tinciones selectivas

1. INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL
ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
MICROBIOLOGÍA GENERAL
TEMA:TINCIONES SELECTIVAS
EQUIPO:4 GRUPO:3QM1

2. TINCIONES
SIMPLES
DIFERENCIALES
TINCIÓN DE GRAM
TINCIÓN DE ZIEHL-
NEELSEN
SELECTIVAS
TINCIONES NEGATIVAS
TINCIONES
ESPECIALES PARA
CADA ESTRUCTURA
DE LA CELULA

3. TINCIÓN SELECTIVA
Son aquellas en las que se aprovechan características
químicas y físicas de la bacteria, manifestando algunas
estructuras:
Cápsula
Esporas
Imágenes tomadas del
libro Microbiología y
parasitología médica –
Pumarola,Torres , Editorial
Masson, Madrid.

4.  Pared celular
 Granulos metacromáticos
TINCIÓN SELECTIVA
Imágenes tomadas del libro
Microbiología de Stanier, Ingraham
Editorial Reverte, Barcelona.

5. TINCIONES NEGATIVAS
 Esta tinción tiene como característica colorear el
campo excepto a la célula.
FUNDAMENTO
 La capsula no es afín a los colorantes.
 Presencia basta de agua (99%)
 Esta formada de polisacáridos o polipéptidos
anionicos.
 Se usan colorantes ácidos para generar un contraste
con las estructuras.
Imagen tomada del libro Microbiología médica de Jawetz,
Melnick y Adelberg Ed Mc Graw Hill

6. Rojo Congo
Nigrosina

7. TINCIÓN DE KNAYSI
 El mordente, compuesto de ácido tánico y
alumbre de potasio, engrosa la pared,
debido al tamaño molecular del alumbre de
potasio.
 Posterior a esto se realiza una tinción para
la observación de la pared
Imagen tomada del libro Microbiología médica de Jawetz,
Melnick y Adelberg Ed Mc Graw Hill

8. TINCIÓN DE SHAEFFER Y FULTON
(esporas)
 Son impermeables a los
colorantes.
 Tiene una capa proteica
externa que proporciona
resistencia.
 El verde de malaquita es un
colorante débilmente básico.
 Cuando se calienta penetra las
esporas.
 Cuando se lava sale de la
celula pero no de la espora.
Imagen tomada del libro Microbiología médica de Jawetz,
Melnick y Adelberg Ed Mc Graw Hill

9. Verde de malaquita

10. TINCIÓN DE LOEFFLER
 Material de reserva
 Cúmulos de
polimetafosfato.
 Con azul de Löeffer se
observan de rojo violeta
 El citoplasma de color
azul.
Imágenes tomadas del libro Microbiología médica de Jawetz,
Melnick y Adelberg Ed Mc Graw Hill

11. Azul de metileno Metafosfato

12. OBJETIVOS
1. Conocer nuevas técnicas de coloración, así como saber su comportamiento ante las
estructuras
2. Manifestar estructuras de la célula por medio de estas tinciones
3. Conocer los fundamentos de cada tinción en base a su afinidad a los colorantes
(fundamentos físico-químicos)
4. Realizar varias técnicas de coloración selectiva que permitirán observar algunas estructuras
bacterianas.

13. I. OBSERVACIÓN DE CÁPSULA.
a) Método de la tinta China.
Colocar con el asa una
pequeña gota de tinta
china en el centro de un
portaobjetos.
Poner una gota del
mismo tamaño de
agua a un lado de la
tinta.
Tomar
Klebsiella
pneumoniae
Realizar una
suspensión en la
gota de agua y
mezclar con la tinta
sin extender.

14. Colocar un cubre
objetos sobre la
suspensión sin
que deje burbujas.
OBSERVAR
INMEDIATAMENT
E
• Seco fuerte e
inmersión
Desechar la
preparación en un
recipiente con
antiséptico.

15. b) Método del rojo Congo.
Colocar una gota de
rojo Congo en el
centro del
portaobjetos.
Tomar
Klebsiella
pneumoniae
Suspender K.
pneumoniae en la
gota de rojo
Congo y hacer un
frotis.
Secar al aire.
NO
FIJAR
AL
CALOR Cubrir el frotis con
mordente de capsula
durante 1min.

16. Lavar el frotis con
agua destilada.
Dejar secar
al aire.
OBSERVAR
Objetivo de
inmersión
Desechar la
preparación en un
recipiente con
antiséptico.

17. II. Observación de la Pared Celular con la
Tinción de Knaysi.
Realizar un
frotis de Bacillus
megaterium
Fijar al
calor.
Cubrir con
mordente Knaysi
durante 10 min.
Lavar con
agua
destilada.

18. Colocar una gota
de fucsina sobre
la preparación.
Colocar un cubre
objetos sobre la
suspensión sin
que deje burbujas.
OBSERVAR
INMEDIATAMENT
E
Objetivo de
inmersión
Desechar la
preparación en un
recipiente con
antiséptico.

19. III. Observación de esporas con la
tinción de Shaeffer y Fulton.
Realizar un frotis
de B.
megaterium
Fijar al
calor.
Cubrir todo el
portaobjetos con
verde de
malaquita.
Calentar
suavemente a
emisión de vapores
durante 5min.
El colorante no
debe secarse ni
hervir, añadir
más si es
necesario.

20. Lavar
exhaustivament
e con agua.
Cubrir la
preparación con
Safranina por
1min.
Lavar y dejar
secar al aire.
OBSERVAR
Objetivo de
inmersión
Desechar la
preparación en un
recipiente con
antiséptico.

21. IV. Observación de gránulos
metacromáticos con la tinción de
Lôeffler.
Realizar un frotis
de
Corynebacterium
sp.
Fijar al
calor. Cubrir la
preparación con
Azul de Metileno de
Lôeffler por 1min.
Lavar con
agua y dejar
secar al aire.
OBSERVAR
Objetivo de
inmersión
Desechar la
preparación en un
recipiente con
antiséptico.

22. RESULTADOS:
 Tinción Negativa Nigrosina
Equipo 8 Lab 3 100x
Equipo 4 lab 4 100x
Equipo 4 lab 3 100x
Klebsiella pneumoniae

23. Observación de levaduras en tinta china.
Imagen obtenida de internet.
Presencia de cápsula usando nigrosina. 100x
Klebsiella pneumoniae

24. RESULTADOS:
 TINCIÓN NEGATIVA
ROJO CONGO
Equipo 3 lab. 3 100x
Equipo 2 lab 3 100x
Equipo 7 lab 4
100x
Equipo 8 lab 3 100x
Equipo 8 lab 4
100x
Equipo 4
lab 4
100x
Klebsiella pneumoniae

25. RESULTADOS
 TINCIÓN DE PARED CELULAR
(TINCIÓN DE KNAYSI)
Equipo 5 lab. 3 100x
Equipo 2 lab.3 100x
Equipo 8 lab.4 100x
Equipo 8 lab.3 100x
Equipo 4 lab.4 100x
Equipo 8 lab.4 100x
Bacillus megaterium

26. RESULTADOS:
 TINCIÓN DE ESPORAS
(MÉTODO DE SHAEFFER Y FULTON)
Equipo 6 lab. 4 100x
Equipo 5 lab 3 100x Equipo 2 lab 3100x
Equipo 8 lab 4 100x Equipo 4 lab 4 100x
Bacillus megaterium

27. RESULTADOS
 TINCIÓN DE GRANULOS METACROMÁTICOS
(TINCIÓN DE LöEFFLER)
Equipo 3
lab. 3
100x
Equipo 8 lab 4 100x
Equipo 3 lab 3 100x
Equipo 5 lab 3 100x
Equipo 8 lab 3 100x
Equipo 4 lab 4 100x
Corynebacterium sp

28. 50%50%
TINCIONES NEGATIVAS
ROJO CONGO Y TINTA CHINA
POSITIVO (SE LOGRA LA TINCIÓN)
NEGATIVO (NO SE LOGRA LA TINCIÓN)
Las tinciones negativas implican una
excelente manipulación de los
componentes (colorantes).
Se aprecia que solo la mitad de los
equipos lograron esa técnica
Factores como: la cantidad de agua,
muestra tomada, e incluso la cantidad de
colorante son variables de este
procedimiento.

29. 82%
18%
0%
0%
TINCIÓN DE KNAYSI
(PARED CELULAR) logran manifestar la pared celular
no logran manifestar la pared
celular
Con el microorganismo trabajado
contaba con pared celular.
En la observación hubo variaciones
en la tonalidad de la pared celular
ya que algunos era un color más
intensos o más tenue de lo
esperado.
Factores: tempo, concentración del
colorante, manipulación del frotis.

30. 82%
18%
TINCIÓN DE SHAEFFER Y FULTON
(ESPORAS)
COLOREARON
ENDOESPORAS
NO COLOREARON
ENDOESPORAS
Los microorganismos presentes
en esta práctica contaban todos
con esporas internas o externas,
estas se manifestaron de color
verde jade.
En la sección un pequeño
porcentaje no logro el objetivo.
factores: calor uniforme, un
buen frotis, manipulación del
frotis en la coloración.

31. 50%50%
TINCIÓN DE LOEFFLER
(GRÁNULOS METACROMATICOS)
TINCIÓN DE
GRÁNULOS
METACROMATICOS
NO TINCIÓN DE
GRÁNULOS
METCROMATICOS
Solo la mitad de los equipos
logro esta coloración ya que en
la mayoría de los frotis el color
era tan tenue que no se lograba
distinguir muy claramente la
presencia de los gránulos.
Factores: tiempo ,manipulación
del frotis, concentración del
colorante.

32. CONCLUSIÓN
 Dependiendo de la estructura bacteriana que se quiera observar, es la técnica
que se usará.
 Se observaron las estructuras de cápsula, pared celular, espora y gránulos
metacromáticos.

33. CUESTIONARIO
 1) ¿Por qué la cápsula no se puede teñir?
-La cápsula por su estructura es impermeable y gracias a sus componentes excluye a los
colorantes ácidos o partículas de carbono, en la estructura química de los colorantes tenemos
presentes carbono o algunos colorantes son ácidos por lo tanto es difícil colorear y penetrarla
esta estructura.
 2) Cite 3 microorganismos que tengan cápsula
-Streptococcus mutans
-Bacillus anthracis
-Clostridium perfringens
3) ¿Tienen pared celular todas las bacterias?
-Las células procariontes si poseen pared celular, que es lo que permite clasificar a las bacterias
como gram - o +,compuesta principalmente por peptidoglucanos.

34.  4) ¿Cuáles son las funciones de la cápsula y su naturaleza química?
-Las cápsulas están constituidas normalmente por polisacáridos, las cápsulas no es
necesarias para el crecimiento y multiplicación bacteriana ,confieren varias ventajas a
las bacterias cuando éstas crecen. Les ayudan a resistir la fagocitosis por células
fagocíticas. Cuando carece de cápsula se destruye fácilmente y no causa enfermedad.
Las cápsulas contienen una gran cantidad de agua y puede proteger a las bacterias frente
a la desecación. Evitan los virus bacterianos y la mayoría de los materiales tóxicos
hidrofóbicos.
.
 5) ¿Pueden teñirse con la tinción de Shaeffer y Fulton las esporas de los
actinomicetos o de hongos?
-Algunas estructuras de los hongos, como los conidios o esporas sexuaales , se pueden
observar por esta técnica lo único que cambia es el tiempo para calentar (solo se hace 1
minuto).

35. BIBLIOGRAFÍA
 GERARD J. TORTORA, BERDELL R. FUNKE, CHRISTINE L. CASE 2008
‘’INTRODUCCIÓN A LA MICROBIOLOGÍA’’ EDITORIAL PANAMERICANA 9ª
EDICIÓN MÉXICO
 ROGER Y. STANIER, JOHN L. INGRAHAM, MARK L, WHEELIS, PAGE R.
PAINTER 1992 ‘’MICROBIOLOGÍA’’ EDITORIAL REVERTÉ 2DA EDICIÓN
BARCELONA
 PUMAROLA A., RODRIGUEZ-TORRES A., GARCÍA RODRÍGUEZ J. A.,
PIEDROLA ANGULO G. 1999‘’MICROBIOLOGÍA Y PARASITOLOGÍA MÉDICA’’
EDITORIALL MASSON 2DA EDICIÓN, MADRID
 F, BROOKS, CARROL, KAREN, S. BUTEL JANET MORSE STEPHEN,
2011JAWETZ, MELNICK Y ADELBERG MICROBIOLOGÍA MÉDICA EDITORIAL
MC GRAW HILL 25ª EDICIÓN
 COSTERTON, J.W., G.G. GEESEY, K.-J. CHENG (1978): EL MECANISMO DE
ADHERENCIA EN LAS BACTERIAS. INV. Y CIENCIA (MARZO): 66-77.
 HTTP://WWW.UGR.ES/~EIANEZ/MICROBIOLOGIA/04CAPSULA.HTM
 HTTP://WWW.EUITA.UPV.ES/VARIOS/BIOLOGIA/TECNICAS_DE_HISTOLOGIA
_VEGETAL/DOCUMENTOS/COLORANTES.HTM