Patologia e Inmunologia de camarones Penaeidos Segunda Edicion

GUÍA TÉCNICA
PATOLOGÍA E INMUNOLOGÍA
DE CAMARONES PENAEIDOS
Editores:
Vielka Morales Q.
Jorge Cuéllar-Anjel
Autores:
Carlos Pantoja
Donald V. Lightner
Alitiene Moura Lemos Pereira
Emiko Shinozaki Mendes,
Tereza Cristina Vasconcelos Gesteira
Verónica Arns Da Silva
Andreia Benedita Poletto
María Soledad Morales-Covarrubias
Bruno Gómez Gil R.
Margherita Anna Barracco
Luciane Maria Perazzolo
Rafael Diego Da Rosa
Ignacio De Blas Giral
Ana Muniesa Del Campo
Vielka Morales Q.
Cornelio Lara
Oscar García Suárez

Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
2
Esta publicación ha sido posible gracias al Organismo Regional Internacional de Sanidad Agropecuaria a través
de su Coordinación Regional de Inocuidad de Alimentos.
Todos los derechos reservados. Se autoriza la reproducción y difusión de material contenido en esta Guía
Técnica para ines educativos u otros ines no comerciales sin previa autorización escrita de los titulares de
los derechos de autor. Se prohíbe la reproducción de material contenido en esta Guía Técnica para reventa u
otros ines comerciales sin previa autorización escrita de los titulares de los derechos de autor y del Organismo
Internacional Regional de Sanidad Agropecuaria.
Derechos reservados:
© 2014 Vielka Morales Q. y Jorge Cuéllar-Anjel
(507) 6747-2159 / (507) 6949-1976
vielkamorales2003@yahoo.com
jocuan@gmail.com
Panamá
Segunda edición en español • Octubre 2014
Tiraje: 1000 ejemplares • Distribución gratuita
Impreso en Guatemala por Publicidad & Diseño Gómez (correo: publicidadydiseno28@gmail.com)
ISBN versión impresa: 978-9962-8500-7-6
ISBN versión PDF: 978-9962-8500-8-3
Esta obra se citará de la siguiente manera:
Todo el libro:
Morales, V. y J. Cuéllar-Anjel (eds.). 2014. Guía Técnica – Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos.
OIRSA, Panamá, Rep. de Panamá. 382 pp.
Ejemplo para citar un capítulo:
Pantoja, C. y D. V. Lightner. 2014. Enfermedades virales. p. 99-164. En: Morales, V. y J. Cuéllar-Anjel (eds.).
2014. Guía Técnica – Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos. OIRSA, Panamá, Rep. de Panamá.
382 pp.
Como citar los 4 temas insertos en los diferentes capítulos:
Morales-Covarrubias, M.S. 2014. Montajes en Fresco. p. 29-47. En: Morales, V. y J. Cuéllar-Anjel (eds.). 2014.
Guía Técnica – Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos. OIRSA, Panamá, Rep. de Panamá. 382 pp.
Pereira, A.M.L., E.S. Mendes, T.C.V. Gesteira, V.A. Silva, y A.B. Poletto. 2014. Mionecrosis infecciosa viral –
IMNV y sus implicaciones en el cultivo de camarón brasileño. p. 139-148. En: Morales, V. y J. Cuéllar-Anjel
(eds.). 2014. Guía Técnica – Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos. OIRSA, Panamá, Rep. de
Panamá. 382 pp.
Pantoja, C. y D. V. Lightner. 2014. Espiroplasmosis en Camarones. p. 189-191. En: Morales, V. y J. Cuéllar-An-
jel (eds.). 2014. Guía Técnica – Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos. OIRSA, Panamá, Rep. de
Panamá. 382 pp.
Pantoja, C. y D. V. Lightner. 2014. EMS/AHPND Descripción de la enfermedad en Asia y América. p.172-177.
En: Morales, V. y J. Cuéllar-Anjel (eds.). 2014. Guía Técnica – Patología e Inmunología de Camarones Penaei-
dos. OIRSA, Panamá, Rep. de Panamá. 382 pp.
Diseño:
New Concept Publications, Inc.
(507) 226-7694
Panamá
Fotos cortesía de:
Daniel Ho – portada, contraportada, páginas 4, 6, 19, 97, 165, 195, 223, 235 y 307
Camaronera de Coclé, S.A. (CAMACO) - Panamá - páginas 327 y 380

Agradecimientos
3
AGRADECIMIENTOS
Los editores agradecen a la Coordinación Regional de Inocuidad de Alimentos del OIRSA, en
su momento representada por el Dr. Oscar de Jesús García, quien apoyó la realización de esta publi-
cación y su participación constante en la actualización de los temas de normativas internacionales
para medicamentos.
A la Coordinación Regional de Salud Animal del OIRSA a través de su Coordinación Regional
de Sanidad Acuícola, por el esfuerzo económico y logístico para la actualización de la Guía Técnica
– Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos como 2da edición.
Especial agradecimiento al Dr. Abelardo De Gracia por su visión de incorporar dentro del
OIRSA el Programa de Sanidad Acuícola, así como su apoyo en la creación del Grupo Ad hoc de
especialistas acuícolas del OIRSA, donde se cuenta con la participación de excelentes y reconocidos
profesionales en el campo de la acuicultura con diversas especialidades.
Al Grupo CALESA a través de su Vicepresidente Ejecutivo, Lic. Hans Hammerschlag, por el
apoyo constante que brinda al OIRSA, permitiendo que su equipo técnico participe en las actividades
del Grupo ad hoc en Sanidad Acuícola.
Se agradece la colaboración incondicional del Ing. Roberto Chamorro (Licencia de intérprete
público autorizado del Ministerio de Gobierno y Justicia de Panamá, Resolución Nº28, de 8 de marzo
de 1984) por la traducción del portugués al español del capítulo de 6 “Inmunología del camarón”
y del tema “Mionecrosis infecciosa viral (IMNV) y sus implicaciones en los cultivos de camarones
brasileños” del capítulo 2 de Enfermedades Virales.
Igualmente se les agradece a todos los autores y coautores que han logrado enriquecer esta
nueva versión de la Guía Técnica, en particular al Dr. Carlos Pantoja, a la Dra. María Soledad Morales
Covarrubias, a la Dra. Margherita Barracco, al Dr. Bruno Gómez Gil, a la Dra. Alitiene Pereira Moura,
al Dr. Oscar García, al Ing. Cornelio Lara y muy especialmente al Dr. Ignacio de Blas, quien aportó
un nuevo capítulo a la Guía.
La autora María Soledad Morales-Covarrubias, desea agradecer su apoyo y comprensión a
Ignacia Covarrubias Flores, Martha Silvia Morales Covarrubias, Pedro Antonio Morales Covarrubias,
Ángel Eduardo Morales Ramos y Gael Iñaqui Morales Ramos.
Finalmente, queremos reconocer y agradecer el apoyo que nos ha brindado el Ing. Dario
López de Farallón Acuacultura, al facilitarnos ejemplares vivos para las fotos de portada y entre pá-
ginas, de esta Guía Técnica de Patología e Inmunología de camarones penaeidos y al Lic. Reinaldo
Morales por su revisión en los datos estadísticos y apoyo constante en la consecución de información.

4

Prólogo
5
PRÓLOGO
De acuerdo con la FAO (2014), la producción acuícola mundial alcanzó el máximo histórico
de 90.4 millones de toneladas en 2012, de las cuales 66.6 millones de toneladas corresponden a
pescado comestible, incluida la producción de camarón de cultivo que representó el 9.7% (6.4 mi-
llones de toneladas) y el 22.4% en valor, los cuales a su vez corresponden al 15% del valor total de
los productos pesqueros comercializados a nivel internacional.
En los países que conforman OIRSA, la evolución de los volúmenes de producción indica que
la camaronicultura tuvo un crecimiento ponderado del 214% entre 2000 y 2011. El sector presentó
una tendencia ascendente sostenida hasta 2008, cuando el aumento llegó hasta el 269% y desde
entonces presentó un comportamiento luctuante (FAO FishStat, 2014).
Si bien los resultados de la producción de la acuicultura y en especial de los camarones cul-
tivados son de alta importancia, la industria se ha visto afectada en diferentes épocas por el apareci-
miento de enfermedades. Tal es el caso de Centroamérica, que en la década de los 90 fue fuertemente
impactada por la aparición de patologías como el Síndrome de Taura y el Síndrome de la Mancha
Blanca, causando signiicativas pérdidas en la producción, la generación de ingresos y empleos.
En 2012 y con mayor énfasis en 2013, se evidenció una disminución de los volúmenes en la
producción mundial de camarón cultivado, debido principalmente a problemas relacionados con
enfermedades como la Enfermedad de la Necrosis Aguda del Hepatopáncreas (AHPND o EMS) en
algunos países de Asia, así como otras patologías similares en ciertos países de América Latina, lo
cual incrementó los precios del camarón en todo el mundo y afectó el consumo en los mercados
tradicionales.
Debido al alto riesgo que representan las enfermedades tanto para las poblaciones en cultivo
como para los organismos silvestres, el sector acuícola se ha visto en la necesidad de implementar
nuevas tecnologías, de aplicar las “buenas prácticas de manejo” en sus cultivos y también de capaci-
tar de forma continua al personal técnico y de campo.
El Organismo Internacional Regional de Sanidad Agropecuaria (OIRSA), como ente rector de
la sanidad agropecuaria en la región, tiene entre sus compromisos el facilitar el desarrollo econó-
mico y social de los países miembros mediante la producción agropecuaria sana y de calidad. Con
dicho propósito, OIRSA tiene el honor de presentar la Guía Técnica de Patología e Inmunología de
Camarones Penaeidos, la cual recoge las técnicas de identiicación y características de las principales
enfermedades de los camarones y que le permitirá a la región contar con una camaronicultura que
cumpla los estándares de calidad y sea altamente productiva.
EFRAÍN MEDINA GUERRA
Director Ejecutivo
OIRSA, 2014

6

Introducción
7
INTRODUCCIÓN
La Guía Técnica – Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos, primera edición, fue
creada gracias al Programa Iberoamericano de Ciencia y Tecnología para el Desarrollo (CYTED).
Este es un programa internacional multilateral de cooperación cientíica y tecnológica de ámbito
iberoamericano con carácter horizontal y a través de la Red denominada FORO PARA LA GESTIÓN
DE CONOCIMIENTOS Y TRANSFERENCIA DE TECNOLOGÍAS SOBRE EL CULTIVO DE PENAEUS
VANNAMEI: RED VANNAMEI, se publicó en el 2008 bajo la Coordinación de la Lic. Vielka Morales
como responsable de esta red temática y co-editora del libro.
La presente actualización y publicación de la 2da edición de esta Guía Técnica, ha sido po-
sible gracias al Organismo Internacional Regional de Sanidad Agropecuaria (OIRSA), a través de la
Coordinación Regional de Salud Animal, su Coordinación de Inocuidad de los Alimentos, su Progra-
ma Regional de Sanidad Acuícola y del Grupo ad hoc en Sanidad Acuícola, coordinado este último
por el Dr. Jorge Cuéllar-Anjel, co-editor y co-autor del libro. El OIRSA como entidad interguberna-
mental especializada en materia de sanidad agroalimentaria, tiene el objetivo de mejorar y alcanzar
el estatus sanitario de la Región, para que sea reconocido internacionalmente, permitiendo así el
acceso a mercados internacionales y contribuyendo con la seguridad alimentaria.
El Grupo Ad hoc del Programa de Sanidad Acuícola dentro de la Coordinación Regional de
Salud Animal, está dividido en tres sub grupos: “Peces” liderado por el Dr. Víctor Vidal del CIAD de
México, “Moluscos” liderado por el Dr. Jorge Cáceres del CICESE de México y “Crustáceos” liderado
por el Dr. Cuéllar-Anjel del sector privado de Panamá. Así mismo, el Programa cuenta con un Grupo
“Network” de apoyo, compuesto por grandes especialistas en diversos temas de la sanidad acuícola,
dentro y fuera de la región del OIRSA. Estos tres sub grupos, interesados en apoyar al sector acuícola
de la Región, han contribuido en diversas oportunidades con capacitaciones y material cientíico que
sirve como instrumento de referencia en pro de una producción acuícola sana en la Región.
El OIRSA ha dado inicio a través de su Coordinación Regional de Salud Animal y su Programa
de Sanidad Acuícola y con el apoyo de su Grupo ad hoc, a una serie de actividades relacionadas con
la sanidad acuícola, entre ellas varias capacitaciones técnicas y temáticas, manuales, conferencias
y, de forma destacada, la Campaña de Alerta Temprana sobre la nueva enfermedad conocida como
Síndrome de Mortalidad Temprana (EMS por sus siglas en Inglés) o Enfermedad de la necrosis aguda
del hepatopáncreas (AHPND por sus siglas en Inglés).
Por tal motivo, se ha hecho un gran esfuerzo para poder reproducir la 2da edición de esta
Guía Técnica, con la ayuda de los mismos autores de su primera edición y la contribución de nuevos
autores, logrando así un documento actualizado, moderno y con nuevas enfermedades incorporadas.
Este documento servirá como material básico de consulta para estudiantes, profesores, profesionales
acuícolas, investigadores, empresas privadas o mixtas y entidades estatales, que se dediquen al cul-
tivo de camarones marinos.
El compromiso desinteresado de cada uno de los autores, es uno de los mejores aportes al sec-
tor camaronero y a quienes los editores agradecen por haber depositado su conianza en el Programa
Regional de Sanidad Acuícola del OIRSA. Extendemos a estos autores, amigos y compañeros, un
cordial agradecimiento por toda su colaboración, así como al Coordinador Regional de Salud Animal
y al Coordinador Regional de Inocuidad de los Alimentos del OIRSA, por su apoyo incondicional y
su conianza depositada en nosotros para este gran proyecto que es la 2da edición de la Guía Técnica
de Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos.
VIELKA MORALES Q. JORGE CUÉLLAR-ANJEL
Coordinadora del Programa Camaronera de Coclé, S.A. y
Regional de Sanidad Acuícola Coordinador del Grupo
del OIRSA ad hoc del OIRSA en Sanidad Acuícola

8
Prólogo 5
Introducción 7
Reseña de los Editores y Autores 11
Capítulo 1 Métodos para el Diagnóstico de Enfermedades en Camarones Penaeidos
(Jorge Cuéllar-Anjel) 21
1.1 Anamnesis 22
1.2 Examen clínico 23
1.3 Microscopía directa (análisis en fresco) 26
1.4 Montajes en fresco (María Soledad Morales-Covarrubias) 29
1.5 Bacteriología 48
1.6 Histología 52
1.7 Pruebas con anticuerpos 59
1.8 Métodos moleculares 64
1.9 Parámetros inmunológicos 78
1.10 Microscopía electrónica de transmisión 84
1.11 Bioensayos 87
1.12 Referencias bibliográicas 92
Capítulo 2 Enfermedades virales del camarón (Carlos R. Pantoja y Donald V. Lightner) 99
2.1 Principales enfermedades y métodos de diagnóstico. 100
2.2 Virus de la necrosis hipodérmica y hematopoyética infecciosa (Infectious
hypodermic and hematopietic necrosis virus, IHHNV). 103
2.3 Virus del Síndrome de la Mancha Blanca (White spot syndrome virus, WSSV) 111
2.4 Virus del Síndrome de Taura (Taura syndrome virus, TSV) 121
2.5 Virus del síndrome de la cabeza amarilla (Yellow head syndrome virus,
YHV) 130
2.6 Virus de la mionecrosis infecciosa (Infectious myonecrosis virus, IMNV) 135
2.7 Mionecrosis infecciosa viral – IMNV y sus implicaciones en el cultivo de
camarón brasileño (Alitiene Moura Lemos Pereira, Emiko Shinozaki Men-
des, Tereza Cristina Vasconcelos Gesteira, Veronica Arns da Silva, Andreia
Benedita Poletto) 139
2.8 Penaeus vannamei nodavirus (PvNV) 149
ÍNDICE

Índice de Contenido
9
Capítulo 3 Enfermedades bacterianas de camarones (María Soledad Morales-Covarru-
bias y Bruno Gomez-Gil) 167
3.1 Síndrome de la Mortalidad Temprana (EMS) o Enfermedad de la Necrosis
Aguda del Hepatopáncreas (AHPND) - Situación de México 167
3.2 EMS/AHPND Descripción de la enfermedad en Asia y América (Carlos R.
Pantoja y Donald V. Lightner) 172
3.3 Necrosis séptica del hepatopáncreas (NSHP) 178
3.4 Hepatopancreatitis necrotizante (NHP) 180
3.5 Síndrome de Zoea II 182
3.6 Enfermedad de luminiscencia 184
3.7 Erosión bacteriana del caparazón 185
3.8 Estreptococosis 187
3.9 Spiroplasma penaei (Carlos R. Pantoja y Donald V. Lightner) 189
3.10 Referencias Bibliográicas 192
Capítulo 4 Parásitos en camarones (Jorge Cuéllar-Anjel) 197
4.1 Gregarinas 197
4.2 Microsporidios 202
4.3 Haplosporidios 209
4.4 Epicomensales 210
4.5 Metazoarios 217
Capítulo 5 Enfermedades causadas por hongos (Carlos R. Pantoja y Donal V. Lightner) 225
5.1 Micosis 225
5.2 Fusariosis 228
Capítulo 6 Avances en la Inmunología del Camarón (Margherita Anna Barracco, Lucia-
ne María Perazzolo y Rafael Diego Rosa) 237
6.1 Sistema circulatorio, hemolinfa y coagulación 239
6.2 Las células del sistema inmune 241
6.3 Mecanismos de reconocimiento y señalización celular 245
6.4 Mecanismos líticos y microbicidas 258
6.5 Defensas antivirales 267
6.6 Inmunoestimulantes 277
6.7 Parámetros hemato-inmunológicos como indicadores de salud 282

10
6.8 Conclusiones y Perspectivas 287
Capítulo 7 Vigilancia epidemiológica en Camaronicultura (Ignacio de Blas y Ana
Muniesa) 309
7.1 Generalidades sobre vigilancia epidemiológica 310
7.2 Investigación de brotes de enfermedad 313
7.3 Vigilancia epidemiológica para detectar enfermedad 317
7.4 Vigilancia epidemiológica para estimar prevalencia 321
7.5 Conclusión 327
Capítulo 8 Buenas prácticas y bioseguridad para el cultivo del camarón blanco Pe-
naeus (Litopenaeus) vannamei (Boone, 1931) (Jorge Cuéllar-Anjel, Vielka
Morales, Cornelio Lara y Oscar García) 331
8.1 Aspectos a considerar en las Buenas Prácticas de Manejo 332
8.2 Sistema de disposición de desechos según su clasiicación y posibilidad de
reciclaje 357
8.3 Uso de energía 357
8.4 Planes de contingencia 357
8.5 Registros en una granja camaronera 358
8.6 Trazabilidad 358
8.7 Referencias Bibliográicas 359
Abreviaturas 361
Glosario 364

Reseña de los Editores
11
RESEÑAS
DE LOS EDITORES
VIELKA MORALES Q.
Coordinadora Programa Regional de Sanidad Acuícola
vmorales@oirsa.org
Licenciada en Biología. Experiencia de 14 años en el tema de larvicultura,
maduración, zooplancton y itoplancton en laboratorio de camarones de Pa-
namá. Durante 15 años como coordinadora técnica de la Organización del
Sector Pesquero y Acuícola de Centroamérica - OSPESCA. Consultora para
FAO y PRADEPESCA-UE. Cuenta con más de 17 publicaciones en temas de
camarones. Ha participado en redes del CYTED relacionada a camarones y
moluscos. Actualmente Coordinadora del Programa de Sanidad Acuícola, de
la Coordinación Regional de Salud Animal de la Organización Internacional
Regional de Sanidad Agropecuaria – OIRSA.
JORGE CUÉLLAR-ANJEL
Director del Departamento de Patología e Investigación
Camaronera de Coclé S.A. (CAMACO)
Aguadulce, Coclé, República de Panamá
jocuan@gmail.com
Médico Veterinario (U.D.C.A., Bogotá), Máster en Microbiología con énfasis en
Inmunología (Pontiicia Universidad Javeriana, Bogotá). Actualmente Patólogo
e Investigador de CAMACO y Coordinador del Grupo ad hoc del OIRSA en Sa-
nidad de Organismos Acuáticos. Experiencia de 21 años en las áreas de cultivo
de camarón marino Litopenaeus vannamei, diseño y montaje de laboratorios
de patología para camarones (bioensayos, microbiología, histopatología y bio-
logía molecular), diagnóstico y capacitaciones para la detección de enferme-
dades en camarones penaeidos y en peces marinos y dulceacuículas, docencia
universitaria e investigación aplicada en Patología, Inmunología, Toxicología
y Nutrición de camarones y peces, con desempeño profesional en Centro y
Sudamérica.

12
DE LOS AUTORES
MARIA SOLEDAD MORALES-COVARRUBIAS
Centro de Investigaciones en Alimentación y Desarrollo, A.C.
Unidad Mazatlán en Acuicultura y Manejo Ambiental
México,
marisol@ciad.mx
Maestría y Doctorado en Patología de crustáceos, Licenciatura en Biología Pes-
quera. Actualmente es profesor titular en CIAD. Sus principales trabajos de
investigación están enfocados en sanidad y isiología de camarones penaeidos
en ambiente marino y de baja salinidad; imparte cursos en sanidad acuícola,
transferencia tecnológica, capacitación y consultoría en sanidad de crustáceos en
México y en el extranjero. Miembro del Grupo Ad hoc del OIRSA.
JORGE CUÉLLAR-ANJEL
Camaronera de Coclé S.A. (CAMACO)
Aguadulce, Coclé, República de Panamá
jocuan@gmail.com
La reseña de este autor ha sido citada previamente en “Reseña de los Editores”
CARLOS PANTOJA
School of Animal and Comparative Biomedical Sciences
The University of Arizona
Tucson, Arizona, USA
cpantoja@email.arizona.edu
Ingeniero Bioquímico en Explotación de Recursos Acuáticos (Tec de Monterrey,
Campus Guaymas, México). Maestría en Acuacultura (Tec de Monterrey, Campus
Guaymas, México). Doctorado en Patobiología (The University of Arizona). Ac-
tualmente es profesor investigador asociado en el laboratorio de patología acuícola
de la Universidad de Arizona. Principales áreas de trabajo en patología morfoló-
gica, caracterización de nuevas enfermedades y agentes infecciosos de camarones
peneidos, desarrollo de métodos de detección de agentes infecciosos y diagnóstico
de enfermedades. Provee servicios de consultoría a la industria camaronícola en el
área de patología y da entrenamiento técnico en el área de diagnóstico de enferme-
dades a través de talleres en la Universidad de Arizona o en el extranjero.

Reseña de los Autores
13
DONALD V. LIGHTNER
School of Animal and Comparative Biomedical Sciences
The University of Arizona
Tucson, Arizona, USA
dvl@u.arizona.edu
PhD en Patología y Biología Pesquera, Maestría en Biología Pesquera y su Li-
cenciatura en Biología Pesquera. Su experiencia está dirigida a la patología y
enfermedades de los cultivos de crustáceos y peces, enfermedades de inverte-
brados, marinos y de agua dulce, enfermedades infecciosas, virología, histolo-
gía, microscopio electrónico, desarrollo de métodos de diagnósticos, nutrición
de animales acuáticos y toxicología acuática. Provee servicios de consultorías
a la industria camaronícola en el área de patología y da entrenamiento técnico
en el área de diagnóstico de enfermedades a través de talleres en la Universidad
de Arizona o en el extranjero.
BRUNO GÓMEZ GIL R.
Laboratorio de bacteriología y de Genómica Microbiana
CIAD, A.C. Unidad Mazatlán en Acuicultura y Manejo Ambiental
México
bruno@ciad.mx
Biólogo con doctorado en mirobiología por la Universidad de Stirling, Esco-
cia. Investigador de tiempo completo en la líneas de biodiversidad de bacterias
acuáticas y enfermedades bacterianas de organismos acuáticos. Ha publicado
mas de 60 artículos cientíicos, diversos capítulos en libros y formado estudian-
tes de licenciatura, maestría y doctorado. Es miembro de la American Society
for Microbiology, Association ofVibrio biologists y de la Academia Mexicana de
Ciencias. Además de investigación cientíica, realiza servicios de diagnóstico y
bioensayos a la industria camaronícola.
MARGHERITA ANNA BARRACCO
Universidad Federal de Santa Catalina (UFSC),
Laboratorio de Inmunología Aplicada a la Acuicultura (LIAAq),
Departamento de Biología Celular, Embriología y Genética (BEG),
Florianópolis, SC, Brasil
margherita.barracco@ufsc.br
Doctorado en Inmunología de Invertebrados y Licenciatura en Ciencias Bioló-
gicas. Profesora Titular de Biología Celular, con participación en los programas
de Postgrado en Acuicultura y Biotecnología. Investigadora en el área de inmu-
nología de crustáceos y moluscos de interés para la acuicultura, con implica-
ciones en la sanidad y en el monitoreo ambiental. Sus principales trabajos de
investigación están enfocados en el estudio de la respuesta inmunológica a in-
fecciones, la produccion de antibióticos naturales, el desarrollo de parámetros
hemato-inmonológicos para el monitoreo de condiciones de salud y el efecto de
sustancias inmunoestimulantes en camarones y bivalvos marinos.

14
LUCIANE MARIA PERAZZOLO
l.m.perazzolo@ufsc.br
Doctorado en Biología y Fisiología Celular, Maestría en Inmunología de Crustá-
ceos Marinos y Licenciatura em Ciencias Biológicas. Investigadora en el Labora-
torio de Inmunología Aplicada a la Acuicultura (UFSC) con participación en los
programas de Postgrado en Acuicultura y en Biología Celular y del Desarrollo.
Sus principales áreas de investigación están enfocadas en los mecanismos de
defensa antiviral y en la busca de marcadores moleculares de resistencia de los
camarones a las enfermedades.
RAFAEL DIEGO DA ROSA
rafael.d.rosa@ufsc.br
Doctorado en Inmunogenética de Moluscos Bivalvos, Maestría en clonaje y
caracterización de péptidos antimicrobianos de camarones. Licenciatura en
Ciencias Biológicas. Profesor investigador en el Laboratorio de Inmunología
Aplicada a la Acuicultura de la Universidad Federal de Santa Catarina. Sus prin-
cipales trabajos de investigación están enfocados en la inmunología de crustá-
ceos y moluscos bivalvos, en especial en los péptidos antimicrobianos, respues-
tas intestinales e interacciones microorganismo-hospedador
ALITIENE MOURA LEMOS PEREIRA
Embrapa Meio-Norte,
Parnaíba, PI, Brasil,
alitiene.pereira@embrapa.br
Tecnóloga en Acuicultura, con Maestría y Doctorado en Acuicultura. Investi-
gadora de la Empresa Brasileña de Investigación Agropecuaria (Embrapa). Res-
ponsable por el Laboratorio de Patología de Organismos Acuáticos (LAPOAq).
Responsable por proyectos en patología, diagnóstico y monitoreo sanitario de
camarones y peces cultivados.

15
EMIKO SHINOZAKI MENDES,
Universidade Fed. Rural de Pernambuco,
Recife, PE, Brasil
esmendes@dmv.ufrpe.br
Médica Veterinaria, con Maestría en Ciencia y Tecnología de Alimentos, Doc-
torado en enfermedades tropicales. Profesora Asociada del Departamento de
Medicina Veterinaria, y en los programas de pos-grado en Veterinaria y de los
Recursos Pesqueros y Acuícolas, ambos de la Universidad Federal Rural de Per-
nambuco. En la actualidad, profesora asociada en la Universidad Federal Rural
de Pernambuco, con experiencia en el campo de la Medicina Preventiva Vete-
rinaria, con énfasis en la inspección de productos de origen animal y sanidad
animal acuática. Coordinadora de la Red Temática del camarón Red Nacional
de Investigación en Salud (RECARCINA), inanciado por FINEP.
TEREZA CRISTINA VASCONCELOS GESTEIRA
Universidade Fed. do Ceará,
LABOMAR, CE, Brasil
gesteira@ufc.br
Bióloga con Maestría en Zoología por la Universidad Federal de Rio de Janeiro
y PhD en Biología por la Universidad de New Brunswick – Canadá. Trabaja en
el área de histología y en histopatología de camarones penaeidos. Está actual-
mente como profesor jubilado de la Universidad Federal de Ceará. Miembro
fundador del Centro para la Enfermedad Diagnóstico de Organismos Acuáti-
cos -CEDECAM/LABOMAR/UFC. Consultora “ad hoc” del Consejo Nacional
de Desarrollo Tecnológico y CNPq. Miembro de la Asociación brasileña de
Patólogos de Organismos Acuáticos- ABRAPOA. Experiencia en el área de los
recursos pesqueros y de la ingeniería de la pesca, con énfasis en el cultivo de
camarón, que actúa sobre los siguientes temas: el camarón marino, biología
penaeidos y la histopatología.
VERONICA ARNS DA SILVA
Universidade Fed. Rural de Pernambuco,
Recife, PE, Brasil
veronicaarns@yahoo.com.br
Licenciada en Veterinaria por la Universidad Federal Rural de Pernambuco
(UFRPE). Especialización en Vigilancia Sanitaria y Gestión de Calidad de los
Alimentos por SPEI. Maestría en Acuicultura y Recursos Pesqueros y Doctorado
en Ciencias Veterinarias, con énfasis en la salud del camarón marino cultivado
por la Universidad Federal Rural de Pernambuco.

16
ANDREIA BENEDITA POLETTO
Embrapa Meio-Norte,
Bolsista PNPD/CAPES
Parnaíba, PI, Brasil,
andreiapol@yahoo.com.br
Licenciada en Ciencias Biológicas PUC-Campinas, Master en Ciencias Bio-
lógicas (Genética) de la UNESP-Botucatu-SP (2005) y doctorado en Ciencias
Biológicas (Genética) de la UNESP-Botucatu - SP (2009), Post-doctorado en la
Embrapa Meio-Norte, Piaui. Experiencia en el área de la genética, diagnóstico
molecular, cultivo celular e histología. Con estudios de patología del cama-
rón de cultivo Litopenaeus vannamei. Actualmente es consultora Ad Hoc de la
Fundación para el Apoyo a la Investigación del Estado de Maranhão (FAPEMA).
CORNELIO LARA
Jefe del Programa de Sanidad Acuícola
Ministerio de Desarrollo Agropecuario
Panamá
corla5430@gmail.com
Licenciado en Ingeniería Agronómica, con Magíster en Ciencias Ambientales
con énfasis en Manejo de Recursos Naturales. Jefe del Programa de Sanidad
Acuícola de la Dirección Nacional de Salud Animal, Ministerio de Desarrollo
Agropecuario. Más de 30 años de experiencia en el Sector Acuícola; Consultor
Privado del Sector Acuícola, nacional e internacional. Punto focal de la OIE
para animales acuáticos, miembro del Grupo Ad hoc para organismos acuáticos
de la Organismo Internacional Regional de Sanidad Agropecuaria (OIRSA) y
miembro Ad Honorem del Comité Consultivo Agropecuario Nacional.
OSCAR GARCÍA SUÁREZ
Coordinador Regional de Inocuidad
de Alimentos del Organismos Internacional
Regional de Sanidad Agropecuaria – OIRSA
ogarcia@oirsa.org
MédicoVeterinario con Maestría en MedicinaVeterinaria Higiene Animal, Doc-
torado en Higiene de los Alimentos de la Universidad de Leipzig, Alemania.
Actualmente ocupa el cargo de Coordinador Regional de Inocuidad en OIR-
SA. Presidente de la Red Panamericana de Inspección, Control de Calidad y
Tecnología de Productos Pesqueros (2013-2014). Miembro del Grupo Asesor
Internacional Escuela Virtual de Inspección de Alimentos en América Central
y República Dominicana. Delegado de OIRSA ante la Comisión del Codex
Alimentarius.

17
VIELKA MORALES Q.
Coordinadora Programa Regional de Sanidad Acuícola
bajo la Coordinación Regional de Salud Animal del
Organismo Internacional Regional de Sanidad Agropecuaria
OIRSA
vmorales@oirsa.org
La reseña de este autor ha sido citada previamente en “Reseña de los Editores”
IGNACIO DE BLAS GIRAL
Facultad de Veterinaria
Universidad de Zaragoza
España,
deblas@unizar.es
Doctor en Veterinaria (programa de Patología Animal: Sanidad Animal) y Licen-
ciatura en Veterinaria por la Universidad de Zaragoza. Profesor Titular en el De-
partamento de Patología Animal de la Universidad de Zaragoza. Es responsable
del área de Epidemiología del Laboratorio de Ictiopatología de la Universidad
de Zaragoza. Es responsable de la docencia de la asignatura Epidemiología y
Bioestadística. Su investigación está orientada a la epidemiología de especies
acuáticas: peces, moluscos y crustáceos, con énfasis en el diseño y análisis
de experimentos y estudios observacionales, así como en el desarrollo y eva-
luación de tratamientos terapéuticos y proilácticos (antibióticos, probióticos,
vacunas…).
ANA MUNIESA DEL CAMPO
Facultad de Veterinaria
Universidad de Zaragoza
España,
animuni@unizar.es
Maestría en Iniciación a la Investigación en Ciencias Veterinarias y Licenciatura
en Veterinaria por la Universidad de Zaragoza. En la actualidad es becaria de
investigación en el Departamento de Patología Animal de la Universidad de
Zaragoza y está realizando su Doctorado en el programa de Medicina y Sa-
nidad Animal de la Universidad de Zaragoza. Su investigación se centra en el
desarrollo de nuevas herramientas orientadas a mejorar los programas de vigi-
lancia epidemiológica en acuicultura. Ha participado como docente en cursos
de formación en epidemiología y bioseguridad acuícola.

18

Capítulo 1
Métodos para el Diagnóstico de
Enfermedades en Camarones Penaeidos

20

Capítulo 1 - Métodos para el Diagnóstico de Enfermedades en Camarones Penaeidos
21
Capítulo 1
Métodos para el Diagnóstico de Enfermedades en Camarones Penaeidos
Camaronera de Coclé, S.A. (CAMACO)
Coordinador del Grupo ad hoc del OIRSA en Sanidad Acuícola
Panamá
Introducción
En este Capítulo se revisan y detallan los principales métodos que sirven como herramienta
para realizar el diagnóstico de enfermedades en camarones, con base en las técnicas recientes más
utilizadas para la detección de agentes patógenos. Aunque algunos de estos procedimientos pueden
ser realizados por los mismos productores en los laboratorios de maduración y/o larvicultura o en
las incas camaroneras, la mayoría deben ser hechos por profesionales en sanidad acuícola o por
Médicos Veterinarios especialistas. Se debe recordar siempre que el diagnóstico no lo da una prueba
de laboratorio como tal, sino la interpretación que hace el especialista en Sanidad, con base en sus
conocimientos y en la información recopilada de las pruebas de campo y de laboratorio de cada caso
en particular. Se incluye dentro de este capítulo, la participación de María Soledad Morales-Covarru-
bias con la explicación del tema “Montajes en Fresco”.
Pasos para el diagnóstico:
• Anamnesis (información histórica del caso, datos relacionados con el evento)
• Examen clínico
• Microscopía (análisis con microscopio de luz directa, contraste de fase o campo oscuro, con
montajes en fresco de tejidos teñidos o sin coloraciones, barridos o montajes en fresco de tiras
fecales)
• Bacteriología (de tejidos de camarones o de sustratos relacionados como agua, sedimento y otros
organismos acuáticos)
• Histología de especimenes ijados
• Pruebas basadas en anticuerpos para la detección de patógenos utilizando anticuerpos policlo-
nales (PAbs por sus siglas en inglés) o anticuerpos monoclonales (MAbs por sus siglas en inglés)
• Métodos moleculares
◊ Sondas de ADN en pruebas de hibridación dot blot directamente con muestras frescas de
tejido o con ADN extraído
◊ Sondas de ADN o de ARN en pruebas de hibridación in situ con cortes histológicos de
tejidos ijados

22
◊ PCR, RT-PCR, PCR en tiempo real o LAMP para pruebas directas con muestras de tejido
fresco o con ADN o ARN extraído
• Parámetros inmunológicos (hemogramas y medición de periles inmunes)
• Microscopía electrónica de barrido o de transmisión
• Bioensayos con portadores sospechosos o subclínicos, utilizando hospederos altamente suscep-
tibles (estadios del animal o especies) como indicadores de la presencia del patógeno.
1.1 Anamnesis
En la medida de lo posible, el profesional en sanidad acuícola responsable de realizar el diag-
nóstico de una enfermedad en una población de camarones, debe incluir una visita a la instalación
afectada (maduración, larvicultura o inca de engorde).
Para poder llegar a un correcto diagnóstico conirmatorio que permita la toma de decisiones
acertadas, una de las actividades más importantes que el especialista en sanidad acuícola debe rea-
lizar durante su visita a la granja afectada, es una correcta anamnesis. Como concepto, la anamnesis
se reiere a la recopilación de datos clínicos relevantes y a información histórica que proporciona el
productor acerca del estanque afectado. Esta información se debe ordenar y analizar como parte de
los procedimientos para emitir un diagnóstico. Durante la visita, el especialista debe recopilar toda la
información relacionada con la aparición del brote de enfermedad. Para ello, deberá realizar pregun-
tas al productor, relacionadas al menos con los siguientes puntos (entre otros):
• Condición actual del estanque (¿qué le ocurre?, ¿desde cuándo?, ¿a qué cree que se debe?,
¿cuántos estanques tienen el problema?, ¿hay alguna granja vecina afectada?)
• Densidad de siembra
• Días de cultivo
• Procedencia de las postlarvas sembradas en el estanque
• Supervivencia actual estimada
• Crecimiento semanal
• Alimentación de los camarones
◊ Tipo de alimento
◊ Frecuencia y método de suministro del alimento
◊ Cambios recientes en el tipo, consumo o suministro del alimento
◊ Tiempo de almacenamiento del alimento en la inca
• Parámetros ambientales y físico-químicos del estanque afectado
• Tipos y procedimientos de fertilización del fondo y el agua
• Brotes similares que se han presentado anteriormente en esta u otras granjas vecinas
• Relato ordenado de los sucesos o problemas clínicos que ha presentado el estanque
• Descripción del productor en términos no técnicos, de los signos de enfermedad detectados, su
progresión en la población y la duración que han tenido
• Hacer preguntas al productor, le ayuda a recordar información que no creyó importante mencio-
nar, pero que puede ayudar a la hora del diagnóstico

23
• Tránsito de personas foráneas (uso de “servidumbres”) o de equipos por las instalaciones de la
inca
• Presencia de animales foráneos en el sistema (perros, aves, roedores, vacas, etc.)
• Productos químicos o biológicos utilizados durante el cultivo incluidos antibióticos y probióticos
• Toda aquella información adicional que sea relevante y que pueda estar relacionada con la
población afectada
La edad del cultivo es importante, ya que algunas enfermedades afectan más a camarones de
cierta edad que de otra. Los animales jóvenes presentan más frecuentemente patologías causadas
por agentes infecciosos como virus, bacterias y hongos; los adultos aunque son más resistentes a
enfermedades, pueden presentar parasitosis internas (gregarinas) o externas (epicomensales), lesiones
degenerativas o en algunos casos tumores. Realizar una adecuada anamnesis acompañada de una co-
rrecta exploración física, puede conducir a un diagnóstico certero o a deinir en cuanto a las pruebas
especiales de laboratorio, cuáles sí y cuáles no se deben realizar con muestras del estanque afectado.
Debe llevarse un registro de la información obtenida en la granja, para después ponerla en
orden de prioridad con el in de preparar el listado de posibles diagnósticos que acompañados por
los datos recogidos en la valoración clínica de campo, ayudará a preparar los exámenes complemen-
tarios necesarios para un correcto diagnóstico y un eventual tratamiento.
Los métodos de diagnóstico nunca pueden sustituir la información obtenida mediante una
anamnesis completa y una buena valoración clínica. Es importante considerar que una anamnesis
correcta no debe centrarse exclusivamente en el motivo de la visita técnica al estanque, ya que a ve-
ces existen otros problemas no reportados por el productor y que podrían ser incluso más importantes
que el motivo inicial por el cual se solicita la asistencia del especialista en sanidad acuícola.
1.2 Examen clínico
Cuando se trate de un brote de una enfermedad, durante la visita a las instalaciones deben
evaluarse las unidades de producción (tanques o estanques) que presenten problemas. Se deben
realizar capturas de camarones in situ y hacer una revisión individual de animales, para formarse
una idea aproximada de la proporción del problema: qué tanta población está afectada (prevalencia
en %), grado de severidad de las afecciones observadas en los organismos enfermos y qué tipo de
enfermedad puede estar causando el brote.
El examen clínico debe incluir un recorrido manual y visual muy cuidadoso de los camarones
que sean revisados, los cuales no deben ser capturados al azar, sino seleccionados por presentar al-
guna manifestación de enfermedad. Con base en los hallazgos de esta valoración clínica, es factible
en algunos casos hacer un diagnóstico presuntivo, el cual se debe conirmar con pruebas comple-
mentarias de laboratorio.
El número de animales que se debe tomar para realizar un estudio sobre la etiología de enfer-
medades, está afectado por la habilidad de reconocer camarones enfermos en exámenes generales,
la naturaleza del problema presente y por la experiencia del profesional especialista en sanidad acuí-
cola. Cuando se eligen camarones que presenten signos clínicos, 5 a 10 por población examinados
individualmente, serán suicientes.
La recolección de camarones para realizar un examen que busca determinar la presencia de
enfermedad, debe realizarse procurando el mínimo de estrés durante la captura y manipulación de
los animales (Fig. 1.2.1).

24
Si el examen clínico debe ser realizado en un lugar diferente al de la captura y los camarones
deben ser transportados hacia otra parte, la movilización debe hacerse en recipientes con agua del
mismo estanque, limpia (sin lodo ni trozos de vegetales), con adecuada aireación y teniendo una
densidad baja (para evitar el estrés). Si los camarones van a permanecer un período de tiempo en el
recipiente antes de ser examinados, deben tener buena aireación y, en lo posible, se debe bajar la
temperatura a 25-27ºC mediante la adición de bolsas con hielo (selladas).
En estudios de camarones presumiblemente enfermos, se deben seleccionar animales mori-
bundos, descoloridos, con comportamiento inusual o que presenten anormalidades macroscópicas
con las cuales se sospeche de una enfermedad (Fig. 1.2.2 y 1.2.3). Las principales observaciones que
se deben realizar en camarones enfermos durante una valoración clínica, son las siguientes:
• Color del animal
• Tamaño del cuerpo comparado con el resto de la población (“enanismo”)
• Expansión de cromatóforos
• Deformidades en rostro, abdomen o apéndices
• Flexión del músculo abdominal (calambre)
• Color de las branquias (amarillas, marrón o negras)
• Color de los apéndices (pereiópodos, pleópodos y urópodos)
• Color de las antenas
• Edema (presencia anormal de líquido) en apéndices u otras partes del cuerpo
• Transparencia de los músculos del abdomen y del cefalotórax
• Repleción intestinal (porcentaje del intestino que se encuentra lleno)
• Textura del exoesqueleto (duro o blando)
• Tono del músculo abdominal (irme o lácido)
• Presencia de moco sobre la cutícula (resbaloso o áspero al tacto)
• Manchas, laceraciones, heridas, zonas oscuras u opacas, “astillas”
• Color del esófago y estómago (anaranjado sugiere canibalismo por mortalidad)
En cuanto a manifestaciones de enfermedad en condiciones naturales en los tanques o es-
tanques, las siguientes son observaciones frecuentes en camarones enfermos:
• Nado errático (en círculo o en línea recta sin rumbo)
• Letargia y debilidad
• Pérdida del relejo de huida (permiten ser capturados sin ejercer resistencia)
• Vulnerabilidad a predadores (aves)
• Nado supericial (“barbeo”)
• Susceptibilidad a la hipoxia
• Disminución en la alimentación
Cuando se realicen muestreos aleatorios intencionales para estimar la prevalencia de una en-
fermedad en una población, los camarones deben ser tomados al azar (no escogidos). El tamaño de
la muestra para estudios de enfermedades en camarones, es revisado en detalle por el Dr. Ignacio de
Blas en el capítulo 7 (Vigilancia epidemiológica).

25
EXAMEN CLÍNICO
Figura 1.2.1. Captura de camarones en un
estanque de cultivo mediante el uso de una
atarraya, para ser sometidos a un examen
clínico.
Figura 1.2.2. Muestra de camarones P. van-
namei sanos, enfermos y muertos observados
en un recipiente de fondo blanco, después
de su captura en un estanque de cultivo. Se
observan algunos camarones muertos sin
apéndices (pereiópodos o pleópodos), debi-
do a que han sido canibalizados por otros
camarones.
Figura 1.2.3. Camarones P. vannamei que
están siendo observados luego de haber sido
capturados en un estanque de cultivo, duran-
te un procedimiento de examen clínico. En
el caso de estos 5 camarones, no se observan
manifestaciones clínicas de enfermedad.

26
1.3 Microscopía Directa (Análisis en fresco)
Esta técnica está basada en la observación bajo el microscopio de tejidos o partes de cama-
rones visiblemente afectados (Fig. 1.3.1), con el in de establecer en la medida de lo posible, un
diagnóstico presuntivo. Las partes más comúnmente examinadas bajo el microscopio, son: hepa-
topáncreas, branquias, contenido intestinal (heces), músculo esquelético y contenido gástrico (Fig.
1.3.2 hasta Fig. 1.3.7).
Para una evaluación sanitaria con microscopía directa, deben examinarse las muestras lo más
pronto posible después del muestreo y después de la preparación del montaje en un portaobjetos. Se
deben utilizar organismos vivos siempre que sea posible, o usar muertos frescos que han sido mante-
nidos en frío (refrigerados o enhielados), o muestras ijadas en formalina 10% tamponada, cuando no
sea posible trabajar con camarones vivos. Si se puede contar con un laboratorio del campo adecuado,
debe usarse para procesar y examinar las muestras lo más cerca del sitio del muestreo.
Una aplicación importante del método de microscopía, es el examen del contenido gástrico
en camarones. Para ello, deben ser sacriicados al menos 10 animales capturados al azar en una po-
blación determinada (estanque o tanque). Se extrae cuidadosamente el estómago luego de hacer una
disección del mismo utilizando tijeras y pinzas pequeñas. Se realiza una incisión por la línea media
con las tijeras y se extrae el equivalente a una gota de contenido gástrico. Se ubica sobre una lámina
portaobjetos y se añade una gota de solución salina. Se coloca luego una lámina cubreobjetos y se
hace presión con la pinza cuidadosamente, con el in de separar los componentes gástricos.
Se observa luego la muestra bajo el microscopio utilizando los objetivos de 4X y 10X, regis-
trando la proporción estimada de alimento artiicial (pellets), microalgas, zooplancton, sedimento y
otros componentes que se observen. Se promedian los porcentajes estimados en los 10 camarones
para cada una de estas observaciones y se obtienen los valores estimados para dicha población. Este
método permite conocer factores que estén afectando el crecimiento, así como realizar ajustes en la
ración diaria de alimento de los camarones.
MICROSCOPÍA (Montajes en fresco)
Figura 1.3.1. Camarones P. vannamei bajo
observación durante un examen clínico. Nó-
tese la presencia de una zona oscura en la
parte media del cefalotórax y superior de las
branquias (lechas). La opacidad generaliza-
da del músculo abdominal puede deberse al
tiempo que han estado fuera del agua (estrés
por hipoxia). No se observan manifestaciones
adicionales de enfermedad.

27
Figura 1.3.2. Camarón juvenil P. vannamei
en el cual se está levantando la cutícula pos-
terior del cefalotórax, para extraer muestras
del hepatopáncreas, las branquias y heces
del intestino medio, a partir de las cuales se
va a preparar un montaje en fresco.
Figura 1.3.3. Preparación de un montaje en
fresco de un camarón P. vannamei en donde ya
se han colocado bajo el cubreobjetos muestras
de hepatopáncreas (izquierda) y branquias (cen-
tro). Las heces están siendo extraídas del intesi-
no medio con la ayuda del borde de unas ijeras.
Figura 1.3.4. Muestra de hepatopáncreas
de un camarón subadulto P. vannamei pre-
parada mediante un montaje en fresco. Se
observa gran cantidad de vacuolas lipídicas
(reservas de grasa) de colores amarillo y gris y
con tamaños variados (todas normales). En el
centro hay un proceso de melanización (co-
lor marrón) de un túbulo del hepatopáncreas,
el cual está rodeado por varias capas de he-
mocitos (“halo” blanco alrededor del túbulo
melanizado) y presenta una forma alargada
siendo más ancho hacia la izquierda. Sin tin-
ción. Ampliicación: 100X.

28
Figura 1.3.5. Muestra de branquias de un
juvenil P. vannamei preparada mediante un
montaje en fresco. Se observan 2 lamelas
branquiales bifurcadas en su extremo (su-
perior), las cuales presentan melanización
de origen tóxico. Sin tinción. Ampliicación:
100X.
Figura 1.3.6. Montaje en fresco preparado
a partir de una muestra de heces de un ca-
marón subadulto P. vannamei. Se observan
dos trofozoitos de gregarina Nematopsis sp.,
uno de ellos con el extremo posterior bifur-
cado. Estos protozoarios están formados por
3 células (arriba) y por 2 células (centro), res-
pectivamente. Se puede diferenciar la célula
anterior (protomerito) y la célula posterior
(deutomerito). Sin tinción. Ampliicación:
200X.
Figura 1.3.7. Montaje en fresco preparado
a partir de heces de una postlarva (pl-10) de
P. vannamei, en la que se observan trofozoi-
tos de la gregarina Paraophioidina sp. (pro-
bablemente P. scolecoides). Cada trofozoito
está compuesto por una única célula con el
núcleo visible. Este parásito tiene la particu-
laridad de formar grupos en los cuales varios
organismos se adhieren a uno. Sin tinción.
Ampliicación: 100X.

29
Los detalles relacionados con la técnica de montajes en fresco, son estudiados a continuación
por la Dra. María Soledad Morales-Covarrubias.
1.4 Montajes en fresco (María Soledad Morales-Covarrubias)
Introducción
Las enfermedades representan el mayor obstáculo en camaronicultura, generando considera-
bles pérdidas económicas a los productores, propiciando la disminución de inversiones en el sector
acuícola y pérdidas de empleos. Debido a la complejidad de causas que ocasionan las enfermedades
en el camarón, es necesario conocer las condiciones de cultivo, el ambiente y los patógenos. Para
lograr detecciones tempranas, prevenir y tratar las enfermedades, se requiere obtener información del
organismo, edad, fuente de la postlarva, cambios de comportamiento, alteraciones en exoesqueleto,
calidad de agua, cantidad consumida de alimento, crecimiento, sistema de producción, densidad,
mortalidad, descripción del caso, problemas previos, programas sanitarios, fármacos utilizados y
análisis realizados.
El análisis en fresco es la técnica que se utiliza para monitorear el estado de salud de los orga-
nismos y realizar diagnósticos presuntivos en laboratorio y campo. Consiste en la observación y di-
sección del camarón en todos sus estadíos, para observar alteraciones y patógenos que presenten sus
órganos y tejidos. Su sensibilidad depende de la característica de la técnica, de la carga infectante, de
la biología de los parásitos, del conocimiento del hospedero, del transporte, de la preparación de la
muestra, de la implementación de equipos adecuados y de la disponibilidad de tiempo y experiencia
de los observadores.
Órganos y Tejidos para revisión de Análisis en Fresco
Externos
El camarón blanco Penaeus (Litopenaeus) vannamei y el camarón azul Penaeus (Litopenaeus)
stylirostris, son crustáceos decápodos que pertenecen a la familia Penaeidae.
Presentan cabeza y tórax unidos en un único bloque, llamado cefalotórax, en el que destacan
el rostro alargado con dientes, los ojos, las antenas y anténulas, las piezas bucales y los apéndices
torácicos o pereiópodos. El abdomen es alargado (el segundo segmento montado sobre la parte pos-
terior del primero) con los apéndices abdominales (especializados para la natación) o pleópodos y el
telson alargado y de forma triangular (Fig. 1.4.1) los cuales cumplen diferentes funciones (Tabla 1).
Tabla 1. Función principal de los órganos y tejidos externos de los camarones peneidos
(Modiicada de Brock y Main, 1992).
Órgano/tejido Función
Músculo abdominal estriado
Contracciones rápidas para escapar de los
depredadores
Antenas Sensores táctiles (detección de depredadores)
Anténulas Quimiorreceptores
Exoesqueleto Soporte y barrera protectora
Branquias Respiración, excreción, osmorregulación y fagocitosis
Mandíbulas, palpo mandibular y escafognatito
Sensores táctiles, para tomar las partículas de alimento
y movimiento de agua sobre las branquias.
Pereiópodos y pleópodos Locomoción y quimiorrecepción

30
Figura 1.4.1. Órganos y tejidos externos del camarón blanco (P. vannamei).
Internos
En la parte interna se encuentra el hepatopáncreas, principal órgano digestivo en camarones,
sus funciones incluyen la secreción y síntesis de enzimas digestivas, retención temporal o cíclica de
reservas y absorción de nutrientes. El hepatopáncreas es un conjunto de túbulos y cada túbulo posee
una red de ibras musculares que permiten los movimientos peristálticos, posee células especializa-
das que tienen funciones especíicas y el intestino que se considera como un tubo interno dividido
en tres partes: estomodeo o intestino anterior, mesenterón o intestino medio y proctodeo o intestino
posterior (Fig. 1.4.2). El estomodeo y el proctodeo están cubiertos de quitina. El estomodeo es una
estructura con funciones digestivas mecánicas y extracelulares. El mesenterón regula los movimientos
de lo ingerido dentro del hepatopáncreas, donde la digestión tiene lugar, y los movimientos peristál-
ticos del proctodeo expulsan las heces.
Figura 1.4.2. Órganos y tejidos internos del camarón blanco (P. vannamei).

31
SELECCIÓN Y TOMA DE MUESTRA
Para analizar una población se requiere la selección y la toma adecuada de la muestra; ésta se
elige de acuerdo con el estado de salud de los organismos o ante la sospecha de alguna enfermedad.
La intensidad del muestreo (número de muestreos en el tiempo hasta la cosecha) dependerá de la
necesidad de la información, de la historia de la granja, del origen de los organismos y de la densidad
de organismos sembrados en el cultivo. Dependiendo del propósito del estudio, el muestreo puede
ser aleatorio o no aleatorio (Para más detalles sobre tipos de muestreos, ver el capítulo 7).
Muestreo aleatorio
Cuando solamente se quiere determinar el estado de salud o cuando se busca la presencia de
algunos patógenos, se colectarán los organismos al azar y deberán tomarse de cuatro áreas diferentes
del estanque (Fig. 1.4.3). El tamaño mínimo de la muestra o submuestra debe garantizar el 95% de
conianza que, de existir una infección, ésta se incluirá en la muestra; para la prevalencia, el mues-
treo dependerá de la presencia estimada del patógeno y del nivel de conianza elegido (Tabla 2). Los
camarones seleccionados se depositan en contenedores con aireación (debe procurarse crearles el
menor estrés posible) y se trasladan de inmediato al laboratorio para su análisis.
Figura 1.4.3. Estanque de cultivo de camarón donde se observan las cuatro áreas para
la selección de organismos en muestreo aleatorio.

32
Tabla 2. Selección del tamaño de muestra con base en la prevalencia esperada de un
patógeno en una población determinada (Tomada de Lightner, 1996 y modiicada de
Amos, 1985).
Tamaño de la
población
Cálculo de tamaño de muestra con base en una prevalencia estimada de la enfermedad*
2% 5% 10% 20% 30% 40% 50%
50 50 35 20 10 7 5 2
100 75 45 23 11 9 7 6
250 110 50 25 10 9 8 7
500 130 55 26 10 9 8 7
1,000 140 55 27 10 9 9 8
1,500 140 55 27 10 9 9 8
2,000 145 60 27 10 9 9 8
4,000 145 60 27 10 9 9 8
10,000 145 60 27 10 9 9 8
>/= 10,000 150 60 30 10 9 9 8
*Prevalencia= Porcentaje de individuos de una especie de hospedero infectada con una especie particular de parásito/número de
hospederos examinados (Margolis et al., 1982)
Esta tabla servirá de referencia para otros capítulos en donde se hará mención de la misma.
Muestreo no aleatorio
Involucra solamente organismos enfermos. Este tipo de muestreo se realiza cuando se tiene
la sospecha de la presencia de alguna enfermedad o síndrome en el estanque. Se seleccionan por lo
menos 10 organismos que presenten señales clínicas, tales como: decoloración, melanización y ne-
crosis en la cutícula, así como anorexia (falta de apetito), letargia (reducción de la actividad normal),
coloración rojiza de los pleópodos y telson, o cualquier otra alteración evidente. Los organismos
con estas características generalmente se encuentran en la compuerta de salida y entrada de los
estanques (Fig. 1.4.4). Las muestras deberán procesarse inmediatamente, de acuerdo con los procedi-
mientos que se hayan elegido para la detección del agente causal de la enfermedad. Los organismos
habrán de ser preservados en las soluciones ijadoras adecuadas, congelados o enviados vivos a los
laboratorios de diagnóstico.

33
Figura 1.4.4. Estanque de cultivo de camarón donde se
observa la compuerta de salida, área para la selección de
organismos en muestreo no aleatorio.
Otras muestras
Muchas enfermedades infecciosas (como las virales) de impacto signiicativo en la producción
de camarones, tienen un amplio rango de especies hospederas dentro de los crustáceos, por lo que
éstos deben ser considerados como portadores potenciales de los agentes etiológicos de dichas en-
fermedades (Fig. 1.4.5), a menos que se demuestre que son refractarios a ciertos patógenos, o que las
condiciones ambientales no son propicias para la transmisión/virulencia de los mismos.
Figura 1.4.5. Especie hospedera (camarón de agua dulce) de patógenos infecciosos que tienen
que incluirse en los muestreos.

34
Transporte de organismos
Los organismos son depositados en cajas con bolsas de plástico con agua del mismo estanque
y aire para su transporte. Se debe de mantener la misma temperatura del agua del estanque durante
la movilización de los organismos, por lo que es necesario en algunos lugares adicionar hielo encima
de las bolsas con aire antes de cerrar las cajas (Fig. 1.4.6).
Figura 1.4.6. Caja con bolsa de plástico, organismos y agua del estanque para
transporte.
MATERIAL Y EQUIPO PARA EL ANÁLISIS EN FRESCO
Para la realización del análisis en fresco se requiere contar con espacio limpio en donde se
tenga el siguiente material y equipo (Fig. 1.4.7):
Bata Blanca (laboratorio)
Goteros
Agua corriente
Portaobjetos
Cubreobjetos
Cajas de petri
Tijeras con punta ina
Pinzas con punta ina
Guantes de látex
Microscopio compuesto, con objetivos de 4X, 20X, 40X, 60X y 100X
Tabla de disección
Pizetas
Agua de mar estéril o iltrada
Jeringas desechables (1 ml, 3 ml y 5 ml)
Contenedores para muestras
Equipo para suministrar aire a las muestras

35
Hoja de reporte (Tabla 3)
Manuales
Solución de Davidson (AFA, alcohol-formaldehído-ácido acético)*
Solución de Davidson modiicada (AFA, alcohol-formaldehído-ácido clorhídrico)*
Etanol absoluto*
Etanol al 70%*
Todos estos reactivos se adquieren en las casas proveedoras de productos químicos
Figura 1.4.7. Material y equipo necesario para realizar el análisis en fresco.

36
Tabla 3. Hoja de reporte para el análisis en fresco.
Fecha: ________________________________________________________________________________________
Procedencia: __________________________________________________________________________________
Especie:_______________________________________________________________________________________
No. Estanque: ____________________________ Tamaño de la muestra: ________________________________
No. de muertos: __________________________ No. de examinados:___________________________________
Estado de vida: ___________________________ Peso promedio:_____________ Tamaño promedio: _______
Características externas Observaciones Características internas Observaciones
Actividad de los
camarones
Hepatopáncreas
Coloración del organismo Tamaño
Contenido del intestino Coloración
Presencia de heces
en forma de cadena o
discontinua
Presencia de los virus
BP y MBV
Presencia de
epicomensales, bacterias y
hongos en la cutícula del
camarón
Deformación de los
túbulos
Características de la
cutícula
Nódulos hemocíticos
y/o Encapsulación de
hemocitos
Melanización (color café
claro).
Presencia de cúmulos de
bacterias
Deformidades en
el rostrum, antenas
abdomen, telson,
uropódos y pleópodos
Túbulos melanizados y/o
necróticos
Coloración anormal de los
apéndices
Cantidad de lípidos
Apéndices rotos Intestino
Branquias Presencia endoparásitos
Coloración
Presencia
de cianobacterias
Presencia de ectoparásitos
Cuerpos de oclusión de
BP
Nódulos hemocíticos en
las lámelas branquiales
Músculo
Micosis (hifas, conidios) Textura
Melanización Color
Necrosis Microsporidios
Síndrome del
acalambramiento

37
DESARROLLO DE LA TÉCNICA DE ANÁLISIS EN FRESCO
Recepción de los organismos en laboratorio
• Al recibir los organismos en laboratorio se toman los parámetros del agua que contiene los or-
ganismos
• Se miden y se pesan para obtener el peso y el tamaño promedio (Fig. 1.4.8)
Figura 1.4.8. Determinación del peso en una balanza (A) y medición de la longitud (B) de un camarón.
• Se toma una muestra de urópodos (Fig. 1.4.9) y se deposita en el portaobjetos con una gota de
solución salina para detectar estadío de muda (Fig. 1.4.10).
Figura 1.4.9. Muestra de urópodos para revisar estadío de muda.

38
Figura 1.4.10. Estadíos de muda generales: A: intermuda, se observa una pequeña separación entre la
cutícula vieja y la nueva; B, por histología se observa fragmentación de la cutícula vieja e hipertroia
de la epidermis subyacente; C: premuda: formación completa de la nueva cutícula, separación mayor
entre la vieja y la nueva cutícula; D, histología, formación de exocutícula (nueva cutícula), alarga-
miento de la epidermis subyacente; E: muda; formación completa de la nueva cutícula, separación
total entre la vieja y la nueva cutícula; F, histología, formación completa de exocutícula y alargamien-
to de la epidermis subyacente; G: No se observa ninguna separación, ni formación de nueva cutícula;
H, histología, cutícula nueva con sus cuatro capas bien diferenciadas; la epicutícula, exocutícula,
endocutícula y la capa membranosa.
Se revisa el organismos para detectar cambios de su color normal blanco translúcido (Fig.
1.4.11) a las siguientes coloraciones: coloración amarillenta, opacidad muscular, transparencia (Fig.
1.4.12), coloración rojiza (Fig.1.4.13), melanización y necrosis (Fig. 1.4.14), así como también se
pueden observar edemas, cutícula delgada (o suave) y deformaciones en el rostrum y en abdomen.
Figura 1.4.11. Espécimen adulto de P. vannamei con coloración aparente normal (blan-
co translúcido).

39
Figura 1.4.12. Juveniles de P. vannamei con coloración amarillenta (A), opacidad muscular (B) y transparencia (C),
en cefalotórax y abdomen.
Figura 1.4.13. Juveniles de P. vannamei con coloración rojiza total en cefalotórax y abdomen (A), rojiza con erosio-
nes en abdomen (B) y rojiza en urópodos, telson y sexto segmento (C).

40
Figura 1.4.14. Juvenil de P. vannamei con melanización multifocal en cefalotórax y abdomen.
DISECCIÓN DEL ORGANISMO
Del organismo se toman pequeñas muestras de:
Región oral
De la región oral (Fig. 1.4.15 y Fig. 1.4.16), con tijeras inas, se toma una pequeña porción y
se coloca en un portaobjetos, luego se vierten unas gotas de agua de mar y se deposita en el cubreob-
jetos para la búsqueda de bacterias ilamentosas (Leucothrix mucor) Flexibacter sp., melanización y
detritus del fondo de los estanques.
Figura 1.4.15. Región oral de juvenil de P. vannamei (lecha).

41
Figura 1.4.16. Región oral de juvenil de P. vannamei con melanización y necrosis multifocal.
Branquias
Con las tijeras inas, se elimina el exoesqueleto que cubre las branquias, se toma una peque-
ña porción y se coloca en el portaobjetos (Fig. 1.4.17) para buscar: cambios en la coloración de los
ilamentos branquiales (como: melanización, necrosis, áreas blanquecinas bien deinidas), presencia
de protozoarios como: Zoothamnium sp., Epistylis sp., Acineta, Ascophris, Bodo sp. (Tablas 4 y 5),
bacterias ilamentosas (Leucothrix mucor), Flexibacter sp., detritos del fondo de los estanques, restos
de microalgas, hongos, aglomerados de bacterias, melanizaciones y deformaciones. Para detectar
cuerpos de inclusión viral en las branquias por improntas, es necesario ijarlas en solución David-
son modiicada (AFA, alcohol-formaldehído-ácido clorhídrico) si van a ser procesadas de manera
inmediata; si este no es el caso, se pueden ijar en la solución de Davidson (AFA, alcohol-formalde-
hído-ácido acético), que se utiliza para ijar organismos para histología.
Figura 1.4.17. Con tijeras inas, se elimina el exoesqueleto que cubre las branquias
de juvenil de P. vannamei (1), se toma una pequeña porción (2) y se coloca en el
portaobjetos (3) para buscar cambios en la coloración de los ilamentos branquiales
(4).

42
Tabla 4. Principales ectoparásitos en camarones penaeidos.
NOMBRE Y DESCRIPCIÓN FOTOGRAFÍA
Leucothrix mucor. Organismos gram negativos,
aeróbicos, constituidos por largos ilamentos no
ramiicados, compuestos de pequeñas células ovoides
o cilíndricas.
Zoothamnium sp. Protozoario ciliado colonial, ijo
mediante un pedúnculo contráctil, con mionema
continuo, donde todas las ramiicaciones del tallo con
sus individuos se contraen al mismo tiempo.
Epistylis sp. Ciliado periférico sésil. Tiene cuerpo en
forma de campana invertida y se encuentran montados
encima de un pedúnculo ramiicado no contráctil pues
carecen de mionema.
Vorticella sp. Ciliado que vive generalmente en
aguas dulces con gran contenido orgánico, solitario o
formando grupos. El cuerpo tiene forma de campana o
vesícula y está unido al sustrato mediante un pedúnculo
contráctil.
Acineta sp. Presenta forma cónica, cuya célula se
encuentra rodeada por una lórica, los tentáculos se
agrupan en fascículos, situados a ambos lados del
cuerpo.
Ascophrys sp. Ciliado apostomado que posee cilios
para su locomoción y captura de alimento.
Ephelota sp. Ciliado sésil, generalmente pedunculado,
con tentáculos en el extremo libre. Adultos sin cilios,
pero presentes en los estadíos larvarios nadadores.

43
Tabla 5. Principales ectoparásitos y endoparásitos en camarones penaeidos.
NOMBRE Y DESCRIPCIÓN FOTOGRAFÍA
Bodo sp. Ciliado con lagelos en forma de látigos los
cuales utilizan para nadar.
Lagenophrys sp. Organismo sésil, con muy pocos
ciliados en el cuerpo.
Microsporidios. Como su nombre indica, se
caracterizan por sus esporas de tamaño mínimo, de 2 a
20 µm. Ameson, produce esporas individuales (1.2 x 2
µm) a partir del esporonte.
Lagenidium spp y el Sirolpidium spp son hongos
que pertenecen al grupo de los icomicetos; atacan
principalmente a larvas y poslarvas de camarones y
provocan altas mortalidades en los laboratorios de todo
el mundo.
Fusarium solani. Microconidad ovoides que pueden
tener tabique y su tamaño oscila entre 8-16 x 2-4,5 µm
y microconidias cuyo tamaño aproximado es de 28-65
x 4-6 µm.
Gregarinas. Son protozoarios parásitos presentes
en todo el mundo. Pueden encontrarse inter o intra
celularmente en su huésped y aunque las células
huésped individuales son destruidas por las fases
intracelulares del parásito, la mayoría de las especies
(Nematopsis sp., Cephalolobus sp. y Paraophioidina
sp.) no son consideradas como de alta patogenicidad
en Penaeus duorarum, Penaeus setiferus y Penaeus
vannamei. La única especie reportada como causante
de daños en camarones es la denominada Nematopsis
penaei.

44
Hepatopáncreas
Eliminar todo el exoesqueleto del cefalotórax para descubrir el hepatopáncreas y el estómago.
Se observa la coloración, el tamaño del hepatopáncreas para decidir si hay atroia (reducción de
tamaño) o hipertroia (aumento de tamaño) del órgano. Con unas pinzas se retira la membrana que
cubre el hepatopáncreas y con un bisturí se parte por la mitad (longitudinalmente) para observar bajo
el microscopio la coloración del luido, textura, melanización y necrosis tubular. Se toma una peque-
ña muestra y se coloca en un portaobjetos para buscar: Baculovirus penaei, Monodon baculovirus,
cúmulos de bacterias, deformación tubular, nódulos hemocíticos, encapsulación, melanización y
necrosis de los túbulos (Fig. 1.4.18). Para la realización de improntas e histología es necesario ijar los
órganos y tejidos conforme al diagnóstico elegido.
Figura 1.4.18. Juvenil de P. vannamei con hepatopáncreas expuesto (1), con pinzas se retira la
membrana que cubre para ver su coloración (2), se toma una pequeña muestra y se coloca en un
portaobjetos (3) para buscar cúmulos de bacterias, deformación tubular, nódulos hemocíticos y en-
capsulación (4).
Intestino
El abdomen se separa del cefalotórax, del telson y se retiran los urópodos para facilitar la
extracción del intestino. Por la parte posterior se localiza el intestino (que puede contener o no hilo
fecal); con ayuda de una pinza ina, se extrae con cuidado y se coloca en el portaobjetos, procu-
rando extenderlo. Luego se vierten unas gotas de agua de mar y se presiona ligeramente al poner el
cubreobjetos. Al observar la muestra en el microscopio, se buscarán: gregarinas (diferentes estadios,
distribución y porcentaje de adherencia en el intestino), inlamación (Fig. 1.4.19), nemátodos, cuer-
pos de oclusión de Monodon baculovirus y Baculovirus penaei.

45
Figura 1.4.19. Extracción del intestino (1) para colocarse en portaobjetos, procurando extenderlo (2)
para observar inlamación (3), gregarinas en sus diferentes estadios (4), distribución y porcentaje de
adherencia en el intestino (5).
Músculo y gónadas
Se toma una pequeña muestra de músculo y de las gónadas (especialmente, aquel tejido que
muestre opacidad de tipo lechoso). Se coloca en un portaobjetos y se presiona para facilitar la bús-
queda de microsporidios. Si estos tejidos fueron parasitados, se deben observar las esporas que de
acuerdo con su tamaño y forma indican el tipo de parásito que los está afectando.
También en músculo se debe hacer un corte transversal y ponerlo entre dos portaobjetos y
observar a 4X para buscar larvas de helmintos y nemátodos anisáquidos (hacen zoonosis en huma-
nos).
Revisión de muestras
Las muestras ya preparadas se analizan en el microscopio, iniciando con el objetivo de menor
aumento y inalizando con el de mayor. Debido a su rápida descomposición, la primera muestra que
se analiza es hepatopáncreas; después se estudian las branquias, región oral, intestino y inalmente
el músculo. En la hoja de reporte se anota todo lo que se observa. Luego se calcula el porcentaje de
prevalencia y se determina el grado de severidad (Tablas 6, 7, 8 y 9), que presente la muestra anali-
zada. Se inaliza con el diagnóstico y el reporte inal.

46
Tabla 6. Guía general para dar un valor numérico cualitativo del grado de severidad a la
infección, infestación y síndrome (Adaptado de Lightner, 1996).
Grado de severidad Signos clínicos
0
No presentan signos de infección por el agente patógeno, parásito o epicomensal.
No presentan lesiones características de la enfermedad.
Trazas Presencia de parásitos o epicomensales apenas por encima del límite de detección
1
Presencia muy baja del patógeno, parásito o epicomensal. En aquellos en los que
se tiene un número estándar permitido, éste se encuentra justo arriba del límite
normal. Se observan muy pocas lesiones características de la enfermedad.
2
Se observa la presencia baja y moderada del patógeno, parásito o epicomensal.
Se observan lesiones ligeras o moderadas, características de la enfermedad.
Incremento en la mortalidad si no se aplica tratamiento (cuando existe tratamiento).
3
Se observa la presencia moderada del patógeno, parásito o epicomensal. Se
observan lesiones de moderadas a severas, características de la enfermedad.
Potencialmente letal si no se aplica tratamiento (cuando existe tratamiento).
4
Se observa gran cantidad del patógeno, parásito o epicomensal. Se observan
severas lesiones características de la enfermedad. Muy letal con altas mortalidades.
Esta tabla servirá de referencia para otros capítulos en donde se hará mención de la misma.
Tabla 7. Guía para dar un valor numérico cualitativo del grado de severidad a la deformación
tubular en hepatopáncreas con análisis en fresco
(Tomado de Morales-Covarrubias 2013).
0
No presentan signos de infección. No presentan deformación tubular ni
rugosidad.
Organismo sano
1
Presencia muy baja de deformación tubular (1-5/campo/organismo). Se observa
muy poco desprendimiento celular.
Fase (0), infección.
2
Se observa la presencia moderada de deformación tubular (6-10/campo/
organismo), atroia, melanización y necrosis tubular. Se presenta mortalidad si
no se aplica tratamiento.
Fase (1), inicial.
3 Se observa presencia alta de deformación tubular (11-16/campo/organismo), con
lesiones de moderadas a severas, con melanización, necrosis, desprendimiento
celular y atroia tubular. Letal si no se aplica tratamiento.
Fase (II), aguda.
4
Se observa gran cantidad de túbulos deformes (más de 16/campo/organismo),
con severas lesiones con melanización, necrosis, atroia tubular y túbulos
vacíos. Presencia de hemocitos alrededor de túbulos atroiados, melanizados y
necróticos.
Fase (III), crónica.

47
Tabla 8. Guía para dar un valor numérico cualitativo del grado de severidad a la infestación
por gregarinas utilizando análisis en fresco.
(Tomado de Morales-Covarrubias, 2013).
GRADO DE SEVERIDAD SIGNOS CLÍNICOS
0
No presentan signos de infección por el parásito. No presentan lesiones
causadas por el parasitismo.
1
Presencia muy baja del parásito (1-15/intestino/organismo), con muy poca
inlamación.
2
Se observa la presencia moderada del parásito (16-50/intestino/organismo).
Incremento en las lesiones causadas por el parasitismo como reducción
de la mucosa, deformación del intestino, inlamación, melanización y
formación de nódulos hemocíticos. Se observa mortalidad si no se aplica
tratamiento.
3
Se observa alta presencia del parásito (51-100/intestino/organismo). Se
observan lesiones moderadas a severas causadas por el parasitismo,
como reducción de la mucosa, deformación del intestino, inlamación,
melanización y formación de nódulos hemocíticos.
Potencialmente letal si no se aplica tratamiento.
4
Se observa gran cantidad del parásito (más de 100/intestino/organismo). Se
observan severas lesiones causadas por el parasitismo, como reducción de la
mucosa, deformación del intestino, inlamación, melanización y formación
de nódulos hemocíticos. Muy letal, con altas mortalidades.
Tabla 9. Guía para dar un valor numérico cualitativo del grado de severidad a la infestación
por epicomensales en lamelas branquiales (Tomado de Lightner, 1996 y modiicado por
Morales-Covarrubias, 2013)
0
No presentan signos de infección por protozoario. No presentan lesiones
causadas por epicomensales.
1
Presencia muy baja de protozoarios (1-5/lamela/organismo), muy pocas
lesiones causadas por los epicomensales, como inlamación.
2
Se observa la presencia moderada de protozoarios (6-10/lamela/organismo),
incremento en las lesiones causadas por los epicomensales, como
inlamación, melanización y formación de nódulos hemocíticos. Se observa
mortalidad si no se aplican medidas de corrección.
3 Se observa alta presencia de protozoarios (10-15/lamela/organismo), lesiones
moderadas a severas causadas por los epicomensales, como inlamación,
áreas multifocales melanizadas y formación de nódulos hemocíticos.
Potencialmente letal si no se toman medidas de corrección.
4
Se observa gran cantidad de parásitos (más de 15). Severas lesiones
causadas por los epicomensales, como inlamación, formación de nódulos
hemocíticos, áreas multifocales melanizadas y necroticas. Muy letal, con
altas mortalidades.

48
1.5 Bacteriología
Objetivo. El objetivo de la bacteriología en camarones, es cuantiicar la cantidad y el tipo de las bac-
terias presentes en la hemolinfa, otros tejidos o larvas y postlarvas, así como en agua para / de cultivo.
Descripción. La bacteriología es un conjunto de métodos que se utiliza como apoyo en el diag-
nóstico de enfermedades en camarones, cuando se sospecha que la causa de la enfermedad está
relacionada con presencia de bacterias patógenas en el agua de cultivo o dentro del organismo de los
animales. Consiste en la siembra de muestras en diferentes medios de cultivo, para determinar si hay
crecimiento o no de bacterias potencialmente patógenas.
Metodología. Después de deinir qué poblaciones afectadas se van a examinar, se debe determinar el
tipo de muestreo con base en el objetivo del estudio. El tamaño de muestra dependerá de si la captura
es aleatoria o, de si se escogen sólo animales enfermos para la evaluación (ver Capítulo 7 “Vigilancia
Epidemiológica en camaroniculura” para más detalles sobre tipo y tamaño de muestreo). Los cama-
rones que se van a someter a pruebas de bacteriología, deben estar siempre vivos; no debe realizarse
ninguna prueba bacteriológica con camarones muertos, debido a que los resultados estarán sesgados
por los cambios autolíticos (post-mortem), con los cuales se alteran las poblaciones bacterianas pre-
sentes en los tejidos, así como su crecimiento.
Antes de iniciar cualquier procedimiento bacteriológico, se deben tener previamente esteri-
lizados todos estos elementos y hay que trabajar en una supericie esterilizada o en una cámara de
lujo laminar (Fig. 1.5.2). El material de vidrio se envuelve en papel kraft y se esteriliza por la técnica
de calor seco mediante un horno a una temperatura de 180o
C durante un lapso de dos horas. El agua
destilada y los medios líquidos de cultivo como el agua peptonada deben ser esterilizados por vapor
húmedo mediante un autoclave a 15 libras de presión (121o
C) durante quince minutos (Fig. 1.5.2). Las
asas de platino se esterilizan directamente por calor seco mediante la llama del mechero. El momento
en el cual el asa se encuentra estéril sucede cuando ésta se torna de un color rojo incandescente. El
colador con ojo de malla ino se debe desinfectar dejándolo inmerso en una solución de hipoclorito
de sodio concentrado por 5 minutos. Posteriormente se lava con agua estéril hasta que desaparezca
el olor producido por el hipoclorito.
La toma de muestra para análisis bacteriológico de agua de transporte (de nauplios) y de
nauplios, se debe realizar, si es posible, en el momento de recibir los animales y directamente en las
bolsas o cajas de transporte. La toma de muestra de agua en tanques de larvicultura, se debe realizar
al menos en 2 puntos: la entrada del tanque y en el centro del mismo.
En el caso de larvas o postlarvas, se debe tomar una cantidad conocida o estimada (lo más
coniable posible) de animales, con el in de emitir los resultados en función de unidades formadoras
de colonia (UFC) por animal o por gramo de larvas/postlarvas. La muestra debe ser lavada con agua
de mar estéril utilizando una malla ina o un colador pequeño de cocina, previamente desinfectado
con yodo, formalina o etanol 70%. Las muestras deben ser luego maceradas en un recipiente este-
rilizado y agregando una cantidad conocida (en mL) de agua de mar estéril o solución salina estéril
para la dilución del macerado.
En el caso de camarones juveniles, subadultos o reproductores, se recomienda desinfectar el
área de punción (seno cardíaco –dorsal– o seno hemolinfático –ventral–) con trozos de algodón im-
pregnado con etanol 70%. Con una aguja de insulina (1 mL) nueva y estéril que tenga aguja hipodér-
mica (muy delgada), se extraen al menos 100 mL de hemolinfa. Es importante que si las posibilidades
del laboratorio lo permiten, se utilice algún anticoagulante (ej.: citrato de sodio 10% en relación 1:1),
cuyo volumen dentro de la jeringa se debe considerar antes de emitir los resultados de los conteos
bacterianos en UFC.

49
Tanto en el caso de macerado de larvas/postlarvas, hemolinfa de camarones mayores (anticoa-
gulada o no) o agua de cuerpos de agua en estudio, se deben sembrar 100 mL en un medio sólido
para el aislamiento de bacterias (cultivo primario). Esta siembra puede hacerse en agar TCBS (tiosul-
fato citrato bilis sal sacarosa), el cual es un medio selectivo principalmente para bacterias marinas de
la familia Vibrionaceae (género Vibrio), aunque también crecen especies bacterianas de los géneros
Pseudomonas, Plesiomonas, Aeromonas, Flavobacterium y enterobacterias, entre otras (Fig. 1.5.3 y
1.5.4). Para cultivos primarios existen medios no selectivos en los cuales crecen “bacterias totales” (la
mayor parte de las bacterias presentes en agua o en los camarones), tales como TSA (agar tripticasa
soya) y Agar Marino.
Una vez se inoculan los 100 mL de muestra sobre el agar elegido y en condiciones asépticas
(ambiente estéril con mecheros y/o en una cámara de lujo laminar [Fig. 1.5.1]), se extiende circular-
mente mediante el uso de un asa de Drigalski (varilla de vidrio tipo “stick de hockey”). De esta mane-
ra, se obtiene una distribución homogénea del inóculo. Seguidamente, se invierte la caja de Petri y se
incuba de esta manera a una temperatura de 30ºC por 24-48 horas. Para determinar la morfología de
las bacterias que han crecido, se realiza un extendido de una colonia representativa sobre una lámina
portaobjetos, habiéndola diluido antes en solución salina estéril hasta obtener un grado de 0.5 en la
escala de McFarland. Luego se deja secar y se colorea con tinción de Gram. Las bacterias del género
Vibrio se observarán como bacilos Gram negativos bipolares.
En caso de que haya crecimiento de bacterias, se deben contar las colonias para lo cual
existen métodos de observación directa (a trasluz) o utilizando un equipo especial para conteo de
colonias (Fig. 1.5.5). Los valores se dan en UFC; en el caso de larvas o postlarvas será UFC/g o por
cada “X” número de animales. En el caso de hemolinfa o de agua, el resultado se da en UFC/mL.
Si las bacterias aisladas sugieren ser la causa de una enfermedad en los camarones (bacterio-
sis), se realizan pruebas de sensibilidad a antibióticos (antibiogramas), para establecer qué productos
antibacterianos comerciales son capaces de eliminar dichas bacterias aisladas. Una vez determinado
el antibiótico más efectivo, se puede realizar una prueba para medir la concentración mínima inhibi-
toria (MIC) de dicho antibiótico, capaz de matar la mayor parte de las bacterias. El resultado del MIC
será utilizado como referencia para la medicación de la población afectada de camarones. Tanto el
antibiograma como el MIC, se deben realizar en medios de cultivo sólidos cuyos componentes no in-
terieran con el crecimiento bacteriano, como por ejemplo el agar Müeller Hinton. La concentración
del antibiótico que se vaya a utilizar en el alimento para la terapia de los camarones, debe correspon-
der al resultado del MIC (en ppm), multiplicado por 2, 5 o hasta 10 veces. Esto se hace con el in de
asegurar que los camarones obtengan una concentración efectiva que sea suiciente.
El tiempo de coagulación de la hemolinfa, es una herramienta de campo fácil de aplicar y que
pudiera ser indicativo de condiciones de estrés o de infecciones bacterianas, particularmente cuando
hay presencia de células bacterianas circulando por la hemolinfa de los camarones (bacteremia). Es-
tudios recientes en Centroamérica con camarones preadultos P. vannamei de cultivo, indicaron que
hay una muy alta correlación entre tiempos de coagulación de 25 segundos o más y la presencia de
bacteremia sembrando hemolinfa en agar TCBS. A su vez, tiempos de coagulación de 24 segundos o
menos, concordaron con camarones en los que no se presentó crecimiento bacteriano en la hemo-
linfa (Cuéllar-Anjel, no publicado).
Finalmente, se debe tener en cuenta que de acuerdo con la normativa internacional en Sa-
nidad Animal, el Médico Veterinario es quien decide si se debe medicar o no una población de
camarones en cultivo, donde se sospeche de bacteriosis intra o extracelular. Toda medicación en un
estanque, debe estar soportada por un documento impreso con el diagnóstico (enfermedad bacteria-
na) y con la prescripción veterinaria, preferiblemente apoyados por antibiograma y MIC.

50
BACTERIOLOGÍA
Figura 1.5.1 Cabina de lujo laminar, utili-
zada durante la siembra de muestras de ca-
marones, agua o sedimento en medios de
cultivo, para evitar la contaminación con
bacterias presentes en el ambiente. En su par-
te superior, la cabina posee un sistema que
iltra el aire que ingresa al área de trabajo.
Estos equipos están dotados con entradas de
agua, gas y sistemas de vacío, así como luz
blanca y luz ultravioleta.
Figura 1.5.2. Autoclave horizontal utilizado
para esterilizar elementos, materiales y reac-
tivos que se utilizan en bacteriología. Funcio-
na con alta presión producida por vapor de
agua, lo que eleva la temperatura a 121ºC,
a la cual se exponen los materiales por 15
minutos.

51
Figura 1.5.3. Siembra (inoculación) de hemo-
linfa anticoagulada de un camarón P. vanna-
mei en agar TCBS. Se está utilizando un me-
chero de alcohol cerca del medio de cultivo,
para procurar tener un ambiente estéril alre-
dedor de la zona de siembra. El inóculo de
100 mL aplicado con una micropipeta gra-
duada volumétricamente, será esparcido por
todo el medio utilizando una barra metálica
especial para tal in.
BACTERIOLOGÍA
Figura 1.5.4 Plato Petri con agar TCBS en el
cual se observa crecimiento de bacterias Su-
crosa positiva (colonias amarillas). La mues-
tra pertenece a hemolinfa de un camarón P.
vannamei y fue incubada durante 24 horas a
30ºC. El amarillo del medio (y no verde que
es el original del agar TCBS) se debe al cam-
bio de pH producido por el uso de la Sucrosa
por parte de las bacterias predominantes.
Figura 1.5.5. Contador de colonias con pan-
talla digital, utilizado para la cuantiicación
de las colonias en los platos Petri donde se
presentan crecimientos bacterianos. Cada
colonia procede de una bacteria, la cual
constituye una unidad formadora de colonia
(UFC).

52
1.6 Histología
Objetivo. La histología es la rama del saber cientíico que se ocupa del estudio de los rasgos morfoló-
gicos de los tejidos, por medio de instrumentos ampliicantes. La histopatología es entonces la ciencia
que estudia las modiicaciones patológicas de las células y tejidos. En camarones, es una herramienta
de diagnóstico que permite identiicar cambios a nivel celular en cortes de tejidos que han sido so-
metidos a procesos físicos y tinciones rutinarias o especiales. Esta técnica permite detectar factores
de mortalidad, bajo crecimiento, alteraciones de comportamiento y otros aspectos durante el cultivo
en laboratorios de larvicultura, incas de engorde e instalaciones de maduración de reproductores.
Descripción. La histopatología permite identiicar en la mayoría de los casos, la etiología de la en-
fermedad de la población de camarones bajo estudio; se logra generalmente hacer el diagnóstico de
todas las enfermedades virales reportadas en camarones (por ejemplo las causadas por IHHNV, TSV,
WSSV, HPV, YHV, BP, IMNV y PvNV), necrosis hepatopancreática (NHP), necrosis aguda del hepa-
topáncreas (EMS/AHPND), bacteriosis crónicas, gregarinas, protozoarios epicomensales, nemátodos,
enteritis hemocítica y necrosis muscular idiopática, entre otras enfermedades. Para esto, se requiere
que las láminas histológicas sean perfectamente preparadas y examinadas bajo el microscopio por el
ojo de un patólogo entrenado.
La autolisis es un proceso post-mortem que se presenta en los crustáceos extremadamente
rápido y que consiste en la ruptura celular, salida de enzimas y componentes celulares, pérdida de la
arquitectura de los tejidos y destrucción de los órganos. Por esta razón, los camarones deben morir
por efecto de la inyección del ijador y por la inmersión en el mismo, el cual debe ofrecer una rápida
penetración en los tejidos. El hepatopáncreas es el órgano más susceptible a la autolisis. Durante la
ijación, la solución debe penetrar el órgano rápidamente o los cambios post-mortem conducirán a
la pérdida de estructuras tisulares, eliminando zonas de tejido importantes para el diagnóstico.
Si existe interés en estudiar problemas de morfología externa en camarones como es el caso
de deformidades en post-larvas o presencia de epibiontes (epicomensales) adheridos a las branquias,
también se obtienen buenos resultados si los animales son ijados vivos por inmersión en una solu-
ción de formalina al 10%.
Metodología. El ijador de Davidson (Humason, 1979) es el más utilizado y sugerido para los proce-
dimientos de rutina, cuando se van a preparar muestras de camarones para análisis histopatológico.
Además de ofrecer buen nivel de detalle en el núcleo de las células, el ácido acético del ijador des-
calciica la cutícula, evitándose así pasos adicionales de descalciicación del exoesqueleto durante el
proceso histológico. La preparación del ijador de Davidson debe realizarse con base en la siguiente
fórmula:
Para 1 litro de ijador de Davidson:
Etanol 95%: 330 mL
Formaldehído 39%: 220 mL
Ácido acético glacial: 115 mL
Agua (corriente): 335 mL
Para la realización de un estudio histológico en camarones, se requiere de un proceso siste-
mático que incluye ijación, deshidratación, inclusión en paraina, corte de segmentos ultradelgados
(3 micras de espesor) y tinción. Cada etapa de éstas tiene sus propios pasos y tiempos cuya inalidad

53
es preservar el tejido lo más intacto posible y obtener láminas de óptima calidad, las cuales permitan
nitidez óptica en la organización celular de los tejidos, cuando sean estudiados bajo el microscopio.
Fijación. Corresponde a la preservación de los tejidos en las mismas condiciones estructurales y
morfológicas del momento de la muerte del camarón, lo cual como ya se mencionó debe ser a causa
de la inyección del ijador (Davidson). Los camarones deben ser ijados vivos o moribundos, nunca
muertos y el procedimiento se debe realizar en espacio abierto o utilizando una cabina de extracción
de gases (Fig. 1.6.2). La ijación pretende desnaturalizar los componentes proteicos de las células.
Durante la ijación, se debe inyectar abundante ijador de Davidson en el hepatopáncreas, resto del
cefalotórax y en el músculo (Fig. 1.6.1). Luego, el camarón se debe sumergir en el mismo ijador
en relación 1:10 (10 veces el volumen del ijador respecto al de la muestra). En el caso de pls, se
deben sumergir directamente en el ijador. Camarones con más de 12 g se deben someter a un corte
lateral y longitudinal de la cutícula para facilitar el ingreso del ijador. El tiempo óptimo de ijación
depende del tamaño del camarón, requiriéndose 12-24 horas para postlarvas y juveniles, 48 horas
para pre-adultos y 72 horas para reproductores. Luego de estos tiempos, el ijador debe ser sustituido
completamente por etanol 70%, el cual deberá reemplazarse a los 15 días si los camarones aún no
han sido procesados, para evitar la acidiicación de los órganos y tejidos.
Deshidratación e inclusión en paraina. Consiste en eliminar la mayor parte del agua tisular y reem-
plazara con paraina líquida. Se realiza con un equipo automático y programable llamado “procesa-
dor de tejidos” (Fig. 1.6.3). Durante el proceso, los tejidos pasan por 12 recipientes estando 1 hora
en cada uno, los cuales contienen etanol 70% (2), etanol 80% (2), etanol 95% (2), etanol 100% (2),
aclarante (2) (Xilol o “Hemo-De”) y inalmente paraina líquida a temperatura controlada (2).
Bloqueo. Terminada la inclusión en paraina, los tejidos son ubicados en moldes (metálicos o plásti-
cos) para formar un bloque el cual al enfriarse se solidiica, conteniendo el tejido en su interior. En la
actualidad, existen “unidades de bloqueo” (Fig. 1.6.4) que consisten en equipos que manejan simul-
táneamente supericies con varias temperaturas diferentes, las cuales permiten tener paraina líquida,
supericies de trabajo calientes y planchas con escarcha (hielo pulverizado) para el enfriamiento
inal de la paraina al terminar de hacerse el bloque. Los moldes plásticos disponibles para bloqueo,
permiten además servir como base para el montaje de los tejidos en la unidad de corte (micrótomo).
Corte. Esta es la parte del proceso histológico en la cual se utiliza un equipo altamente especializado
llamado “micrótomo” (Fig. 1.6.5), nombre dado debido a que permite realizar cortes de tejido con
un espesor de 1 a 15 micras. Luego de ajustar el grosor deseado en este equipo, se realizan los cortes
mediante giros de una manivela y cada vez que se le da una vuelta, el bloque de paraina avanza la
cantidad de micras programada, hacia una cuchilla con un ilo y calidad especial para histotecnia.
Recuperación del corte. Las tiras de paraina que contienen el tejido cortado, son puestas sobre un
equipo llamado “baño de recuperación de tejidos” (Fig. 1.6.6), el cual contiene agua moderadamente
caliente con temperatura controlada (40-50ºC aprox.), y puede contener una pequeña concentración
de gelatina neutra. Las tiras se expanden al entrar en contacto con el agua caliente y así se elige la que
presente una estructura más completa del tejido en cuestión. Separada de los segmentos no deseados
mediante el uso de un pincel delgado, la porción seleccionada es recuperada con una lámina por-
taobjetos, en la cual quedará adherida de manera permanente y sobre la cual se hará la tinción inal.
Tinción. En camarones, el método de tinción más frecuente es el de Hematoxilina de Mayer-Bennett
y Floxina/Eosina (H&E). Esta tinción involucra las siguientes soluciones y reactivos: Hemo De, etanol,
agua destilada, hematoxilina, agua corriente, Floxina/Eosina y medio de montaje (Fig. 1.6.7). Una vez
teñidas las láminas histológicas, se sellan utilizando una gota de medio de montaje sobre el tejido y
un cubreobjetos para proteger la muestra permanentemente (Fig. 1.6.8). Los tiempos para cada paso
pueden ser consultados en Lightner, 1996.

Patologia e Inmunologia de camarones Penaeidos Segunda Edicion

Patologia e Inmunologia de camarones Penaeidos Segunda Edicion

Recomendados

Recomendados

Mais conteúdo relacionado

Mais procurados

Mais procurados (20)

Semelhante a Patologia e Inmunologia de camarones Penaeidos Segunda Edicion

Semelhante a Patologia e Inmunologia de camarones Penaeidos Segunda Edicion (20)

Último

Último (20)

Patologia e Inmunologia de camarones Penaeidos Segunda Edicion