Exames-coproparasitologia

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Exames-coproparasitologia

  1. 1. MÉTODOS DE EXAMES PARASITOLÓGICOMÉTODOS PARA DETECÇÃO DE PARASITAS NAS FEZESa) Hoffmann - baseado na sedimentação espontânea das fezes após duas horas. É um métodoespecífico para pesquisa de Schistosoma mansoni, porém por mostrar-se altamente eficientetambém nas pesquisas de protozoários, este método é amplamente utilizado para a pesquisa dosdemais parasitas.b) Baermann & Moraes - Método baseado no Hidrotermotropismo das larvas de Strogilóidesstercoralis.c) Direto :O método direto é específico para a pesquisa de trofozoítos nas fezes (forma adulta dosprotozoários).d) Kato e Stoll - Métodos para contagem de ovos de Helmintos.e) Willis (flutuação em salina saturada)f) MIF sedimentaçãog) Teste da fita adesiva (pesquisa de Oxiúrus)São inúmeros os métodos de exames coprológicos descritos na literatura, os quais podem serqualitativos ou quantitativos, apresentando diferentes sensibilidades na detecção de ovos e larvasde helmintos e cistos de protozoários. Descrevemos a seguir alguns dos métodos e soluçõesutilizados de rotina em laboratórios para análise.A coleta:Cada amostra deve conter no mínimo as seguintes informações: nome do paciente, número deidentificação, nome do médico, data e horário de coleta.O recipiente deve ser limpo e seco, com a boca larga, de capacidade aproximada de 250ml paraque possa conter uma amostra significativa e que tenha vedação herméticaFezes obtidas de vaso sanitário não podem ser aproveitadas, porque a água e a urina poderiamdestruir as formas trofozoíticas. Fezes excretadas no solo não podem ser aproveitadas, porque larvas de vida livre e outroscontaminantes do solo poderiam confundir o diagnóstico (principalmente veterinário). Os recipientes com amostras fecais de pacientes com AIDS devem ser protegidos por uminvólucro de plástico e identificados com etiqueta vermelha ou HIV positivo.Os trofozoítos de protozoários morrem e se degeneram fora do corpo humano.O tempo recomendado para amostras líquidas é 30 minutos, enquanto das amostras pastosas é ode uma hora após a evacuação.Fezes formadas podem ser examinadas após um dia.
  2. 2. Fixação:Fixador de Schaudinn:Usado na preservação de fezes frescas ou amostras da superfície da mucosa intestinal;Esta solução fixadora é usada para a preparação de esfregaços permanentes corados parademonstração de protozoários intestinais;Solução de Lugol: Lugol 2,0 g Iodeto de Potássio - KI 4,0 g Água destilada Completar para 100 mlConservantes de fezes:MIF (Mertiolato, Iodo e Formaldeído) Glicerina 5 ml Formaldeído (40%) 25 ml Mertiolato (ou mercurocromo) 0,1% 200 ml Água destilada 200 ml Solução de lugol 43 ml Total 473 mlSolução Mertiolato-Iodo-Formaldeído (MIF)Este método permite obter ao mesmo tempo a preservação e a coloração de quase todos osestágios dos protozoários, de ovos e larvas de helmintos que se encontram nas fezes. Este procedimento também permite o exame direto a fresco do material fecal ou depois de váriassemanas, sem a necessidade de outra coloraçãoVantagens:  Além de fixador, é corante;  Fácil preparo;  Útil em trabalhos de campo;  Adequado para os métodos de concentraçãoDesvantagens:  Inadequado para a preservação da morfologia de trofozoítos de protozoários.  O iodeto interfere com outros métodos de coloração;  O iodeto pode causar distorção em protozoários.
  3. 3. SAF (Acetato de Sódio, Ácido Acético e Formaldeído) Acetato de Sódio 15 g Ácido Acético 20 ml Formadeído (40%) 40 ml Água destilada 925 ml Total 1.000 mlMÉTODO DIRETOUtilizado para pesquisa de cistos de protozoários e ovos de helmintos. método pouco sensível e sóapresenta resultados positivos em infecções massivas. Procedimento: Adicionar solução de lugolàs fezes, preparar a lâmina e observar direto ao microscópio em aumento de 100X e 400X.Específico para a pesquisa de Trofozoítos em fezes frescas.MATERIAL1. Fezes recém emitidas2. Lâmina e lamínula de vidro3. Espátula de madeira4. Solução de NaCl a 0,85%Aplicar diretamente na lâmina de vidro pequena quantidade de fezes frescas fazendo misturar comalgumas gotas de solução salina fisiológica, homogeneizando suavemente. Cobrir com lamínula eobservar imediatamente ao microscópio.MÉTODO DE HOFFMAN, PONS & JANER ou HPJ – (Sedimentação espontânea)Utilizado na pesquisa de cistos de protozoários e ovos de helmintos.Método baseado na sedimentação espontânea, específico para a pesquisa de ovos deSchistosoma mansoni, porém é altamente eficiente e amplamente utilizado para a pesquisa detodos os parasitas.MATERIAL NECESSÁRIO1. Cálice de decantação2. Peneira3. Gaze dobrada em 44. Água corrente ou destilada5. Espátula de madeira (tipo abaixador de língua)6. Lâmina e lamínulaTomar cerca de 4 g de fezes recém emitidas, dissolvê-las no próprio recipiente de coleta (frascopadrão para coleta de amostra) utilizando um pouco de água. Transferir o material dissolvido paraum cálice de decantação fazendo filtrar em peneira contendo gaze em 4. Completar até ¾ dovolume de água e deixar repousar em superfície firme e livre de vibrações por no mínimo 2 horas.
  4. 4. Retirar o sedimento com um canudo ou pipeta Pasteur e transferir para lâmina de vidroadicionando 2 gotas de solução de Lugol e cobrindo com lamínula. Observar ao microscópio emobjetiva de 10x.Técnica Prática:1. Dissolver cerca de 4g de fezes em 10 ml de H2O em frasco pequeno2. Filtrar em gaze dobrada em quatro, utilizando um cálice de sedimentação3. Completar o cálice com água e homogeneizar com bastão de vidro.4. Deixar em repouso de 2 a 24 horas.5. Com uma pipeta de pasteur, retirar uma amostra do fundo do vértice do cálice.6. Examinar ao microscópio, adicionando uma gota da solução de lugol.MÉTODO DE WILLISFLUTUAÇÃO SIMPLES (flutuação em salina saturada)Essa técnica se baseia na propriedade que alguns ovos de helmintos apresentam de flutuarem nasuperfície de uma solução de densidade elevada e de aderirem ao vidro. Este procedimento éespecífico para a pesquisa de ovos de Ancilostomídeos.1. A solução saturada de cloreto de sódio é feita adicionando aproximadamente 40g de NaCl a100mL de água sob aquecimento até o ponto em que o sal não se dissolva mais na água. Adensidade desta solução deve ser de aproximadamente 1,20g/mL.2. Colocar uma quantidade de fezes coletadas de várias partes do bolo fecal em uma pequenacuba contendo uma parte de solução saturada de cloreto de sódio, dissolver as fezes nestasolução e acrescentar água até a borda.3. Colocar sob a borda da cuba uma lâmina de vidro quase tocando a solução saturada e deixar de30 a 45 minutos . Após este tempo, inverter a lâmina rapidamente e observar ao microscópio.Técnica Prática:1. Dissolver cerca de 5g de fezes em uma solução saturada de NaCl.2. Filtrar em gaze dobrada em quatro em frasco de Borrel (frasco comum)e completar com asolução saturada de NaCl até formar um menisco convexo na boca do frasco.3. Colocar uma lâmina por sobre as bordas do frasco para uq efique em contato com o líquido aomenos por 5 minutos.4. Retirar a lâmina sem escorrer o líquido e examinar ao microscópio.
  5. 5. MÉTODO DE FAUST – (Centrífugo-flutuação)Utilizado na pesquisa de cistos de protozoários e ovos de helmintos.1. Dissolver cerca de 5g de fezes em 10ml de água e filtrar em gaze dobrada em quatro.2. Depositar o material em tubo cônico de centrífuga e centrifugar a 1500 rpm por 2 minutos.3. Desprezar o sobrenadante e ressuspender novamente em 10 ml de água.4. Repetir os passos 2 e 3 até que o sobrenadante apresente-se claro.5. Adicionar 10 ml de sulfato de zinco (ZnSO2) 33 %, densidade 1.180, homogenizar e centrifugara 1500 rpm por 2’.6. Recolher com alça de platina a película superficial, adicionar uma gota da solução de lugol eobservar ao microscópio.MÉTODO DE RITCHIEUtilizado na pesquisa de cistos de protozoários.1. Idêntico ao método de FAUST até o ítem 4.2. Adicionar cerca de 8 ml de formol a 10%, homogenizar, descansar por 10’ a 20’.3. Adicionar cerca de 2 ml de éter, agitar vigorosamente e centrifugar a 1500 rpm por 2’.4. Desprezar o sobrenadante e examinar o depósito ao microscópio adicionando uma gota dasolução de lugol.MÉTODO DE BAERMANN-MORAESO método de Baermann baseia-se no Hidrotermotropismo positivo das larvas de Strongyloidesstercoralis. Utilizado na pesquisa e isolamento de larvas de Strongyloides sp. de fezes e de larvasde nematóides do solo.MATERIAL NECESSÁRIO1. Estante para Baermann2. Tubos de Hemólise3. Peneira e gaze4. Lâminas e lamínulas5. Tubo de látex e pinça de Mohr6. Funil7. Água aquecida a 45ºC
  6. 6. Colocar a água aquecida no funil com o tubo de látex vedado pela pinça de Mohr, quantidadesuficiente para tocar a extremidade inferior da peneira contendo as fezes.Depositar pequena quantidade de fezes sobre a peneira contendo gaze e deixar em repouso por45 a 60 minutos.Após este tempo, soltar a pinça de Mohr e deixar que o material escorra para um tubo de hemólise.Centrifugar o material em baixa rotação e observar o sedimento em objetiva de 10x. Este método éespecífico para a pesquisa de larvas de S. stercoralis.MÉTODO DE KATO - KATZUtilizado principalmente na pesquisa de ovos de S. mansoni e outros helmintos.Utilização do Kit (quantitativo - OPG):1. Depositar uma pequena quantidade de fezes sobre uma folha de papel higiênico colocando atela por cima e pressionando com a paleta.2. Colocar sobre uma lâmina de vidro a placa de plástico e depositar no centro do orifício as fezesque ultrapassaram as malhas da tela (40 - 60 mg).3. Comprimir as fezes no orifício da placa até completá-lo.4. Sobrepor a lamínula de celofane (embebida em verde malaquita) e inverter a preparaçãorealizando pressão com o polegar sobre a lâmina até obter uma uniformidade do material.5. Deixar em repouso por cerca de 60 minutos a temperatura ambiente.6. Contar todos os ovos encontrados e multiplicar o total por 24, resultando em ovos/grama defezes.
  7. 7. MIF SEDIMENTAÇÃO ESPONTÂNEA1. Misturar o material fecal fixado pelo MIF. 2. Filtrar a suspensão através de gaze dobrada em 4 e colocar o filtrado em tubo cônico desedimentação com capacidade de 125mL. 3. Adicionar água corrente, se necessário, até completar ¾ do volume do copo cônico . Deixar asuspensão em repouso durante 1 a 2 horas. 4. Decantar com cuidado 2/3 do sobrenadante sem perder o sedimento. Ressuspender osedimento com água corrente e deixar em repouso por mais uma hora. 5. Esse procedimento de lavagem pode ser repetido até que o sobrenadante fique relativamenteclaro.6. Colher o sedimento e depositá-lo em uma lâmina, fazendo a observação em microscópio.MÉTODO DE GRAHAM (Método da fita adesiva)COLETA PARA PESQUISA DE ENTEROBIUS VERMICULARIS(TÉCNICA DA FITA ADESIVA OU SWAB PERIANAL NOTURNO)Utilizado na pesquisa de ovos de E. vermicularisTécnica1. Colocar um pedaço de fita adesiva transparente em uma espátula de madeiratipo abaixador de língua com a parte adesiva voltada para fora2. Pressionar firmemente a espátula contendo a fita adesiva contra as pregasanais e perianais3. Colar a fita adesiva em lâmina devidamente identificada4. No momento da execução do exame, levantar cuidadosamente a fita da lâminae pingar uma gota de toluol ou xileno e pressionar novamente a fita contra alâmina. A preparação ficará clara ou levemente corada, tornando os ovos bemvisíveis.Só analisar o material imediatamente..Referências bibliográficas:AMATO NETO, V. & CORRÊA, L.L., 1991. Exame parasitológico das fezes. 5a edição. Sarvier, São Paulo, SP. 92p.CIMERMAN, B. & CIMERMAN, S., 1999. Parasitologia Humana e seus fundamentos gerais. Editora Atheneu, Belo Horizonte, MG. 375 p.DE CARLI, G.A. 2001. Parasitologia Clínica: Seleção de Métodos e Técnicas de Laboratório para o Diagnóstico das Parasitoses Humanas. Editora Atheneu, Rio de Janeiro, RJ. 810 p.FERREIRA, A.W. & ÁVILA, S.L.M., 1996. Diagnóstico laboratorial das principais doenças infecciosas e auto-imunes. Editora Guanabara-Koogan, Rio de Janeiro, RJ. 302 p.NEVES, D.P. et alli, 1998. Parasitologia Humana. 10a edição. Editora Atheneu, Belo Horizonte, MG. 524 p.REY, L., 1991. Parasitologia. 2a edição. Editora Guanabara-Koogan, Rio de Janeiro, RJ. 731 p.WHO – World Health Organization, 2000. Pranchas para o Diagnóstico de Parasitas Intestinais. Livraria Editora Santos, São Paulo, SP. 12 p.WHO – World Health Organization, 1999. Procedimentos Laboratoriais em Parasitologia Médica. Livraria Editora Santos, São Paulo, SP. 114 p.
  8. 8. Quadro comparativo com as principais características dos parasitos mais comuns encontrados em exames de fezes humanas Parasito Foto Características ProtistasTrofozoíto de 12-60 µ, assimétrico, um núcleoEntamoeba esférico e com cariossoma central.histolytica Trofozoíto de Esférico, 10-20 µ, 4 núcleos com Entamoeba cariossoma central e delicada histolytica cromatina periférica. Alguns cistos podem apresentar cromátides.Trofozoíto de 9-21x5-15 µ, com formato de pêra, movies, com inúmeros flagelos, comGiardia lamblia dois núcleos centrais característicos. Cisto de Oval, 8-12 µ de comprimento e 7-10 µ Giardia lamblia de largura. Dois núcleos, que tendem a se posicionar fora do centro da célula. Um espaço claro entre a parede celular e o citoplasma. Cistos de 10-35 µ, normalmente esférico, Entamoeba coli contém 8 ou mais cistos (nem sempre todos são vistos). Cariossoma excêntrico, cromatina periférica grosseira e irregular. Raramente apresentam cromátides.
  9. 9. Helmintos - Nematoda Ovos férteis de 60x45 µ, Arredondado ou ovóide, com Ascaris uma casca espessa. Coberto com uma camada espessa e irregular chamada(Família Ascarididae) camada mamilonada. Normalmente de cor marrom. Ovo decorticado de Perdeu a camada mamilonada. As Ascaris outras características são as mesmas do ovo fértil.
  10. 10. Ovos férteis de 60x45 µ, Arredondado ou ovóide, com Ascaris uma casca espessa. Coberto com uma camada espessa e irregular chamada(Família Ascarididae) camada mamilonada. Normalmente de cor marrom. Ovo decorticado de Perdeu a camada mamilonada. As Ascaris outras características são as mesmas do ovo fértil. Ovo infértil de 90x40 µ, alongado, casca mais fina e Ascaris material interno formado por uma massa de glóbulos. Ovos de Oval, elipsóide, 60x40 µ. Casca muito Ancilostomídeos fina e transparente. Podem apresentar uma mórula (esq) ou podem estar (Família larvados (dir). Ancilostomidae) Ovos de Enterobius 55x26 µ, Alongado, no formato de um(Família Oxyuridae) “D” ao contrário. Casca fina e regular. São normalmente encontrados larvados. Ovos de 54-22 µ, alongado, em forma de barril, Trichuris trichiura com opérculo polar.
  11. 11. Helmintos - Plathyhelminthes Ovos de Taenia Ovos redondos ou sub-esféricos, com diâmetro de 31 to 43 µm, com uma espessa casca radialmente estriada, normalmente de cor marrom. Dentro de cada ovo há um embrião (oncosfera) com 6 ganchos.Ovos de Hymenolepis Ovos arredondados ou um pouco ovais, medindo 60 to 80 µm, com uma membrana interna estriada e uma membrane externa fina, com um grande espaço entre elas. Possui uma oncosfera com 6 ganchos. Ovos de Ovos grandes (114 a 180 µm) com um espinhoSchistosoma mansoni lateral proeminente na sua porção final. Sua extremidade inicial é suavemente encurvada. Quando maduro contém um miracídio em seu interior.

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