organismo, provoque una respuesta inmunitaria, estimulando la
producción de anticuerpos.

Los anticuerpos son
proteínas pertenecientes al
grupo de las gamma-
globulinas o
inmunoglobulinas,
constituidas por la asociación
de cuatro cadenas
polipeptídicas unidas entre sí
mediante puentes disulfuro,
dos cadenas se denominan
pesadas y las otras dos
ligeras. A su vez, cada una
de las cadenas ligeras y
pesadas, incluye una región
variable, cuya secuencia de
aminoácidos es peculiar de
cada anticuerpo, y una región
constante, con la misma
secuencia en todos los
anticuerpos.
REACCION ANTIGENO-ANTICUERPO

La unión antígeno-anticuerpo es específica, cada anticuerpo reconoce y se
une a un determinado antígeno. Esta unión se realiza por medio de uniones
intermoleculares entre el antígeno y la zona del anticuerpo, y da lugar al complejo
antígeno-anticuerpo según el modelo llave-cerradura.
La respuesta inmune puede ser estudiada por el laboratorio mediante
reacciones antígeno-anticuerpo in vitro.
Existen varios tipos, entre las que se encuentran:

• Aglutinación
En estas reacciones un anticuerpo puede unirse a la vez a dos antígenos,
asimismo cada antígeno puede unirse a varios anticuerpos y formar un entramado
de complejos antígeno-anticuerpo

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• Neutralización
Si el antígeno es una sustancia tóxica, la unión con el anticuerpo provoca su
neutralización, de modo que no puede ejercer su efecto tóxico.

• Precipitación
En este caso el antígeno se encuentra disuelto, y al unirse los anticuerpos a los
antígenos se forman unos macro complejos moleculares, formándose como una red
tridimensional que debido a su tamaño precipita.

• Opsonización
El anticuerpo puede recubrir al antígeno para que sea reconocido por los
fagocitos, esta reacción se llama opsonización, y es como si los antígenos fueran
más "atractivos" para ser fagocitados.

APLICACIONES DE LAS REACCION ANTIGENO-ANTICUERPO EN EL
LABORATORIO

1. DETERMINACIÓN DE GRUPO SANGUINEO

Una de las aplicaciones importantes en el laboratorio de las reacciones
antígeno-anticuerpo es la clasificación de grupo sanguíneo, mediante aglutinación.
Los grupos sanguíneos A, B, AB y O, fueron descubiertos por Landsteiner en
el año 1900. Los diversos grupos sanguíneos se definen por la presencia de
determinados Antígenos (Ag) sobre la superficie celular de los eritrocitos o glóbulos
rojos. Dichos Ag son el producto directo o indirecto de la actividad de los genes y se
transmiten hereditariamente.
Estas moléculas se llaman antígenos, porque si se hiciera una transfusión de
sangre del grupo A a un receptor del grupo B, se produciría un rechazo, ya que
para el receptor la sustancia A es extraña, y su sistema inmunológico la detecta y la
intenta eliminar.

• Grupo A
La sangre tiene el antígeno A en los glóbulos rojos, y el anticuerpo anti-B en el
plasma.
• Grupo B
La sangre tiene el antígeno B en los glóbulos rojos, y el anticuerpo anti-A en el
plasma.
• Grupo AB
La sangre tiene ambos antígenos A y B en los glóbulos rojos, pero no tiene ni el
anticuerpo anti-A ni el anti-B en el plasma.
• Grupo 0
La sangre no tiene ni antígenos A ni B en los glóbulos rojos, pero sí tiene el
anticuerpo anti-A y el anti-B en el plasma.

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Existe, además, otro antígeno que también puede presentar problemas en las
transfusiones, se trata del factor Rh., que puede encontrarse en la sangre en cuyo
caso es Rh +, o no, y pertenecer a los que tienen el Rh-. Hay igualmente rechazo, si
se realiza una transfusión de sangre con Rh+ a un receptor Rh-.

2. EVALUACION DE TEST SEROLOGICOS

Las reacciones de aglutinación por interacción antígeno-anticuerpo tienen
una gran variedad de aplicaciones. Es así como se pueden utilizar en el laboratorio,
no sólo para la determinación de grupos sanguíneos, sino también para la
detección de múltiples enfermedades o procesos infecciosos.

En nuestro organismo existen muchas proteínas que comparten la propiedad
de mostrar elevaciones en sus concentraciones en respuestas a estados
inflamatorios producidos por infecciones, heridas, cirugías, traumatismos u otras
necrosis de los tejidos. Incluyen la α1-antitripsina, glucoproteína ácida,
haptoglobina, ceruloplasmina, fibrinógeno y proteína C reactiva. Es así como
podemos utilizar estas proteínas presentes en el suero de pacientes como
antígenos que puedan ser reconocidos por anticuerpos.

Por ejemplo:
Para determinar la elevación o presencia de la proteína C reactiva (PCR) en
el suero de los pacientes, pondremos en contacto una gota de suero de éste y
añadiremos una gota de reactivo que contenga una molécula específica anti-
proteína C reactiva. El suero del paciente contiene el antígeno y el reactivo los

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Anticuerpos anti –PCR específicos. Si la proteína C reactiva está presente ocurrirá
la unión antígeno-anticuerpo y se podrá visualizar mediante una aglutinación similar
a la ocurrida con los grupos sanguíneos.
Existen otros casos en que se busca la presencia de anticuerpos en el suero
de pacientes para detectar la presencia de una enfermedad específica. En estos
casos el suero del paciente proporciona los anticuerpos y los reactivos contienen
los antígenos específicos para una enfermedad. Un ejemplo es la detección de
enfermedades venéreas por medio de un test de aglutinación denominado RPR.

Al conjunto de este tipo de pruebas se denomina test serológicos o pruebas
de serología, ya que tanto como para buscar antígenos o anticuerpos en el
organismo de una paciente se utiliza suero.

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TRABAJO DE LABORATORIO

1. DETERMINACIÓN DE GRUPO SANGUINEO MEDIANTE CLASIFICACION EN
LÁMINA

Materiales

Lancetas desechables Suero Anti A
Algodón Suero Anti B
Alcohol yodado Suero Anti AB
Lámina de vidrio Cámara de luz
Tachos de desechos Gradillas
Cloro al 0.5%

1. Coloque una gota de reactivo
o antisuero en un portaobjeto.
Repita el procedimiento con
cada uno de los otros
reactivos.

2. Limpie la zona pulpar del
dedo índice con una tórula
impregnada en alcohol
yodado.

3. Realice una punción capilar
con una lanceta desechable.

4. Ponga en contacto una gota
de sangre con cada uno de
los sueros dispensados y
luego mezcle cada uno en
forma circular con una pipeta
plástica.

5. Agite la reacción en forma
circular por unos segundos.

6. Visualice la reacción e
interprete los resultados.

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INTERPRETACIÓN

Suero anti-A Suero anti-B Suero anti-AB
Grupo A + - +
Grupo B - + +
Grupo AB + + +
Grupo O - - -

CONTRAPRUEBA

Aglutinación positiva

INFORME:

Nombre ___________________________________________________________

Grupo ABO ________________

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LABORATORIO Nº 2

ACCIÓN DE AGENTES EXTERNOS SOBRE LAS BACTERIAS
ACCIÓ

Ya que existen microorganismos que son perjudiciales para el ser humano,
se han utilizado diferentes métodos físicos para eliminarlos o destruirlos y de esta
forma evitar enfermedades, alteración de elementos y cualquier efecto indeseable
que puedan producir en el medio donde se encuentran.
La esterilización comprende los procesos empleados con el fin de destruir
toda forma de vida (virus, bacterias, hongos, parásitos, etc.) que pueda existir en
instrumentos, sustancias u otro tipo de materiales.
El empleo de estos métodos de esterilización es fundamental en la clínica
médica y hospitalaria , ya que permiten el control de posibles fuentes de infección
para el hombre.

CLASIFICACION DE LOS METODOS DE ESTERILIZACION

METODOS FISICOS METODOS QUIMICOS METODOS MECANICOS
• Calor • Desinfectantes • Filtración
• Radiaciones • Antisépticos • Centrifugación
• Ultrasonido

1. METODOS FISICOS

Llameado: Se realiza por exposición directa a la llama por lo menos por unos 10
segundos.

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Calor seco: Se realiza por la acción de aire caliente circulante en Hornos Pasteur.
La esterilización se produce en todo material vivo debido al aumento exagerado de
los procesos oxidativos.
• Para jeringas, agujas y material de vidrio que se desee dejar exento de
pirógenos se utiliza una temperatura de 200º C durante 30 a 60 minutos.
• Para material de vidrio como tubos de ensayo, placas petri, frascos para toma
de muestras, se utiliza una temperatura de 180º C por 60 minutos.

Calor húmedo: Se realiza por la acción de vapor saturado a baja presión. Tiene un
mayor poder de penetración que el calor seco y produce la muerte de los
microorganismos por la coagulación de las proteínas del protoplasma.
Se realiza en equipos denominados "Autoclave". Se utiliza principalmente para la
esterilización de medios de cultivo a temperaturas entre 105 a 120º C.

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Radiaciones: Se utiliza para materiales que no resisten altas temperaturas o
sustancias químicas, principalmente material de plástico.

Radiaciones ultravioletas: Se utilizan para descontaminación principalmente de
aire y algunos equipos.

2. METODOS QUÍMICOS

Desinfectantes: Son generalmente de acción bactericida y se aplican sobre
objetos inanimados. Ejemplo: Formaldheído, Glutaraldheído, Cloro, Alcohol.

Antisépticos: Son sustancias de acción menos tóxica para los tejidos y pueden
utilizarse para desinfectar tejido humano. Ejemplo: Povidona yodada, Agua
oxigenada, Alcohol.

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1. ACCION DE AGENTES QUIMICOS SOBRE LAS BACTERIAS

Materiales:

Placas de Agar Mac Conkey Solución de cloro 0.5%
Placas de Agar sangre Etanol al 70%
1 ml de suspensión bacteriana en caldo nutritivo. Alcohol yodado
Agua jabonosa Agua oxigenada

PROCEDIMIENTO Nº 1

1. Usted tiene una batería de 6 tubos conteniendo cada uno 1 ml de suspensión
bacteriana. Trabaje cada tubo de la manera que a continuación se señala,
dispensando con una pipeta pasteur plástica la solución que se indica:

TUBO AGUA CLORO AL ETANOL AL ALCOHOL AGUA
JABONOSA 0.5% 70% YODADO OXIGENADA
- - - -
1 1 ml
- - - -
2 1 ml
- - - -
3 1 ml
- - - -
4 1 ml
- - - -
5 1 ml
- - - - -
6

** El tubo 6 corresponde a un tubo control

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ESTERILIZACIÓN DEL ASA MICROBIOLÓGICA

2. Luego de preparar cada tubo realice una siembra de la suspensión en una placa
de Agar Mac Conkey. No olvide marcar la placa con el número de la suspensión
respectiva.

2
1 3

4 6
5

• Sembrar cada
solución en un Estría
espacio de la placa
• Sembrar en forma de
estría

3. Las placas sembradas se incubarán durante 24 horas en una estufa a 37º C.

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4. Luego de transcurrido este tiempo evalúe el crecimiento bacteriano y compare el
grado de desarrollo entre las diferentes placas.

5. Compare el crecimiento de cada espacio de la placa con el crecimiento
bacteriano del tubo Nº 6 y registre sus resultados en la siguiente tabla

TUBO SOLUCION ESTERILIZANTE CRECIMIENTO BACTERIANO
APLICADA

1

2

3

4

5

6

** Registre el crecimiento bacteriano bajo los siguientes criterios:

• Sin crecimiento
• Escaso
• Moderado
• Abundante

PROCEDIMIENTO Nº 2

1. Divida una placa de cultivo de Agar sangre en tres secciones.

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2. En la primera sección de la placa deposite su dedo, tal como si fuese a marcar
su huella digital.
3. Luego lave sus manos con jabón y repita el procedimiento anterior en la
segunda sección de la placa.
4. Posteriormente limpie su dedo con alcohol yodado y repita el mismo
procedimiento ya descrito pero en la sección tres.

Sección Nº1: Dedo solo

2 Sección Nº2: Dedo con jabón
1
Sección Nº3: Dedo con alcohol yodado
3

5. Incube la placa en una estufa a 37ºC durante 24 horas.

6. Luego del tiempo de incubación registre sus observaciones, en cuanto al
crecimiento bacteriano, en la siguiente tabla:

SECCION DE LA
PLACA CRECIMIENTO BACTERIANO

1

2

3

** Registre el crecimiento bacteriano bajo los siguientes criterios:
• Sin crecimiento
• Escaso
• Moderado
• Abundante

LABORATORIO Nº 3

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MORFOLOGÍA BACTERIANA
MORFOLOGÍ

Las bacterias según su morfología se pueden clasificar en:

1. Cocos (esféricas). Presentan forma esférica o casi esférica ya que sus
diámetros (largo y ancho) son casi iguales. Los cocos se pueden clasificar según
su agrupación en:
• Células agrupadas en Pares (Diplococos)
• Células agrupadas en cadenas cortas y largas (estreptococos)
• Células agrupadas en forma de racimo (estafilococos)

2. Bacilos o Bastones (cilíndricas). Estas células se caracterizan porque uno de
los ejes o diámetro es notablemente mayor que el otro, de tal manera que se
observan como bastoncitos de diferente ancho y longitud. De acuerdo a su
agrupación se pueden presentar:
• Sin agrupación o agrupación irregular
• Células aisladas en parejas
• Células en cadenas
• Disposición celular, una al lado de la otra

3. Helicoidales o curvas (Espirales). Generalmente de presentación aislada; las
células son muy largas en relación a su ancho y se observa una torción alrededor
de su eje (espiras).

La observación de la morfología bacteriana se realiza utilizando colorantes
biológicos que permiten aumentar el contraste entre la célula bacteriana y el medio
que las contiene. La técnica más utilizada para el estudio de la morfología
bacteriana es la tinción de Gram.

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TINCION DE GRAM

Esta tinción fue desarrollada por Christian Gram en 1884. A pesar del tiempo
transcurrido la tinción apenas se ha modificado y es uno de los primeros pasos que
se realiza para cualquier identificación bacteriana, permitiendo con esto la
orientación adecuada de un diagnóstico clínico.

La técnica es capaz de diferenciar las bacterias en dos grandes grupos:
♦ Gram (+) y Gram (–) (gram positivas y gram negativas).

La diferenciación entre gram positivas y gram negativas se basa en el componente
estructural de la pared celular de las bacterias.

GRAM NEGATIVA
Se caracterizan por presentar una membrana
interna rodeada por una pared celular delgada
de peptidoglucano. Hacia el lado externo
tienen una membrana que recubre la pared
celular. Entre la membrana interna y externa
se encuentra el espacio periplásmico que
contiene enzimas importantes para la
nutrición. La membrana externa presenta una
estructura llamada lipopolisacárido (LPS) El
LPS está formado por tres regiones: el
polisacárido O (antígeno O), una estructura
polisacárida central (KDO) y el lípido A
(endotoxina).

GRAM POSITIVA
La pared externa de la envoltura celular de
una bacteria Gram positiva tiene como base
química fundamental el peptidoglucano, que
es un polímero de N-acetil-2-D-glucosamina,
con n-acetilmurámico. Esta molécula se
polimeriza gran cantidad de veces, de modo
que se forma una malla especial, llamada
sáculo de mureína. Dicho compuesto es de
vital importancia para conservar la forma y
darle rigidez a la célula bacteriana

Es así como la diferenciación entre una bacteria gram positiva y gram
negativa radica en la composición y grosor de su envoltura celular. La pared
gruesa de las bacterias Gram (+) permite que el colorante quede atrapado en su

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interior, mientras que las bacterias Gram (-) por poseer una pared mas delgada son
decoloradas fácilmente.

La técnica para la tinción requiere de cuatro pasos en que se aplican soluciones
básicas:

1. Primer colorante: Cristal Violeta
Es un colorante básico que en contacto con las células reacciona con ellas
coloreándolas de un color azul intenso.

2. Solución mordiente: Lugol
Fija las tinciones y aumenta la afinidad entre el colorante y las células bacterianas.

3. Agente Decolorante: Alcohol-Acetona
Es un disolvente orgánico que retira el colorante no internalizado por las células.

4. Colorante de contraste: Safranina
Es un colorante básico que tiñe las células luego de ser decoloradas por el
solvente orgánico. Se manifiesta de una coloración rosada intensa.

Los dos grupos bacterianos que distingue esta técnica difieren en el color con el
que finalmente aparecen.

♦ Las bacterias Gram (+) se teñirán de azul por el cristal violeta y no perderán esta
coloración en los pasos sucesivos.

♦ Las bacterias Gram (–) se teñirán de rosado intenso por la safranina, ya que
estas bacterias pierden la coloración inicial del cristal violeta.

La Tinción de Gram es una tinción que nos permite evaluar:

Afinidad Tintorial

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Morfología
Agrupación

COCACEAS GRAM POSITIVAS BACILOS GRAM NEGATIVOS
AGRUPACIÓN EN RACIMOS AGRUPACIÓN IRREGULAR

COCACEAS GRAM POSITIVAS BACILOS GRAM POSITIVOS
AGRUPACIÓN EN CADENA AGRUPACIÓN EN CADENA


Materiales

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Portaobjetos Set de Tinción de Gram
Microscopio Placas con bacterias Gram (+) y Gram (-)
Aceite de inmersión Cubetas de tinción

1. Preparación bacteriana:

En un portaobjeto
colocar una gota de
agua o caldo estéril y a
1. Cubra la una placa con
partir de lámina de
Cristal violeta toma una
cultivo se durante 1
colonia con el asa y
minuto.
posteriormente se
realiza una disolución
2. Lave el exceso de
de las
colorante con aguabacterias
extraídas del cultivo
con el agua.
3. Cubra con Lugol durante 1
minuto.

4. Lave el exceso de lugol
con agua.
La preparación se
5. Decolore a con solución
seca temperatura
alcohol-acetonaal calor de
ambiente o durante
20 un mechero teniendo la
segundos.
precaución de no
exponerla demasiado
6. Lave con abundante agua
al fuego directo, ya que
para eliminar el exceso de
disolvente. perjudica
esto la
evaluación de la forma
7. Cubra tinciónlámina con
y la de las
bacterias. durante vez
Safranina Una 30
segundos. lámina se tiñe.
seca la

4. Tinción 8. Secar la preparación y
observar al microscopio
con aceite de inmersión.

Ejecute la técnica de la forma que a continuación se detalla: Luego de cada lavado
NOTA:
elimine el exceso de agua
1. Disponga la preparación bacteriana sobre la cubeta diseñada la dilución del
para evitar para realizar la
tinción. colorante o solución
empleada.
Disponga cada solución
durante el tiempo
estrictamente estipulado.
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RESULTADOS Y OBSERVACIONES:

1. Visualice al microscopio la
morfología de las bacterias (40x),
fijándose sobre todo en el color de
la preparación para clasificarlas en
Gram + o Gram -.
Resultados e interpretación:

Ej: Bacilos Gram (+), Bacilos Gram
(-), Cocaceas Gram (+) o Cocaceas
Gram (-)

2. Determine la agrupación de las
21 bacterias observadas.

Ej: En cadena, racimos, agrupación


OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA

Su observación:_____________________________________________________

LABORATORIO Nº 4

CULTIVO E IDENTIFICACION DE BACTERIAS

MEDIOS DE CULTIVO Y MÉTODOS DE SIEMBRA

El cultivo de las bacterias en el laboratorio es esencial para la identificación
de estos microorganismos. El cultivo consiste en observar el crecimiento de las

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bacterias en medios especiales que contengan los nutrientes que favorezcan su
desarrollo. El medio que contiene estas sustancias alimenticias se denomina medio
de cultivo y existen en gran variedad. Para el crecimiento bacteriano además de un
medio de cultivo adecuado es necesario mantener condiciones de temperatura,
humedad y pH.

CARACTERÍSTICAS GENERALES DE LOS MEDIOS DE CULTIVO

Los medios de cultivo son una mezcla equilibrada de nutrientes que en
concentraciones adecuadas y con condiciones físicas óptimas permiten un buen
crecimiento de los microorganismos. Contienen una base mineral; fuente de
carbono, nitrógeno y azufre; atmósfera adecuada y los factores de crecimiento
necesarios.
Los medios de cultivo se pueden clasificar de acuerdo a su estado y de
acuerdo a sus componentes.

• Según su estado

Se pueden clasificar en sólidos, líquidos y semisólidos. El estado del medio o
consistencia se obtiene a partir de un agente solidificante (agar) que en mayor o
menor concentración permite obtener el estado adecuado para el medio

A.- Medios líquidos: el crecimiento de las bacterias se manifiesta por turbidez en
todo el medio.

B.- Medios sólidos: el crecimiento de las bacterias se observa en forma de colonia
en la superficie del medio.

C.- Medios semisólidos: el crecimiento de las bacterias se manifiesta por turbidez
en todo el medio y por colonias en la superficie.

• Según su composición:

A.- Medios básicos: Otorgan un mínimo de nutrientes a las bacterias.

B.- Medios mejorados: Contienen sustancias enriquecedoras como sangre, suero,
etc.

C.- Medios selectivos: Medio que sólo permite el crecimiento de un grupo de
microorganismos e inhibe el de otros.

D.- Medios diferenciales: Son aquellos destinados a demostrar alguna propiedad
bioquímica de la bacteria.

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F.- Medios selectivos-diferenciales: Demuestran capacidad fermentativa o
metabólica de las bacterias.

G.- Medios especiales: Permiten el aislamiento de una bacteria específica.

Los medios de cultivo se pueden disponer en diferentes recipientes. Es así como en
el laboratorio existen medios dispuestos en placas y en tubos.

Medio extendido en tubo
o Agar tendido

METODOS DE SIEMBRA

Se pueden distinguir dos tipos de siembra:

• En superficie: Corresponde a la modalidad más empleada.

• En profundidad: Se utiliza en las pruebas de identificación bacteriana

Las siembras se pueden realizar directamente desde una muestra clínica que
contenga un microorganismo, desde otro cultivo bacteriano o desde un inóculo.

Inóculo: suspensión de bacterias
en un volumen pequeño de
medio líquido que generalmente
es un caldo nutritivo básico o
agua destilada.
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Forma correcta de sembrar en tubo

Estría de crecimiento

Asa

Siembra en profundidad (picadura) Siembra en superficie

Las siembras se pueden realizar con diferentes elementos, entre ellos:

a) Siembra con asa:

Se puede realizar:
• tomando un inóculo a partir de una suspensión de bacterias o para sembrar
muestras biológicas líquidas (orinas, líquido cefalorraquídeo, etc.)
• Para formar una estría de crecimiento a partir de un inóculo realizado con
tórula.

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• Para realizar traspaso de bacterias de un medio a otro, tomando
directamente una porción de una colonia.

b) Siembra con tórula:

La tórula está compuesta de algodón hidrófilo, lo que permite empapar este
material con el fluido en el que se desea estudiar una bacteria. Generalmente
para que las bacterias permanezcan viables se utilizan medios de cultivo
denominados "de transporte", en el que se sumerge la tórula.
La siembra se realiza depositando la tórula sobre una sección de la placa y
posteriormente se realiza la estría de crecimiento con asa.

c) Siembra con pipeta pasteur:

Se realiza para sembrar bacterias en suspensión.


Materiales
Placas de Agar Mac Conkey y Agar Sangre Cultivos bacterianos
Tubos con caldo nutritivo Asa
Tórulas estériles para toma de muestra Portaobjetos

Procedimiento Nº 1

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1. Observe y registre las características más importantes de los medios de cultivo
que se presentarán.

2. Observe las características macroscópicas de las colonias bacterianas presentes
en los cultivos que se le entregarán. (Color, Forma, Hemólisis, tamaño)

Procedimiento Nº 2: Siembra

1. Usted dispone de dos medios de transporte que contienen material biológico
contaminado con bacterias. (Tórula Nº 1 y Nº 2)

2. De la tórula Nº 1 realice una siembra en la mitad de una placa de agar Mac
Conkey de la manera en que se explicó frente al grupo.

3. Realice una suspensión en caldo nutritivo sumergiendo la tórula en el tubo que
contiene el medio.

NOTA: No olvide registrar la placa, tubo y portaobjeto con el número de la tórula
trabajada y con una señal que identifique a su grupo.

4. De la tórula Nº 2 realice una siembra en la mitad de una placa de agar Sangre.

5. Realice una suspensión en caldo nutritivo sumergiendo la tórula en el tubo que
contiene el medio.

6. Luego de realizar estas siembras (placas y suspensiones) incube en estufa a
37º C durante 24 horas, tras las cuales debe evaluar el crecimiento bacteriano.

Procedimiento Nº 3: Siembra de muestras biológicas

1. Realice una toma de muestra de secreción nasal de alguno de los integrantes
del grupo.

2. Siembre la muestra en las mitades restantes de las placas de agar sangre y
Mac Conkey e incube durante 24 horas a 37º C.

LABORATORIO Nº 5

ESTUDIO DE COCACEAS GRAM POSITIVAS

Dentro de las bacterias cocaceas Gram positivas destacan dos géneros de
gran importancia clínica: Staphylococcus y Streptococcus
Ambos géneros son morfológicamente muy similares, sin embargo su
identificación en el laboratorio se basa en pruebas que determinan características

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propias de cada género y más aún entre las especies pertenecientes a cada
género.

Staphylococcus
Dentro de este grupo destacan algunas especies de importancia clínica como
son:
• Staphylococcus aureus
• Staphylococcus epidermidis
• Staphylococcus sapropyticus
• Staphylococcus hominis

En general, este género se caracteriza por desarrollar colonias relativamente
grandes, redondas, lisas y brillantes. Al microscopio generalmente se agrupan en
forma de racimos. Poseen una pigmentación blanca, amarilla o dorada según la
especie. Al cultivar estas bacterias en agar sangre pueden o no presentar
hemólisis, es decir, lisan o rompen los glóbulos rojos presentes en el medio de
cultivo por la presencia de enzimas especiales para este fin.
Tienen la característica de crecer en medios con elevada concentración de
sal o cloruro de sodio, lo que les brinda una característica diferencial importante.
Otras característica que permiten su identificación son la producción de Catalasa,
coagulasa y susceptibilidad a la Novobiocina.

CATALASA

Es una característica de todas las especies de Staphylococcus. La catalasa es una
enzima que desarrollan como mecanismo de defensa que les permite neutralizar los
productos tóxicos derivados del metabolismo del oxígeno. Los Streptococcus no
poseen catalasa, por lo que esta prueba es muy importante a la hora de diferenciar
ambos grupos.

COAGULASA

Esta prueba es útil para identificar una especie de Staphylococcus en especial, el
Staphylococcus aureus. La síntesis de esta enzima permite la coagulación del
plasma y una prueba positiva identifica con certeza a la especie mencionada.

SUSCEPTIBILIDAD A LA NOBOVIOCINA

Esta prueba es útil para diferenciar el Staphylococcus sapropyticus de otras
especies coagulasa negativo. Se realiza poniendo en contacto las bacterias con el
antibiótico, lo que permite evaluar si hay o no desarrollo bacteriano. La prueba
positiva indica que existe resistencia a la novobiocina, por que aún cuando el
antibiótico está presente, existe crecimiento.

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PRUEBA S. aureus S.epidermidis S.saprophyticus S.hominis
Hemólisis + -/+ - -/+
Catalasa + + + +
Coagulasa + - - -
Novobiocina - - + -

Streptococcus
La clasificación de los Streptococcus se basa principalmente en la hemólisis
que producen en agar sangre.
Los tipos de hemólisis que se pueden observar son:
• Hemólisis parcial o α Hemólisis: Se visualiza como un anillo verdoso en torno a
la colonia
• Hemólisis Total o β Hemólisis: Se visualiza como un anillo translúcido en torno a
la colonia
• Sin hemólisis o γ Hemólisis: no se observa actividad hemolítica
Existe otra clasificación según un componente estructural y se designan según
letras mayúsculas:
Grupo A, B, C, D, G.
Para diferenciar las diferentes especies existen pruebas especiales como:
Optoquina, Bacitracina e Hipurato de sodio.

OPTOQUINA
Permite diferenciar Streptococcus pneumoniae α hemolítico de otras especies α
hemolíticas. Sólo el S.pneumoniae es sensible a la optoquina.

BACITRACINA
Permite diferenciar Streptococcus β hemolítico del grupo A (S. pyogenes) del resto
de S. β hemolítico que no son sensibles a la bacitracina.

HIPURATO DE SODIO
Los microorganismos que poseen la enzima hipuricasa hidrolizan el hipurato sódico
formando benzoato sódico y glicina. La Ninhidrina es capaz de reaccionar con
productos de esta reacción lo que permite observan un color morado. Esta prueba
permite identificar al S.agalactiae

ESQUEMA GENERAL DE IDENTIFICACIÓN

Streptococcus

α hemolítico β hemolítico

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Optoquin Bacitracina

+ - + -

S. pneumoniae otros S. pyogenes Hipurato

+ -
S.agalactiae otros

___________________________________________________________________

Materiales

Placas de agar sangre con Staphylococcus Tubos con plasma
Placas de agar sangre con Streptococcus Asas
Sensidiscos de Novobiocina y Bacitracina Pinzas y frascos de alcohol

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Portaobjetos Agua Oxigenada al 3%

PROTOCOLOS DE TRABAJO PARA EL ESTUDIO DE COCÁCEAS GRAM (+)

• Estudio de Staphylococcus

Prueba de la catalasa

1. Tome una colonia de la placa de cultivo con un asa.
2. Peróxido de hidrógeno al 3%
3. Si se producen burbujas la reacción es positiva.
4. Si la prueba es positiva indica que es un Staphylococcus y si es negativa
es un Streptococcus

Prueba de la coagulasa

1. Tome una colonia de la placa de cultivo con un asa.
2. Sumerja el asa en un tubo con aproximadamente 1 ml de plasma.
3. Incube a 37º C en estufa de cultivo y observe periódicamente hasta 4 horas de
incubación.
4. La formación de un coágulo en el fondo del tubo indica una prueba positiva.

Prueba de la Novobiocina (30 µg)

1. Realice una siembra de la colonia en estudio en un agar sangre.
2. En medio de la siembra coloque un sensidisco de novobiocina.
3. Incube por 24 horas aproximadamente a 37º C.
4. Transcurrido el tiempo de incubación observe si existe un halo alrededor del
sensidisco para ver si hay o no crecimiento bacteriano.
5. Si no existe crecimiento de las bacterias alrededor del disco, mida con una regla
el diámetro del halo o circulo que se observa alrededor de la novobiocina.
6. La prueba es negativa cuando existe crecimiento alrededor del sensidisco y se
dice que es resistente.
7. La prueba es positiva cuando se observa un halo de inhibición alrededor del
disco de más de 21 mm y se dice que es sensible.

• Estudio de Streptococcus

Prueba de la Bacitracina

1. Realice una siembra de la colonia en estudio en ½ placa de agar sangre.
2. En medio de la siembra coloque un sensidisco de bacitracina
3. Incube por 24 horas aproximadamente a 37º C.

31

4. Transcurrido el tiempo de incubación observe si es sensible o resistente.
5. Es sensible cuando se observa halo de inhibición alrededor del disco.

Prueba de catalasa Prueba de Coagulasa

Prueba de Bacitracina

LABORATORIO Nº 6

ESTUDIO DE ENTEROBACTERIAS

Las enterobacterias son bacilos Gram negativos, que en general no adoptan
agrupaciones características, no forman esporas y la mayoría son móviles debido a
que poseen flagelos.
Se han desarrollado una serie de medios para cultivarlas, aislarlas e identificarlas
de acuerdo a sus propiedades bioquímicas.

32

Todas las enterobacterias tienen la propiedad de fermentar la glucosa y de
no poseer actividad de la citocromo oxidasa. Algunas enterobacterias de
importancia clínica son:

• Escherichia coli
• Klebsiella pneumoniae
• Proteus mirabilis
• Shigella sonnei
• Salmonella typhi

La orientación básica hacia el estudio de las enterobacterias es la identificación
de bacilos gram negativos a partir de la tinción de gram y de sus cultivo en agar
Mac Conkey (selectivo para este grupo de bacterias). Una vez realizadas estas
observaciones se realiza una batería de 5 tubos que contienen los siguientes
medios de cultivo: TSI (agar triple azúcar-fierro), LIA (Agar lisina-fierro), MIO (agar
movilidad, indol, ornitina), agar Citrato y agar Urea.

TSI: Permite identificar básicamente la fermentación de azúcares tales como
glucosa, lactosa y sacarosa por cambios de color en el medio. Además permite ver
si producto de la fermentación se produce gas y ácido sulfhídrico o hidrógeno
sulfurado. El medio es de color rojo por la presencia de un indicador de pH de este
color. Producto de la fermentación se produce una acidez que hace que el color vire
a amarillo. El gas se evidencia por la formación de burbujas y el ácido sulfhídrico
por un color negro en el medio.

LIA: Este medio evidencia si las bacterias descarboxilan la lisina o deaminan la
lisina. También permite ver la formación de gas y de ácido sulfhídrico. La
descarboxilación de la lisina se observa por un color violáceo en la profundidad del
medio y la deaminación de la lisina por un color rojo en la superficie.

MIO: Este medio es semisólido, a diferencia de los anteriores que son sólidos.
Permite el estudio de indol a partir de triptófano, por ser semisólido permite ver la
movilidad de la bacteria, ya que cuando es así el medio se vuelve muy turbio,
porque la bacteria puede crecer en todo el medio. También permite observar la
descarboxilación de la ornitina que se evidencia por un color violáceo en el medio.
El indol se visualiza agregando un reactivo que provocará la formación de un anillo
color rojo.

CITRATO: Permite evidenciar la utilización del citrato como única fuente de
carbono. Por medio de un indicador de pH se evidencia el viraje desde un color
verde a un color azul, cuando se utiliza el citrato.

UREA: Permite evidenciar la presencia de la enzima ureasa en la bacteria. Se
utiliza un medio de color naranja que por medio de un indicador de pH vira a fucsia
cuando existe esta enzima que hidroliza la urea presente en el medio.

33

La interpretación de las pruebas se realiza en base a tablas que de acuerdo
a las propiedades entregadas por los medios de cultivo permiten identificar la
bacteria correspondiente.
Estas tablas se escogen de acuerdo a los resultados que presenten el TSI y
el LIA.

INTERPRETACIÓN E INFORME DE LAS PRUEBAS

TSI (Agar triple azúcar-fierro)

POSIBLES INFORME INTERPRETACION
RESULTADOS
Amarillo/Amarillo A/A Fermentación de glucosa, lactosa, sacarosa
Rojo/Amarillo K/A No fermentación de Lactosa, Fermentación de
glucosa y sacarosa
Rojo/Rojo K/K No fermentación de glucosa, ni lactosa, ni sacarosa

LIA (Agar lisina-fierro)

POSIBLES INFORME INTERPRETACION
RESULTADOS
Morado/Morado K/K Lisina deaminasa negativa y Lisina descarboxilasa
positiva
Morado/Amarillo K/A Lisina deaminasa negativa y Lisina descarboxilasa
negativa
Rojo/Morado R/A Lisina deaminasa positiva y lisina descarboxilasa
positiva
A: Acido; K: Alcalino

• Información adicional que entrega TSI y LIA:

Producción de H2S: Se visualiza de color negro en el medio. Indica producción de
hidrógeno sulfurado y se informa como H2S (+) o (-)

Producción de gas de glucosa: Se visualiza con burbujas de aire en el medio o
espacios vacíos. Se informa como G (+) o (-)

MIO (Agar movilidad, indol, ornitina)

POSIBLES INTERPRETACION
RESULTADOS
Turbidez Movilidad positiva (+)
Transparencia Movilidad Negativa (-)
Indol Positivo Anillo rojo en superficie al agregar reactivo de Kovacs
Indol Negativo No se forma anillo rojo al agregar el reactivo de Kovacs

34

Morado en Ornitina positiva (+)
profundidad Ornitina negativa (-)
Amarillo en todo el
medio

CITRATO

POSIBLES INTERPRETACION
RESULTADOS
Azul intenso en Citrato positivo (+): utilización de citrato como fuente de
superficie carbono
Verde en superficie Citrato negativo (-)

UREA

POSIBLES RESULTADOS INTERPRETACION
Fucsia Ureasa positivo(+): Tiene la enzima ureasa para
hidrolizar la Urea
Permanece el mismo color Ureasa negativo(-)
del medio ( naranjo)

METODOS DE SIEMBRA:

MEDIO SIEMBRA
TSI En profundidad y en superficie ( 1 picadura)
LIA En profundidad y en superficie ( 3 picaduras)
MIO En profundidad
Citrato Simmons En superficie
Urea En superficie

PICADURA:
Siembra en superficie

Pinchar el medio
con asa en aguja

INTERPRETACIÓN DE LAS PRUEBAS

35



36

Materiales

Placas con bacterias Gram (-) Asas en punta y anillo
Tubos con TSI, LIA, MIO, CITRATO, UREA

1. Observe las placas entregadas, anotando las características macroscópicas de
las colonias

2. Realice la siembra de una colonia en los medios de identificación bacteriana
según lo indicado en cada medio

3. Incubar a 37º C por 18 a 24 hrs

4. Observar resultados y anotar la interpretación de las pruebas

5. Identificar la bacteria con su género y especie, llevando los resultados a las
tablas de interpretación

TÉCNICA DE SIEMBRA

LABORATORIO Nº 7

37

ANTIBIOGRAMA

Cuando se realiza un cultivo de orina, sangre, heces, piel o de cualquier otra
parte de nuestro organismo, lo que intentamos es identificar al microorganismo
causante de la infección o enfermedad que estemos pasando.

Una vez que hemos logrado aislar el agente patógeno, cultivarlo e
identificarlo, procederemos a averiguar cual es el tratamiento adecuado. Este
procedimiento se realiza a través de un "ANTIBIOGRAMA" que consiste en poner
en contacto al microorganismo con distintos antibióticos para ver cual de ellos es el
mejor a emplear como tratamiento.

• Antibiograma

El Antibiograma se define como un método de estudio de susceptibilidad
bacteriana. El método mas utilizado es el de Kirby Bauer, que se realiza en placa
petri y en agar Mueller-Hinton.
Para su realización es necesario sembrar la bacteria que se ha aislado e
identificado previamente, en forma homogénea sobre toda la superficie del agar a
modo de tapizar éste con el microorganismo.
Una vez que se ha realizado esta siembra, se colocan sobre el agar discos
pequeños empapados de sustancia antibiótica que difundirá en el agar.
Posteriormente se incuba en condiciones adecuadas y por un tiempo determinado.
(37ºC; 24 horas)

La sensibilidad o resistencia a estos antibióticos se evalúa por el crecimiento de
las bacterias alrededor del disco.

• Sensibilidad: Una bacteria es sensible a un antibiótico cuando no es capaz de
crecer alrededor de éste. Esto se manifiesta a través de un "halo de inhibición"
mínimo definido para cada antibiótico.

• Resistencia: Una bacteria es resistente a un antibiótico cuando éste no es
capaz de inhibir su desarrollo y por lo tanto es capaz de crecer alrededor del
disco que lo contiene.

"Halo de inhibición": Comprende la zona alrededor del disco en donde no se
observa crecimiento de las bacterias. Para cada antibiótico se encuentra descrito un
halo de inhibición mínimo que define la verdadera sensibilidad de una bacteria a un
antibiótico ya que existe una relación entre la concentración del antibiótico y su
capacidad de inhibir la cepa bacteriana.
El halo de inhibición se evalúa por el diámetro en mm alrededor del disco.

Por ejemplo:

38

Tetraciclina (30µg ) Sensible: ≥ 19 mm y Resistente ≤ 14 mm.

Halo de inhibición

Medición del diámetro del halo

Esta sensibilidad o resistencia viene indicada en una tabla

39



Materiales
Placas de Agar Mueller Hinton Tubos de Caldo tripticasa

___________________________________________________________________

40

Materiales

Placas de Agar Mueller Hinton Tubos con Caldo Tripticasa
Placas con bacterias Gram (+) y Gram (-) Frascos con alcohol
Sensidiscos Pinzas
Tórulas estériles

Estudio de la sensibilidad de las bacterias a diferentes agentes bacterianos

Procedimiento

1. Usted recibe una placa de cultivo a partir de la cual deberá preparar un inóculo

2. Realice una siembra con tórula en una placa de agar Mueller Hinton,
deslizándola en a lo menos tres direcciones, cubriendo de esta manera toda la
superficie de la placa. Cuando introduzca en la suspensión bacteriana al
momento de sembrar, tenga la precaución de eliminar el exceso de líquido en
las paredes del tubo.

3. Luego de realizar el procedimiento anterior, deje secar la placa cerrada por unos
minutos.

4. Deposite uno a uno los discos sobre la superficie del agar, teniendo la
precaución de esterilizar la pinza en la llama entre un disco y otro.

5. Luego de realizar esta siembra incube en estufa a 37ºC durante 24 horas, tras
las cuales debe evaluar el crecimiento bacteriano y medir los halos de inhibición.

6. Según los resultados concluya la sensibilidad y resistencia de la bacteria que
estudió de acuerdo a la información que proporciona la tabla adjunta.

7. Luego de evaluado el antibiograma complete el siguiente cuadro:

Antibiótico usado Diámetro del Halo de Sensible o resistente
Inhibición

LABORATORIO Nº 8

41

PARASITOS

PARASITISMO

Es la asociación entre dos seres o especies diferentes, pudiendo vivir en el
interior o superficie de su huésped, el cual le proporciona las condiciones de
ambiente y alimentación que le son necesarios para conseguir su maduración
sexual y le causa al huésped daño en sus estructuras o funciones

PARÁSITO
Es todo organismo del reino animal o vegetal que vive a expensas de otro,
de acuerdo a esta afirmación podemos decir que existen varios grados de
parasitismo según la dependencia

Parásitos Se adaptan con facilidad a la vida libre o parasitaria
facultativos
Parásitos obligados Deben vivir siempre en el interior o en la superficie de su
huésped. Existen dos tipos:
Temporal permanecen en contacto con su huésped solo el
tiempo necesario para alimentarse
Permanente necesitan obligatoriamente al huésped para
sobrevivir

Parásito accidental Invade al huésped que no es adecuado para el desarrollo
de su especie

Parásito Tiene la capacidad de adaptarse a diferentes especies de
inespecífico huéspedes, en los cuales habitualmente no vive

Parásito que se hospeda en otro parásito

Parásito que se
hospeda en otro
parásito
Pseudo parásito Elemento animado o inanimado que se confunde con un
parásito

CICLO EVOLUTIVO DE UN PARASITO

El conjunto de etapas y transformaciones que experimenta un parásito
durante su desarrollo, se conoce como ciclo evolutivo o ciclo biológico. Estos
ciclos pueden ser directos o monoxénicos si el parásito requiere de un solo
huésped para todo su desarrollo e indirectos o heteroxénicos si necesita dos o
más huéspedes

42

CICLO DIRECTO
HUÉSPED
INFECTADO

Huevos
BOCA Quistes
AMBIENTE Ooquistes

FECALISMO FECALISMO
HUÉSPED
SUSCEPTIBLE

Los ciclos directos o monoxénicos son simples: el huésped infectado transfiere al
medio ambiente las formas infectantes de los parásitos y estos llegan al huésped
susceptible a través del fecalismo

CICLO INDIRECTO

HUÉSPED
HUÉSPED DEFINITIVO
SUSCEPTIBLE
Parásito
CARNIVORISMO Adulto

AMBIENTE Huevos
METACESTODOS Quistes
larvas Ooquistes

FECALISMO
TEJIDOS HUÉSPED
INTERMEDIARIO

larvas

43

En los ciclos evolutivos indirectos o heteroxénicos, los parásitos necesitan
pasar por dos o más huéspedes de distinta especie para alcanzar su pleno
desarrollo. El huésped infectado elimina al medio ambiente las formas infectantes,
por fecalismo llegan al huésped intermediario, en éste se desarrolla un estado larval
o metacestodo en los tejidos y llega al huésped susceptible a través del
carnivorismo

HUÉSPED

Se denomina huésped al ser vivo que alberga un parásito y podemos distinguir:
• Huésped definitivo: En el cual el parásito alcanza su madurez sexual y se
reproduce
• Huésped intermediario: Alberga las formas larvales de los parásitos y se
desarrolla parte de su ciclo biológico
• Huésped paraténico: Aquél que transporta al parásito, pero en él no se
desarrolla ninguna etapa del ciclo biológico

CLASIFICACION DE LOS PARÁSITOS

CLASIFICACION MORFOLÓGICA

Flagelados
Rizópodos
PROTOZOOS Ciliados
Apicomplexa
Nematodos
Platelminto
HELMINTOS s Cestodos

Trematodos

METAZOOS Arácnidos
ARTROPODOS
Crustáceos

Insectos

44


CLASIFICACIÓN TOPOGRAFICA

• ECTOPARÁSITOS: Se ubican en la superficie del cuerpo
• ENDOPARÁSITOS: Viven en el interior del organismo

SEGÚN LOCALIZACIÓN

• ENTEROPARASITOS: Se ubican en el tubo digestivo
• HISTOPARASITOS : Se ubican en los tejidos
• HEMOPARASITOS: Se ubican en la sangre
• ECTOPARASITOS: Se ubican en la superficie y/o en la piel

1. PROTOZOOS

Los protozoos están constituidos por una sola célula que está formada por
núcleo citoplasma, la cual debe atender todas las necesidades vitales del individuo
como movilidad, secreción, excreción, nutrición y reproducción.
Su tamaño varía entre 7 y 120 micrones y durante su vida presentan dos
formas evolutivas:

Trofozoíto Forma vegetativa, de alimentación y reproducción activa
Muy lábil a las condiciones ambientales

Quiste Forma de resistencia
Metabolismo mínimo
Permite la supervivencia de la especie debido a que puede
permanecer mucho tiempo en condiciones ambientales adversas

Existen varios protozoos de importancia médica, algunos de ellos son:

• Entamoeba histolytica
• Entamoeba coli
• Endolimax nana
• Giardia lamblia
• Trypanosoma cruzi

45


CICLOS EVOLUTIVOS

Entamoeba histolytica

Trofozoíto

Quiste

Giardia lamblia

Trofozoíto

Quiste

46


Entamoeba coli

Trofozoíto

Quiste

Trofozoíto

Quiste

47


Trypanosoma cruzi

48


2. NEMATODOS

Son helmintos redondos o cilíndricos, alargados y aguzados en sus
extremos. De tamaño variable, poseen un sistema digestivo, sistema excretor y son
gusanos que presentan dimorfismo sexual. Es una característica que los machos
son siempre ce menor tamaño que las hembras. Se reproducen por huevos que
salen al exterior junto con las deposiciones del huésped. Del huevo nacen larvas
que maduran morfológicamente pasando por cuatro estadios hasta alcanzar su
estado adulto.
Existen varios nematodos de importancia médica, algunos de ellos son:

• Ascaris lumbricoides
• Enterobius vermicularis
• Trichuris trichiura

Ascaris lumbricoides

Huevo

49


Enterobius vermicularis

HUEVO

Trichuris trichiura

HUEVO

50


3. CESTODOS

Los Cestodos son helmintos aplanados dorsoventralmente, semejan cintas y
por ello se les denomina Taenias. Son de tamaño variable, tienen una constitución
morfológica en la que podemos diferenciar escolex, estróbila y proglótidas. Son
de color blanco o grisáceo, no poseen aparato digestivo, son hermafroditas, se
reproducen por huevos y tienen un gran potencial biótico ya que la proglótida
grávida tiene la capacidad de almacenar gran cantidad de huevos. Los huevos son
infectantes de inmediato y permanecen viables en el medio ambiente por mucho
tiempo.
En su estado adulto viven en el intestino de vertebrados que son sus
huéspedes definitivos, su estado larval lo desarrollan en diferentes animales, los
que constituyen los huéspedes intermediarios.
Existen varios cestodos de importancia médica, algunos de ellos son:

• Taenia solium
• Taenia saginata
• Diphyllobothrium latum
• Dypilidium caninum

CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS DE LOS CESTODOS

51

Ciclo evolutivo Taenia
spp.

Taenia sp

52


4. TREMATODOS

Son platelmintos cuyos adultos son aplanados dorsoventralmente y tienen
aspecto ovalado o forma de hoja. Casi todos son hermafroditas. Presentan un
complicado ciclo evolutivo con fases de multiplicación asexuada en moluscos y
fases de multiplicación sexuada en vertebrados y ocupan varios huéspedes
intermediarios para completar su ciclo. Se reproduce por huevos que son de gran
tamaño.
Morfológicamente están constituidos por una cutícula escamosa provista de
espinas, su cuerpo es de tejido esponjoso. Posee una ventosa muscular peribucal y
una ventosa ventral o acetábulo.
La llegada al huésped definitivo es a través de vía oral por consumo de la
forma infectante o metacercaria que se encuentra enquistada en los berros, en el
interior del organismo se desenquista y alcanza su estado adulto.
Dentro de los trematodos de importancia médica

• Fasciola hepatica

Fasciola hepatica

Ciclo evolutivo

53


5. ARTRÓPODOS

Son animales invertebrados de cuerpo segmentado, protegidos por un
exoesqueleto de quitina y en general son ectoparásitos. En general son parásitos
por sí mismos o son eficientes huéspedes, transmisores de enfermedades y por el
veneno que puedan inocular provocan graves cuadros clínicos.
Los principales artrópodos de interés medico son: insectos, arácnidos y
crustáceos

Insectos Dípteros moscas, mosquitos y tábanos
Hemípteros triatomas y chinches
Anopluros piojos
Sifonápteros pulgas
Blatarios cucarachas

Artrópodos terrestres con cuerpo constituido por cabeza, tórax y abdomen

Arácnidos Arañas
Escorpiones
Garrapatas
Ácaros

Artrópodos acuáticos que se han adaptado a la vida terrestre, la cabeza y el tórax
están fusionados formando el cefalotórax en arañas y escorpiones, mientras que en
las garrapatas y ácaros forman juntos con el abdomen una sola masa corporal

Crustáceos Cyclops
Diaptomus
Cangrejos

Artrópodos de tamaño variable, su cuerpo está formado por cefalotórax y abdomen.
Algunos de ellos son huéspedes intermediarios de helmintos del hombre y de
animales.

Entre los artrópodos de importancia médica están:

• Loxosceles laeta
• Latrodectus mactans
• Sarcoptes scabiei
• Pediculus humanus variedad capitis
• Phthirus pubis
• Pulex irritans

54


Arañas

Loxosceles laeta Latrodectus mactans

___________________________________________________________________
Pulgas

___________________________________________________________________

Piojos

55


Sarcoptes scabiei

Ciclo Evolutivo

56



1. PROTOZOOS:

1.- Observe al microscopio las preparaciones al fresco de deposiciones humanas y
realice un dibujo de lo observado
2.- Realice una comparación de los quistes observados de acuerdo a lo siguiente:

Entamoeba coli Giardia.lamblia

Tamaño Tamaño

Forma Forma

Nº de núcleos Nº de núcleos

3.- Observe la lámina en el microscopio de una muestra que contiene un
tripomastigoto de Trypanosoma cruzi. Realice un dibujo

57


2. NEMATODOS:

1.- Examine la morfología del parásito adulto y realice un dibujo

Ascaris lumbricoides Enterobius vermicularis Trichuris trichiura

2.- Observe al microscopio las preparaciones al fresco de deposiciones humanas y
realice un dibujo de los huevos observados

Ascaris lumbricoides Enterobius vermicularis Trichuris trichiura

58


3. CESTODOS:

1.- Examine la morfología del parásito adulto y realice un dibujo

2.- Observe las preparaciones del escolex de cestodos, realice un dibujo y
compare sus estructuras

Taenia solium Taenia saginata Diphyllobothrium latum

59


3.- Observe los huevos, realice un dibujo y compare

Taenia sp Diphyllobothrium latum

4.- Observe las proglótidas grávidas de los cestodos, dibuje y compare

Taenia solium Taenia saginata Diphyllobothrium latum

60


LABORATORIO Nº 9

PARASITOS

4. TREMATODOS

1.- Examine la morfología del parásito adulto y realice un dibujo, observe la ventosa
peribucal y acetábulo

Fasciola hepatica

2.- Observe la preparación con el huevo de Fasciola hepatica y realice un dibujo

61


Observe la preparación que contiene un Quiste hidatídico y el parásito que lo
produce. Realice un dibujo

Quiste hidatídico Echinococcus granulosus

62


5. ARTROPODOS

1.- Examine la morfología del parásito adulto y realice una comparación entre
ambos arácnidos. Si es necesario ayúdese con una lupa

Loxosceles laeta Latrodectus mactans

Tamaño

Color
Nº de
patas

2.- Observe al microscopio las características morfológicas de Pulex irritans y
realice un dibujo

3.- Observe al microscopio la preparación de Sarcoptes scabiei y realice un dibujo

63


4.- Observe al microscopio las preparaciones de Pediculus humanus y Phthirus
pubis, compare las características de ambos parásitos

Pediculus humanus Phthirus pubis

Tamaño

Forma

Características de las
Patas

5.- Observe al microscopio al parásito adulto y los huevos o liendres del Pediculus
humanus, realice un dibujo

Pediculus humanus Liendre

64


65

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