Manualdelaboratoriodefisiologia.Doc

UNIVERSIDAD AUTONOMA DE
CAMPECHE

FACULTAD DE MEDICINA

Manual de
LAB0RATORIO DE FISIOLOGIA

PARA ALUMNOS DE 2º AÑO DE LA LICENCIATURA DE MEDICINA

AUTOR:
DR. JOAQUIN BENITEZ LANDERO

2008 - 2009

INDICE

Laboratorio de Fisiología
I. PROLOGO………………………………………………………………………………………....3

II. REGLAMENTO DE LABORATORIO……………………………………………………………4

III. LINEAMIENTOS GENERALES……………………………………………………...................5

IV. MODULO SISTEMA LOCOMOTOR…………………………………………………………….7
1. INTRODUCCION AL LABORATORIO Y MANEJO DEL FISIOGRAFO………………7
2. MECANICA MUSCULAR…………………………………………………………………....9
3. TRANSMISION NEUROMUSCULAR……………………………………………………..12

V. MODULO SISTEMA DIGESTIVO………………………………………………………………14
1. ACCIONES Y SECRECIONES DEL TUBO DIGESTIVO……………………………….14
2. PROPIEDADES DEL MUSCULO LISO…………………………………………………..16

VI. MODULO SISTEMA RESPIRATORIO………………………………………………………...18
1. DIAMETROS TORACO-ABDOMINALES (PRUEBA ESCALON DE HARVARD)….18
2. VOLUMENES Y CAPACIDADES PULMONARES……………………………………...20

VII. MODULO SISTEMA CIRCULATORIO………………………………………………………...21
1. TRANSMISION DEL IMPULSO EN EL CORAZON DE LA RANA…………………...21
2. CICLO CARDIACO DE LA RANA…………………………………………….................23
3. ACTIVIDAD ELECTRICA DEL CORAZON EN EL HUMANO (ECG)………………...26

VIII. MODULO SISTEMA URINARIO……………………………………………………………….29
1. EXAMEN GENERAL DE ORINA………………………………………………………….29
2. DIURESIS EN EL HOMBRE……………………………………………………………….31

IX. MODULO SISTEMA REPRODUCTOR………………………………………………………..33
1. HIPOFISECTOMIA EN RATA COMO MODELO EXPERIMENTAL SOBRE LA
REPRODUCCIÓN…………………………………………………………………………..33
2. INDUCCION LA OVULACIÓN….…………………………………………………………34

X. MODULO SISTEMA ENDOCRINO……………………………………………………………36
1. PRUEBA DE TOLERANCIA A LA GLUCOSA………………………………………….36

XI. MODULO SISTEMA NERVIOSO………………………………………………………………38
1. SENSIBILIDAD SOMATICA……………………………………………………………….38
2. REFLEJOS EN LA RANA………………………………………………………………….40
3. REFLEJOS EN EL HOMBRE……………………………………………………………...43

I. PROLOGO.

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El presente manual de laboratorio de Fisiología pretende ofrecer a los estudiantes del 2° año de la
carrera de Medicina, una programación sistematizada de las actividades de laboratorio que realizará
durante el ciclo escolar.

El objetivo fundamental de el laboratorio de fisiología es la de propiciar la integración de los
conocimientos teóricos-prácticos de las ciencias fisiológicas a través de la ejecución y análisis de
protocolos aplicando el método experimental.

Por la naturaleza misma de éste manual que funcionará como guía metodológica, el alumno buscará los
fundamentos teóricos en la diferente bibliografía recomendada en sus cartas descriptivas, así como las
recomendaciones de sus profesores titulares en las diferentes asignaturas.

En éste manual, el alumno encontrará enumerados conforme a un plan explicativo, todos los elementos
de cada una de las prácticas, desde los objetivos y material hasta los procedimientos en forma
detallada.

Las prácticas para cada uno de los módulos, han sido seleccionados, tratando de que éstas cumplan
con los objetivos básicos, apoyen a los elementos teóricos, auxilien a los alumnos a desarrollar sus
capacidades psicomotrices, afectivas, fomenten el espíritu de investigación a través de conocer y aplicar
el método científico.

Para este propósito, cada una de las prácticas a realizar, es encabezada por los objetivos específicos
que apoyan lo que se persigue con la práctica misma, una descripción lo más clara y precisa de los
pasos y actividades a realizar, la forma de utilizar el material, desde una pinza, hasta como calibrar un
fisiógrafo. Al final de las prácticas correspondientes a cada módulo, se pretende llevar una sesión de
integración de los conocimientos adquiridos, se discutirá su aplicación práctica y se ahonda sobre el
tema, todo ello con la participación, activa, crítica y reflexiva de los alumnos.

Para fomentar el interés por la actualización de los conocimientos y como una forma de lograr ésta, se
recomienda que en cada módulo se revisen publicaciones recientes acerca de algún tópico relacionado
con el módulo correspondiente.

II. REGLAMENTO DE LABORATORIO

1. Durante el curso de Fisiología, cada grupo realizará 2 horas de trabajo práctico a la semana.
2. A cada grupo se le asignará un día a la semana, miércoles y viernes, con un horario de 7:00 a 9:00
am y de 9:00 a 11:00 am para llevar a cabo la práctica.
3. Las fechas y horas de las prácticas son fijas y solo podrán modificarse por causas de fuerza mayor;
en tal caso serán comunicadas con anticipación.

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4. La asistencia a las prácticas deberá ser del cien por ciento.
5. Cada alumno podrá realizar su trabajo práctico, únicamente en el día y la fecha que le corresponda
a su grupo.
6. La lista de presencia se pasará 15 minutos después de la hora programada de inicio de la práctica,
todo alumno que no este presente al momento de pasar lista perderá su derecho a tomarla.
7. Cada grupo será dividido, según acuerdo con el instructor en equipos de trabajo.
8. Los alumnos de cada equipo de trabajo serán responsables de la integridad del material. En caso
de daño o pérdida del mismo deberán reponerlo dentro de un plazo no mayor de 5 días.
9. La limpieza será importante después de la práctica, sin ninguna excepción deberán dejar el equipo y
las instalaciones en condiciones de ser usadas de nuevo.
10. Cada equipo de trabajo entregará un informe escrito, el cual estará basado en los resultados
obtenidos durante la práctica.
11. La fecha de entrega del informe será el día de la siguiente práctica.
12. Queda prohibido entrar con alimentos o bebidas al área de laboratorio.
13. Queda prohibido correr, jugar, comer, beber y fumar dentro del área de laboratorio.
14. Queda prohibido utilizar el celular
15. El laboratorio se califica bajo los siguientes aspectos.

a) Parte Teórica (Informe de la Práctica)
El informe de la práctica deberá contener lo siguiente, teniendo los siguientes porcentajes:

a) Hoja de Identificación: 1%
- De la Institución
- Del módulo
- Del número y nombre de la práctica
- Nombres de integrantes del equipo
- Grupo.
- Fecha. 60%
b) Introducción 10%
c) Objetivos 2%
d) Métodos y procedimientos 2%
e) Presentación y análisis de resultados 20%
f) Conclusiones 20%
g) Bibliografía 5%

b) Parte Práctica
 Manejo de Equipo 15%
 Desarrollo Experimental (Disección, 30%
 Manipulación de Organismos) 10%
 Cuidado y Limpieza de Material 5%

c) Parte Afectiva
 Participación activa y Comentarios 3%
 Asistencia 3%
 Integración Grupal 2% 10%
 Comportamiento en el Laboratorio 1%
 Uniforme 1%

III. LINEAMIENTOS GENERALES.

En una práctica de laboratorio, es necesario seguir ciertas normas que disminuyan al máximo los
errores y accidentes. Algunas de ellas se citan a continuación:

1. Nunca se debe sacrificar una animal por pequeño que sea si previamente no existe un
planteamiento experimental coherente.

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2. Jamás se debe tener prisa a la hora de realizar la práctica.
3. En todos los trabajos de laboratorio son indispensables:

- El máximo grado de observación de los fenómenos.
- El rigor científico.
- La limpieza.
- Orden y disciplina.

4. No confiar nada a la memoria, anotar todas las observaciones en la bitácora.
5. Cualquier instrumento o aparto que se utilice se manejará de acuerdo con el manual de
instrucciones y una vez utilizado se dejará en condiciones de ser manejado por otra persona.
6. Los accidentes por triviales que sean se comunican al instructor para que tome las decisiones
convenientes.
7. La limpieza del material de vidrio debe ser la más esmerada ya que la mayoría de los recipientes
contienen sustancias con actividad e interesa que no existan contaminaciones. La limpieza del
material de vidrio se deberá realizar inmediatamente después de cada práctica.
8. Una vez realizada la práctica se recogerá todo el material y se pondrá en el sitio asignado.
9. En el manejo de sangre o sus derivados, siempre se utilizará guantes.
10. Los animales a utilizar en la práctica serán responsabilidad de los alumnos desde la obtención hasta
su posterior desecho.

NORMAS INTERNACIONALES PARA LA INVESTIGACIÓN BIOMÉDICA EN ANIMALES.

Diversos autores han opinado que la experimentación en los seres humanos es deseable pero no
esencial y han supuesto que tales investigaciones pueden realizarse en animales.
En años recientes varios países han legislado sobre el tema mencionado. Así EUA, Inglaterra, Canadá,
Japón y otros países incluidos México han establecidos diversas leyes que regulan la utilización de los
animales en la experimentación sin que hasta el momento sea prohibitivo.

REQUISITOS NECESARIOS PARA REALIZAR INVESTIGACIONES QUE INCLUYAN LA
UTILIZACIÓN DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

Art. 122. Las investigaciones se diseñarán a modo de evitar al máximo el sufrimiento de los animales.

Art. 123. Cuando sea necesario sacrificar un animal, se empleará un procedimiento que asegure su
muerte sin sufrimiento.

Art. 124. Los bioterios deben tener tales características que los animales estén en buenas
condiciones, excepto cuando las variables experimentales justifiquen otras situaciones.

Art. 125. Los bioterios serán supervisados por profesionales calificados y competentes en la materia.

Art. 126. El titular de la Institución en donde se realice la investigación deberá establecer y vigilar el
cumplimiento de las medidas de seguridad tanto para los animales como para el personal.

Tomado y resumido de la Ley General de Salud de México, 1987.
Entre las nuevas tendencias están aquellas que aconsejan que:

a) A los animales se le proporcionen cuidados adecuados,
b) Que no se les cause dolor innecesario, sufrimiento, estrés o lesiones prolongadas;
c) Que se evite la duplicación innecesaria de experimentos;
d) Que el número de animales utilizados se reduzcan al mínimo.

En México la ley general de salud aprueba el uso de animales en pruebas experimentales.

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MÓDULO: SISTEMA LOCOMOTOR

“INTRODUCCIÓN AL LABORATORIO DE FISIOLOGÍA Y MANEJO DEL FISIÓGRAFO”.

OBJETIVOS:

1. Dar a conocer los lineamientos generales del laboratorio de Fisiología.
2. Conocer la importancia de las Unidades biomédicas de registro sobre las diferentes actividades
fisiológicas en animales de experimentación, específicamente con el Fisiógrafo.

3. Conocer, comprender y manejar el Fisiógrafo para las diferentes prácticas de laboratorio.

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MANEJO DEL FISIOGRAFO.

El fisiógrafo es un aparato diseñado para captar señales de diferente tipo: mecánicas, sonoras,
luminosas y eléctricas; y hace un registro gráfico de las mismas. Como el aparato puede tener hasta 4
canales de información, puede captar eventos fisiológicos diferentes en forma simultánea.
Cada CANAL DE INFORMACIÓN co nsta de tres partes:
A. Un TRANSDUCTOR O ELECTRODO el cual puede transformar un
fenómeno, por ejemplo mecánico. En éste ejemplo el MIÓGRAFO C es quien
realiza ésta función.
B. Unido al anterior hay ELABORADOR que a su vez esta formado por dos
partes:
- El TRANSDUCER – COUPLER O ACOPLADOR entre el transductor y
el amplificador. Esta unidad también puede actuar como un PRE-
AMPLIFICADOR dependiendo del fenómeno que se registra.
- EL AMPLIFICADOR que modifica la señal recibida ampliándola,
reduciéndola o quitándole interferencias mediante el filtro.
C. Finalmente la señal llega al SISTEMA INSCRIPTOR formado por las
plumillas y el sistema de arrastre del papel. Las plumillas están numeradas
del 1 al 5, las cuatro primeras corresponden cada una al canal de información
respectivo y la quinta o última , marca el tiempo cada determinada cantidad
de segundos, también puede utilizarse para indicar el momento en que se
aplica un estímulo accionando el botón marcado como TIME and EVENT.
En la superficie superior del fisiógrafo vemos en la parte superior y de izquierda a derecha:
- Canales de información
- Borne del cable de tierra.
- Botones de velocidad de papel
En la parte inferior se encuentra el SISTEMA INSCRIPTOR: Polea de arrastre, guías para el papel,
plumillas y tinteros.

GUÍA BÁSICA PARA EL MANEJO DEL FISIÓGRAFO.

1. El fisiografo con gabinete, para abrir el GABINETE, con la mano derecha se toma la manija
haciendo presión con el pulgar sobre la manija de la hoja derecha de la puerta.
2. Extraiga el equipo, material y cables; dispóngalos sobre una mesa fija.

3. Conecte el cable de corriente y el cable “tierra” del borne hacia una toma de agua o a un tubo
metálico.
4. Revise amplificadores y acopladores.
5. Se inicia las maniobras de CALIBRACIÓN.
A) DEL AMPLIFICADOR: Se hace girar el macro hacia la izquierda a la posición de 3 cm.,
la plumilla se desplazará en el papel 3 cm. hacia arriba de la basal. El macrométrico se
regresa a 1000 y la plumilla recuperará su línea basal. SE REALIZA UNICAMENTE EN
LA SESIÓN INICIAL.
6. BALANCE DEL CONJUNTO ACOPLADOR/AMPLIFICADOR: Encienda el botón del amplificador y
gire a la derecha el macrométrico, paso a paso, lentamente, si se desplaza la plumilla regrésela a la
basal haciendo girar el botón BALANCE. El macrométrico bajará hasta la cifra 2. Ahora regrese el
“macro” paso a paso, a la posición 1000; si la plumilla se desplaza, regrésela a la basal girando el
botón POSICIÓN. Una vez el macrométrico en 1000, apague y encienda el botón, la plumilla no
deberá moverse.
7. CALIBRACIÓN DEL TRANSDUCTOR (MIOGRAFO C): Una fuerza conocida desplazará la plumilla
una distancia convenida. Ej. se busca que 100 grs. Desplacen la plumilla 2 cm. (Para esto se
utilizan gancho y pesas con un total de 100 grs. Se coloca el peso a la mitad de la longitud del
gancho del miógrafo, con lo que la plumilla se desplazará un poco; gire el Macrométrico a la
derecha, poco a poco, hasta lograr los 2 cm. (si el desplazamiento rebasa los 2 cm. gire el

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Micrométrico en sentido contrario a las manecillas del reloj hasta que se alcance el ajuste
convenido). Se retiran las pesas y la plumilla debe volver a su basal; si no es así, use el botón de
POSICIÓN para ubicarla. Estas maniobras se repiten hasta que al aplicar la fuerza y retirarla, la
plumilla se desplace los 2 cm. y regrese a su línea de base respectivamente. TERMINA EL
PROCESO DE CALIBRACIÓN.
8. Para Proceder al apagado del Fisiógrafo compruebe que todos los botones del AMPLIFICADOR,
ACOPLADOR Y UNIDAD ESTIMULADORA(si es utilizada) se encuentren en apagado.

“MECANICA MUSCULAR”

OBJETIVOS:

1. Analizar la actividad mecánica del músculo estriado esquelético.
2. Observar la respuesta al aumento de la tensión muscular.
3. El alumno encontrará el umbral de excitación por estímulo eléctrico directo al músculo.
4. El alumno provocará una respuesta muscular simple y estudiara el conjunto de sus
características.
5. El alumno caracterizará el fenómeno de Escalera en el músculo estriado de la rana.
6. El alumno buscará una respuesta muscular máxima.
7. El alumno caracterizará la suma de contracciones.
8. El alumno caracterizará la contracción tetánica o tétanos completo e incompleto y relacionará los
fenómenos biológicos involucrados.
9. El alumno caracterizará la fatiga muscular.

MATERIAL DE LABORATORIO POR EQUIPO.

DESCRIPCIÓN CANTIDAD
Hilo delgado 15 cm.

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Hilo grueso 40 cm.
Tabla para rana 1
Alfileres 2
Tachuelas 4
Rana Una por subgrupo
Ringer para rana Variable
Algodón Variable
Toallas desechables de papel Variable
Guantes de látex 1 par por subgrupo

EQUIPO DE LABORATORIO

Fisiógrafo 1
Soporte Universal 1
Juego de pesas de 100 gr. 1
Ajustador de tensión 1
Electrodos de aguja 2
Cable estimulador 1
Cable SC 9 vías 1

PROCEDIMIENTO

ACTIVIDADES DEL FISIÓGRAFO.
a) Se coloca el cable de tierra; de la terminal del fisiógrafo a una llave de agua ó a un tubo del
sistema de ventilación o cualquier tipo de metal.
b) Se conecta el fisiógrafo al contacto del suministro de corriente y se oprime el encendido
general.
c) Se coloca el papel llevando el extremo libre hasta la polea de arrastre.
d) Se purgan los tinteros, hasta que fluya una gota de tinta por la plumilla correspondiente al canal
que se utiliza.

e) Se enciende el amplificador del canal y con el canal de posición se realiza una deflexión
máxima y otra mínima que se identifica por un ascenso y descenso de la plumilla sobre el papel,
se establece una línea basal sobre el trozo grueso del mismo.

CALIBRACIÓN DEL AMPLIFICADOR.

a) El botón macrométrico del amplificador se dirige hacia la izquierda donde se indica 3cm.,
observando que la plumilla correspondiente se desplace 3 cm. hacia arriba.
b) Se regresa el botón macrométrico a 1000 y la plumilla debe recuperar la línea basal original, si
esto no ocurre corregir con el botón posición.
c) Regresar el botón macrométrico a 3 cm., habitualmente la plumilla de desplaza 3 cm.

BALANCE ACOPLADOR-TRANSDUCTOR.

Para iniciar esta operación instalar el miógrafo en el soporte universal con el cable de 9 vías hacia el
canal de información (transducer-coupler).
a) Se inicia oprimiendo el botón del amplificador.
b) La plumilla correspondiente no debe moverse, si esto ocurre se procede al balande del canal.
c) El botón macrométrico se gira a la derecha cifra por cifra, de 1000 a 2, observando el
desplazamiento de la plumilla, cada vez que este sea mayor de 1cm. recuperar la basal con el
botón de balance.
d) Si se realiza la operación anterior se observa vibración de la plumilla, gire el botón del filtro (si lo
hay) en sentido antihorario hasta obtener su estabilización.

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e) Después de llevar el indicador del botón macrométrico al número 2, se regresa pausadamente
hasta 1000; si ocurre desplazamiento de la plumilla corregir con el botón de posición.
f) Al llegar a la cifra de 1000, se apaga y se enciende el botón del amplificador, con lo cual no
debe moverse la plumilla.

CALIBRACIÓN DEL TRANSDUCTOR.

a) Se busca con un peso de 100 gr., los cuales desplazarán la plumilla 2 cm. hacia arriba.
b) Para lo anterior se emplea gancho y pesas con un total de 100 gr.
c) Se coloca la mitad del peso de la longitud del gancho del miógrafo, con lo que la plumilla se
desplaza un poco.
d) Gire el botón macrométrico a la derecha, poco a poco, hasta lograr los 2 cm.
e) Si el desplazamiento rebasa en 2 cm. la distancia convenida, regrese el macrométrico a la
posición anterior y ajuste a 2 cm. con el micrométrico con giro antihorario.
f) Al retirar las pesas la plumilla debe volver a la línea basal, si no es así, use el botón de posición
para ubicarla.
g) Coloque nuevamente las pesas y se observará que la plumilla desplazará 2 cm., posteriormente
quite las pesas y regresará a la línea basal. Ahora estará listo para trabajar.

ACTIVIDADES EN LA RANA

1. Destrucción del encéfalo de la rana:
a) Tomar la rana con una toalla de papel para que éste no resbale (utilice los guantes de
látex) y colocarla sobre la palma de la mano que va a sujetarla, quedando la rana en
decúbito ventral en relación a la palma, después colocar su cabeza entre el índice y
medio, flexionando ésta en sentido ventral de tal manera que forme un ángulo de 90°
en relación al cuerpo.
b) Con el estilete duro se traza una línea imaginaria que pase por el plano sagital de la
cabeza de la rana y otra en sentido transversal que pase por atrás de las membranas
acústicas, y en el lugar en donde se cruzan estas dos líneas, se introduce el estilete
grueso unos 2 mm. Aproximadamente en sentido perpendicular a la cabeza.

c) Posteriormente, manteniendo flexionada la cabeza de la rana, el estilete se dirige en
sentido cefálico y perpendicular al cuerpo, penetrando en la cavidad craneana para
después realizar movimientos horizontales y verticales con lo que se logra la
destrucción del encéfalo.
2. Destrucción de Médula Espinal.
a) El estilete delgado se introduce en el mismo orificio sólo que en esta ocasión en sentido
caudal y perpendicular a la cabeza, introduciéndolo en el raquis la distancia necesaria
para destruir la médula espinal.
b) Ya descencefalizada, se coloca en decúbito ventral y se sujetan las cuatro
extremidades a la tabla.
c) Se diseca la piel de la pierna de la rana.
d) Se desinserta el músculo por su extremo distal y se sujeta con hilo delgado al gancho
del miógrafo. La articulación de la rodilla se sujeta a la tabla con una tachuela.
e) La superficie del músculo debe mantenerse húmeda con ringer para rana.

DINÁMICA DE REGISTRO.

a) Para buscar el umbral por estímulo directo al músculo; el alumno utilizará electrodos de aguja.
b) Se introduce los electrodos al músculo en su tercio proximal; se enciende la unidad
estimuladora del fisiógrafo de donde dependen los electrodos y utilizando el mínimo de voltaje
con estímulos simples y en forma progresiva se encontrará el umbral. La velocidad del papel, es
aquella que permita obtener un registro adecuado.
c) Para encontrar la respuesta máxima, se inicia desde el umbral en forma progresiva, hasta
observar que aún cuando se aumente el voltaje no se modifica la amplitud de la respuesta; el
inicio de éste fenómeno es el que se denomina respuesta máxima.

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d) Para observar las características de una respuesta simple, se recomienda utilizar un voltaje
medio, entre el umbral y respuesta máxima. Aumentarla velocidad de papel, se recomienda a 1
cm/seg, para aumentar la longitud del registro del evento lo suficiente para estudiar sus
características.
e) Para observar el fenómeno de escalera, utilizamos un número estímulos máximos con ritmo
inferior a la frecuencia utilizada para el tétanos. Se recomienda a una frecuencia de 1/seg.
f) Para observar el efecto de la tensión muscular, el alumno utilizará el ajustador de tensión.
Considerando que cada vuelta del ajustador de tensión equivale a .5 cm. Al final de la prueba
se eliminará el exceso de tensión.
g) Para observar el fenómeno de tétanos, se utilizarán estímulos continuos con voltaje similar para
respuesta máxima (aproximadamente entre 4 y 6 volts), aumentando la frecuencia. Se
recomienda frecuencias de 20/seg.
h) Cuando existan intervalos incompletos entre cada contracción muscular se le denomina tétanos
incompleto.
i) La fatiga muscular se aprecia si la estimulación tetánica se prolonga por tiempo suficiente para
que esto ocurra.
j) Posterior a esto, se observará la fatiga muscular y se inferirá sobre los procesos fisiológicos.
k) Finalmente estimule al músculo, posterior al tétanos y verifique el resultado.

“TRANSMISIÓN NEUROMUSCULAR”

OBJETIVOS

1. El alumno comprenderá los procesos de excitación y contracción muscular que resulta de
acontecimientos bioquímicos y eléctricos, que son conducidos por los nervios a los músculos.
2. El alumno encontrará el umbral por estimulación directa al nervio ciático de la rana y demostrará en
un registro gráfico de la actividad muscular, una respuesta máxima.
3. Diferenciará los acontecimientos biológicos, por registro gráfico, la respuesta al músculo y directa al
nervio.
4. El alumno analizará los fenómenos implícitos en la fatiga muscular al estimular al nervio.
5. El alumno analizará los efectos de acetilcolina en la placa neuromuscular.
6. El alumno analizará los efectos de diferentes electrolitos como el NaCl. K, CaCl y otros en la placa
neuromuscular.
7. El alumno analizará los efectos de fármacos como la prostigmina y/o curare sobre la actividad de la
placa neuromuscular a través de un registro gráfico.

MATERIAL DE LABORATORIO POR EQUIPO

DESCRIPCION CANTIDAD
Hilo delgado 15 cm.
Hilo grueso 40 cm.
Tabla para rana 1
Alfileres 2
Tachuelas 4
Rana Una por cada subgrupo

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Estilete delgado 1
Estilete grueso 1
Varillas de vidrio de punta roma 2
Ringer para rana Variable
Algodón Variable
Toallas desechables de papel Variable
Guantes de látex 1 par
Segmento de tubo de hule látex 1 de 1 cm.
Acetilcolina amp. 1 por grupo
NaCl. KCL, CaCl., sol 1 mol. Variable
Pipetas Pasteur 4
Prostigmina amp. 1 ml. 1 por grupo.
Jeringa para insulina de 1 ml. 4


Fisiógrafo 1
Soporte Universal 1
Juego de pesas de 100 gr. 1
Electrodos de aguja 2
Electrodos de vaina 2
Cable estimulador 1
Cable SC 9 vías 1
Miógrafo tipo C 1

PROCEDIMIENTO

a) Ver incisos de actividades en el Fisiógrafo, calibración del amplificador, balance acoplador-
transductor y calibración del transductor, en la práctica de actividad mecánica muscular.
b) Ver instrucciones para destrucción del encéfalo de la rana en la práctica de transmisión del
impulso en el corazón de la rana.
c) Ver instrucciones para destrucción de la médula espinal de la rana en la práctica de transmisión
del impulso en el corazón de la rana.
d) Después de realizado lo anteriormente descrito, la rana se sujeta de sus cuatro extremidades y
en decúbito dorsal a la tabla.
e) Con tijera, pinza de disección y varillas de vidrio se diseca el músculo gastrocnemio, se
desinserta de su extremo distal y éste se sujeta con hilo delgado al gancho del miógrafo. En
este tiempo se fija la articulación de la rodilla a la tabla por medio de una tachuela.
f) Utilizando la pinza de disección y las varillas de vidrio se procede a disecar el nervio izquiático,
situado profundamente en la región dorsal del muslo, se aísla de los tejidos adyacentes a
través de un segmento de hule látex; lugar donde se colocarán los electrodos de vaina. El
nervio se manipulara con las varillas de vidrio únicamente.
g) Se recomienda mantener húmeda la superficie del nervio y del músculo con ringer para rana.

DINÁMICA DEL REGISTRO DE VARIABLES

1. La velocidad del papel será aquella que permita observar un registro adecuado.
2. Para encontrar el umbral realice lo siguiente:
a) Utilizar con el mínimo voltaje, duración 2mseg., frecuencia 2 pps, estímulo simple.
b) Aumentar paulatinamente hasta encontrar el umbral.
3. Utilizando otro juego de electrodos se busca el umbral en el músculo y se establecen diferencias.
4. Para encontrar respuesta máxima, se estimula al nervio en forma progresiva hasta observar que el
voltaje no modifica la amplitud de la respuesta.

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5. Se deja un tiempo corto de reposo y se busca la respuesta máxima en el músculo para establecer
una correlación.
6. Utilizando el voltaje de respuesta máxima y estímulos continuos durante el tiempo suficiente
directamente a el nervio se encontrara fatiga.
7. Utilizar el mismo voltaje y el mismo tiempo de estimulación directamente al músculo y establecer
diferencias.
8. Para observar los efectos de la acetilcolina sobre la placa neuromuscular realizar los siguientes
pasos:
a) Se registra una onda basal, se mide amplitud, duración y voltaje.
b) Se inyecta .1ml de acetilcolina en el tercio inferior del músculo.
c) Se estimula el nervio con el voltaje basal, en forma simple o continua. Medir duración y
amplitud de las ondas estableciendo diferencias.
d) Se deja un tiempo de reposo de 10 min., durante los cuales se lava el músculo con sol.
ringer por goteo.
9. Se utiliza el mismo procedimiento con las demás sustancias proporcionadas, considerar la
utilización del músculo contralateral.
a) Se registra una onda basal, se mide amplitud, duración y voltaje.
b) Se inyecta .1ml de Prostigmina en el tercio inferior del músculo.
c) Se estimula el nervio con el voltaje basal, en forma simple o continua. Medir duración y
amplitud de las ondas estableciendo diferencias.

MÓDULO: SISTEMA DIGESTIVO

“ACCIONES Y SECRECIONES DEL TUBO DIGESTIVO”

OBJETIVOS

1. Analizar la función digestiva de los componentes del tubo digestivo.
2. Observar cualitativamente la acción de las secreciones salivales sobre los carbohidratos.
3. Caracterizar las acciones de las soluciones ácidas sobre alimentos ricos en proteína y
carbohidratos.
4. Caracterizar las acciones de las secreciones biliares en grasas.
5. Comprender e Inferir los procesos fisiológicos que acontecen.

- Digestión salival
- Digestión gástrica
- Digestión intestinal.


Pan 1 pieza
Papa cruda 1 pieza
Carne cruda 1 trozo
Bilis de pollo 1 trozo
Lugol Variable
Tubos de ensayo 1
Caja de Petri 2

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Varillas de vidrio 1
Papel pH Variable
Vasos de precipitado 3
Gotero 3
Sol. de HCl 5 ml
Aceite 2ml

PROCEDIMIENTO

DIGESTIÓN SALIVAL.

1. Mastique un trozo de pan tanto como sea posible antes de deglutirlo. Anote los cambios que ocurren
en el sabor e infiera a que puede atribuirse.
2. Agregue solución de lugol a un pieza de pan y a una papa, anote el resultado de sus observaciones.
3. Mastique un trozo de pan, deposítelo en una caja de Petri y añada lugol. Anote el resultado de sus
observaciones e infiera por que acontece.
4. En un tubo de ensayo deposite una cantidad de saliva y aplique una gota de lugol, anote cuáles son
los cambios que se observan.

DIGESTIÓN GÁSTRICA.

1. Deposite un trozo de carne en una solución de HCl determinando el pH de la solución al inicio y al
final del experimento.
2. Deposite un trozo de papa en una solución de HCl, determinando el pH de la solución al inicio y al
final del experimento.
3. Observe y anote que acontece en cada una de las soluciones.

DIGESTIÓN INTESTINAL.

1. En un tubo de ensayo, vierta cantidades iguales de aceite y agua, agite y anote lo que se observa.
2. A ésta misma solución, agregue una tercera parte de bilis, agite la solución vigorosamente la
solución y anote que cambios se observa.

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“PROPIEDADES DEL MÚSCULO LISO”

OBJETIVOS

1. Demostrar gráficamente la actividad mecánica del músculo liso de la rana.
2. Observar cuantitativamente la respuesta del músculo liso a sustancias como la adrenalina,
acetilcolina, atropina, Na, K, y Ca.
3. Observar cuantitativamente en el músculo liso los efectos de la temperatura:
- Alta temperatura (39 °C)
- Baja temperatura (30°C)
4. Observar cuantitativamente el efecto de la hipoxia en la actividad del músculo liso.
5. Observar y analizar en un registro gráfico la actividad muscular, así como la respuesta al aumento
de la tensión.


Fisiógrafo 1
Cables 9 vías 1
Conejo 1 por grupo.
Estuche de disección 1
Cámara húmeda 1
Tubo látex Variable
Soporte Universal 1
Ampolleta acetilcolina 1
Ampolleta de adrenalina 1
Sol. Ringer Variable
Vasos de precipitado de 50 ml. 4
Parrilla eléctrica 1
Hielo Variable
Termómetro 1
Hilo Variable

ACTIVIDADES EN EL FISIÓGRAFO

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1. Seguir lineamientos generales de conexión a tierra, corriente eléctrica, colocar papel y accionar
tinteros.
2. Calibrar el amplificador.
3. Balancear el amplificador (transducer coupler).
4. Colocar el miógrafo tipo A en la varilla del ajustador de tensión, el cual de encuentra fijo al soporte
universal.
5. Recordar que el miógrafo va conectado a el preamplificador del Fisiógrafo a través del cable de 9
vías.
6. La cámara húmeda se fija al soporte universal a través de una pinza de bureta.
7. En este tiempo se prueba el mecanismo de entrada y salida de agua a la cámara húmeda a través
de los tubos de látex.
a) Uno es para cambiar el agua de la cámara, el cual tiene una pinza.
b) El otro es para oxigenar continuamente y para ello presenta una jeringa.

ACTIVIDADES DE LA RANA

1. Calentar ringer a 35°C

2. Sacrificar al animal en la forma indicada por su instructor.
3. Disecar por planos la pared abdominal hasta ver el intestino, seccionar un segmento de intestino
delgado proximal de longitud suficiente para todos los equipos.
4. Colocar el segmento de intestino en una caja de petri con Ringer a temperatura de 35°C de éste
segmento cortar otros segmentos de 1.5 a c cm. de longitud, proporcionándole uno a cada equipo.
Oxigenar continuamente el segmento de intestino, utilizando una jeringa con un tubo de látex.
5. Cada equipo se encargará de tener listo su caja de Petri con Ringer a la temperatura indicada para
recibir su segmento de intestino. Oxigenándolo continuamente.
6. Teniendo ya el segmento del intestino en la caja de Petri, se fija por los extremos con aguja curva e
hilo delgado; uno se fija al miógrafo y otro al fondo de la cámara húmeda, quedando el intestino lo
más cerca posible a la zona de fijación.
7. La cámara húmeda se llena con Ringer a la temperatura de 35°C y se oxigena en forma continua a
través de la jeringa que se encuentra fija a la llave de tres vías.
8. Se le da tensión adecuada al músculo, para obtener un buen registro.

DINÁMICA DE REGISTRO DE VARIABLES.

1. Se enciende el botón del amplificador y se le da amplitud con el botón macrométrico hasta obtener
un registro adecuado.
2. Accione la velocidad de papel y la plumilla reloj.
3. Cada vez que desee registrar la respuesta del intestino a la acción de la sustancia, realice lo
siguiente:
a) Se registra una basal.
b) Se aplica la sustancia en el líquido de la cámara húmeda.
c) Se toma el registro.
d) Se cambia el líquido de la cámara y se deja reposar al intestino por espacio de un
minuto en cada evento.
e) Se repiten los pasos con cada sustancia que se quiera experimentar.
4. Interrumpir el burbujeo y en seguida registrar los efectos de la hipoxia del músculo liso.
5. Para registrar los efectos del cambio de temperatura; aplicar a la cámara húmeda Ringer a mayor
temperatura que la normal y después aplicar Ringer a temperatura ambiente o previamente
refrigerado, teniendo cuidado de cuantificar con exactitud la temperatura.
6. Se registra una basal, se aplica una mayor tensión utilizando el ajustador de tensión (considerando
que cada vuelta del ajustador equivale a .5 cm) registrar durante un periodo corto. Es probable que
no responda a los primeros cambios de tensión, intentar nuevamente.

16


MÓDULO: SISTEMA RESPIRATORIO

“DIÁMETROS TORACO-ABDOMINALES PRUEBA DE ESFUERZO (ESCALON DE HARVARD)”

OBJETIVOS

1. Analizar los procesos fisiológicos involucrados en la actividad mecánica respiratoria.
2. Caracterizar los cambios que se presentan en las dimensiones torácicas y abdominales que ocurren
durante los movimientos respiratorios.
3. Analizar el efecto del aumento o disminución de la ventilación pulmonar en la respiración.
4. Caracterizar la prueba de eficiencia física llamado Escalón de Harvard.


Cinta métrica 3
Regla de madera 1
Escuadra de madera 3
Cronómetro 1
Escalera o plataforma de 50 cm. de altura 1

PROCEDIMIENTO

1. Determinar en un sujeto en aparente reposo y de pie, el diámetro torácico, utilizando una cinta
métrica a nivel de la tercera costilla.
2. Utilizando una cinta métrica a nivel de la tercera costilla, determinar diámetro torácico en inspiración
profunda y en espiración profunda.
3. Medir el diámetro transverso del tórax en reposo colocando las escuadras tangentes y
perpendiculares al tórax, cerca de la región axilar. El desplazamiento transverso de las escuadras
equivale al diámetro transverso y se mide con una regla ó cinta métrica situada frente a los vértices
de ambas escuadras.
4. Utilizar el procedimiento anterior en inspiración y espiración profunda.
5. Medir el diámetro ventro-dorsal del tórax en reposo colocando una escuadra tangente a la pared
dorsal del tórax y otra escuadra tangente a la anterior. El desplazamiento que sufren las escuadras
en sentido ventro-dorsal se mide con una regla y equivale al diámetro ventro-dorsal.
6. Utilizar el procedimiento anterior, ahora en inspiración y espiración profunda.
7. Con una cinta métrica medir el diámetro abdominal en reposo y las modificaciones que este sufre
durante la inspiración y espiración profunda.
8. Efecto de la Ventilación pulmonar:
A) cuantifique las respiraciones por minuto en un sujeto en estado de reposo.

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B) Se le pide al sujeto que realice diez respiraciones profundas y consecutivas.
C) Cuantifique el tiempo que hay desde el final de la última espiración hasta el momento
en que se presente la primera inspiración.

1. Prueba del Escalón de Harvard.
a) El sujeto que realiza la prueba deberá subir una escalera, plataforma, escalón o silla de
50cm. de altura; 30 veces por minuto, durante 5 minutos en forma consecutiva.

b) Finalizando los 5 min. De ejercicio continuo, se toma el pulso radial o carotídeo, entre 1
a 1½ min. después, 2 a 2½ min. después, y entre 3 a 3½ min. después.
c) Para concluir realice las siguientes operaciones:

Duración del ejercicio en segundos X 100
Índice de =
Eficiencia física 2 X (suma del número de pulsaciones)

5 X 60X100
E.F. =
2 (T1+T2+T3)

2. Suspender el ejercicio en caso de presentar fatiga o molestia.

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“VOLUMENES Y CAPACIDADES PULMONARES”

OBJETIVOS:

1. Con base a un registro gráfico de la actividad mecánica respiratoria, establecer una correlación
entre los fenómenos fisiológicos involucrados.
2. Caracterizar los volúmenes pulmonares.
3. Caracterizar las capacidades pulmonares.
4. Analizar el efecto de la hiperventilación en la actividad respiratoria.
5. Analizar el efecto del aumento de la concentración de CO2 en la actividad respiratoria.
6. Discriminar la actividad mecánica respiratoria durante ciertos eventos fisiológicos, como la
lectura, tos, estornudo, hipo, llanto, risa, ronquido y bostezo.


Fisiógreafo 1
Pneumógrafo de fuelle 1
Correa de cuero 1
Cable de 9 vías 1
Acoplador Transducer Coupler 6
Masking Tape 1

PROCEDIMIENTO

ACTIVIDADES EN EL FISIOGRAFO.

1. Ver actividades en el fisiógrafo y calibración del amplificador en la práctica de actividad
mecánica muscular.

BALANCE DEL PNEUMOGRAFO.

2. Se conecta el pneumografo a la entrada del transducer coupler.
3. Se oprime el botón del amplificador.
4. Se coloca el pneumógrafo sobre la mesa, con el resorte extendido y se procede a balancear en
forma ordinaria (ver balance transductor-acoplador de la práctica de actividad mecánica
muscular).
5. Después se coloca el pneumógrafo a nivel, entre el tercer y cuarto espacios intercostales,
ajustándolo al tórax con la correa y fijándola con tela adhesiva o masking tape, de tal manera
que el resorte del pneumógrafo se elongue ligeramente, sin deformarse. Durante estas
maniobras el botón del amplificador.
6. Ya colocado el pneumógrafo, se enciende el apmplificador y se pide al sujeto que realice una
inspiración profunda y6 una espiración profunda.

DINAMICA DE REGISTRO.

19

1. Se activa la polea de registro y se busca una velocidad de papel que permita obtener un
registro basal ejemplar.
2. Se le pide al paciente que respire en forma tranquila y normal, para que obtengamos un registro
equivalente al volumen corriente.
3. Se obtienen los registros que equivalen a los volúmenes y capacidades :
a) Volumen de reserva inspiratoria
b) Volumen de reserva espiratoria
c) Capacidad vital
d) Capacidad inspiratoria

4. Posteriormente se le pide al sujeto que realice 14 respiraciones profundas y consecutivas;
observar en el registro el tiempo que tarda en presentarse la primera inspiración después de la
última espiración.
5. Se deja reposar el sujeto hasta que se regularice su frecuencia respiratoria.
6. A continuación se le coloca una bolsa una bolsa de plástico alrededor de la boca nariz, de tal
manera que el sujeto respira dentro de la bolsa.
7. Observar las modificaciones que se presentan en la respiración, e interrumpir cuando el sujeto
lo requiera.
8. Se le pide al sujeto que simule ciertos estados como : tos, estornudo, hipo, llanto, risa ronquido,
bostezo. Se indicará con una I si el movimiento que se realiza es procedimiento inspira torio y
con una E si el movimiento que se realiza es predominantemente espiratorio.

20


MÓDULO: SISTEMA CIRCULATORIO
“TRANSMISIÓN DEL IMPULSO EN EL CORAZÓN DE LA RANA. AUTOMATISMO”

OBJETIVOS

1. Demostrar la influencia del marcapaso en la actividad del corazón.
2. Demostrar el automatismo del tejido cardiaco.
3. Observar cuantitativamente la acción de la temperatura sobre la actividad del corazón.
4. Observar cuantitativamente la acción de fármacos como la adrenalina y acetilcolina sobre la
actividad del corazón.
5. Inferir los procesos fisiológicos que se llevan a cabo en los eventos anteriores.


Rana 1
Tabla para rana 1
Estilete grueso 1
Estilete delgado 1
Varillas de vidrio con punta roma 6
Vaso de precipitado de 1000 ml. 1
Hilo grueso 80 cm.
Algodón variable
Toallas de papel variable
Caja de petri 1
Reloj con segundero ó cronómetro 1
Masking tape 1 rollo
Hielo variable
Solución de ringer 10 ml.


Parrilla eléctrica 1
Extensión eléctrica 1
Estuche de disección 3 (1 por subgrupo)
Termómetro 1

PROCEDIMIENTO

La acción quirúrgica que a continuación se detalla, son medidas tomadas para evitar el sufrimiento del
animal y para liberar el corazón de la influencia del sistema nervioso.

1. DESTRUCCIÓN DEL ENCÉFALO DELA RANA.

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a) Tomar la rana con una toalla de papel para que ésta no resbale y colocarla sobre la
palma de la mano que va a sujetarla, quedando la rana en decúbito ventral en relación
a la palma, después colocar su cabeza entre el dedo índice y medio flexionando éste
en sentido ventral de tal manera que forme un ángulo de 90° en relación al cuerpo.
b) Con el estilete duro se traza una línea imaginaria que pase por el plano sagital de la
cabeza de la rana y otro en sentido transversal que pasa por atrás de las membranas
acústicas, y en el lugar en donde se cruzan estas dos líneas, se introduce el estilete
unos 2mm, aproximadamente en sentido perpendicular a la cabeza.
c) Posteriormente, manteniendo flexionando la cabeza de la rana, el estilete se dirige en
sentido cefálico y perpendicular al cuerpo, penetrando en la cavidad craneana para
después realizar movimientos horizontales y verticales con lo que se logra la
destrucción del encéfalo.

2. DESTRUCCIÓN DE LA MÉDUL ESPINAL DE LA RANA
A

a) El estilete delgado se introduce en el mismo orificio sólo que en esta ocasión en sentido caudal
y perpendicular a la cabeza, introduciéndolo en el ráquis la distancia necesaria para destruir la
médula espinal.
b) Sujetar las extremidades de la rana a la tabla, quedando la rana en decúbito dorsal.
c) Con tijeras y pinzas de disección se realiza un corte sagital y dos horizontales, uno superior y
otro inferior perpendiculares al primero, hasta observar el corazón. Una vez hecho esto, es
importante mantener húmeda la superficie del corazón con solución de Ringer.
d) Identificar, el seno venoso; tomando el ápex cardiaco con pinza de disección y dirigirlo hacia
arriba y atrás donde se observa como la zona obscura.
e) Determinar la frecuencia cardiaca in situ tanto en atrios, ventrículo y seno venosos.
f) Utilizar las varillas de vidrio, previamente colocando en un vaso de precipitado con hielo,
aplicándolas durante un minuto al seno venoso, al ventrículo y a los atrios, cuantificando la
frecuencia cardiaca, después de cada paso.
g) Realizar el mismo procedimiento, ahora utilizando las varillas con calor.
h) Disecar el corazón y colocarlo en una caja de petri con Ringer a temperatura ambiente y
determinar su frecuencia.
i) Con tijera o bisturí separar los atrios del ventrículo y determinar su frecuencia en ambos.
j) Con tijera o bisturí separar atrio derecho del atrio izquierdo y determinar la frecuencia en
ambos.

“CICLO CARDIACO EN LA RANA”

OBJETIVOS

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1. Demostrar gráficamente la actividad mecánica del corazón durante el ciclo cardiaco en la rana.
2. Correlacionar los grafoelementos con la actividad atrial y ventricular.
3. Discriminar entre los grafoelementos producidos por la actividad atrial y ventricular.
4. Analizar, mediante un registro gráfico, la acción de mediadores químicos del sistema simpático y
parasimpático, en la actividad mecánica del corazón.
5. Demostrar mediante un registro gráfico, las modificaciones en la actividad mecánica del corazón,
como respuesta al incremento de iones como Na. K y Ca.
6. Inferir en los procesos fisiológicos que se llevan a cabo en cada uno de los puntos anteriores.


Rana 1 por subgrupo
Tabla para rana 1
Estilete grueso 1
Estilete delgado 1
Varillas de vidrio con punta roma 4
Algodón Variable
Toallas de papel Variable
Ampolleta de Adrenalina 1
Ampolleta de acetilcolina 1
Cloruro de sodio 20 ml.
Cloruro de Potasio Sol 20 ml.
Cloruro de calcio Sol. 20 ml.
Hilo grueso 80 cm.
Sol. de Ringer para rana Variable
Guantes de látex Un par


Fisiógrafo 1
Canal o Unidad de información (transducer-
2 ( Solo se tiene una unidad en cada fisiógrafo)
coupler).
Miógrafo tipo A 2
Cable de 9 vías 2
Soporte Universal 2
Pinza cardiográfica 3
Estuche de disección 3 (1 por grupo)

PROCEDIMIENTO

1. Ver instrucciones para destrucción del encéfalo de la rana en la práctica de transmisión del impulso
en el corazón de la rana.
2. Ver instrucciones para destrucción de la médula espinal de la rana en la práctica de transmisión del
impulso en el corazón de la rana.

3. Después de realizado lo anteriormente descrito, la rana se sujeta de sus cuatro extremidades y en
decúbito dorsal a la tabla.
4. Con ayuda de bisturí, se diseca la cara anterior del dorso, de los tejidos adyacentes.
5. Con tijeras y pinzas de disección con dientes, se realiza un corte sagital, hasta visualizar el
pericardio.

23

6. Se realiza un corte sagital en el pericardio, hasta visualizar el ligamento pericardiofrénico; durante
este acto se realizan 2 cortes horizontales en el pericardio; uno superior y otro inferior con la
finalidad de exponer totalmente el corazón.
7. Colocamos de 3 a 5 gotas de Ringer sobre el corazón, no permitiendo la desecación manteniendo la
superficie brillante.
8. Se pasa la punta de una pinza de disección sin dientes, debajo del ligamento pericardiofrénico;
sujetando con la punta un cabo de hilo delgado, el cual pase el otro lado del ligamento.
9. Con el cabo proximal, se realiza un nudo sobre el ligamento lo más cercano al corazón.
10. El cabo distal se fija a un miógrafo tipo A, a unos 20cm de altura manteniendo la perpendicularidad
de este con respecto al espécimen.
11. El atrio derecho es sujetado por una pinza cardiográfica del cual se fija un hilo que sujete a otro
miógrafo tipo A una altura y posición similar al anterior.
12. El miógrafo se situé perpendicularmente en la varilla del ajustador de tensión, el cual se introduce
en la varilla del soporte universal tratando de que cada lado de la tabla, se localice un soporte
universal, con su sujetador de tensión y su respectivo miógrafo.
13. Se conecta el cable de 9 vías que va del miógrafo al acoplador del fisiógrafo, cuidando que
coincidan las muescas.
Nota: Mientras algunos alumnos se dedican a las actividades con la rana, otros se dedican a las
actividades con el fisiógrafo que a continuación se explica.

ACTIVIDADES DEL FISIÓGRAFO

1. Se coloca el cable a tierra, de la terminal del fisiógrafo a una llave de agua o aun tubo del sistema
de ventilación.
2. Se conecta el fisiógrafo al contacto de suministro de corriente y oprimir el botón de encendido
general.
3. Se coloca el papel, llevando al extremo libre hasta la polea de arrastre.
4. Se purgan los tinteros, hasta que fluya una gota de tinta por la plumilla de los canales que utilizan.
5. Encender el amplificador del canal y con el botón de posición se realiza una deflexión máxima y otra
mínima que se identifica por un ascenso y descenso de la plumilla sobre el papel; se establece una
línea basal sobre un trozo grueso del mismo.

CALIBRACIÓN DEL AMPLIFICADOR

1. El botón macro del amplificador se dirige hacia la izquierda donde se indica 3cm, observándose que
la plumilla correspondiente se desplace 3cm hacia arriba.
2. Se regresa el macro a 1000 y la plumilla debe recuperar la línea basal original, si no ocurre, corregir
con el botón de posición.
3. Regresar el macro a 3cm, habitualmente la plumilla alcanza ya la distancia de 3cm.
BALANCE ACOPLADOR – TRANSDUCTOR

1. Para iniciar esta operación, instalar el miógrafo en el soporte universal con el cable de 9 vías hacia
el canal de información.
2. Se enciende, oprimiendo el botón del amplificador.
3. El macro se gira a la derecha, cifra por cifra ( de 1000 a 2) observando los desplazamientos de la
plumilla, cada vez que este sea mayor de 1 cm., recuperar la basal con el botón de balance.
4. Si al realizar la operación anterior, se observa vibración de la plumilla, girar el botón de filtro.
5. Una vez llegado el macro a la cifra de 2, se regresa pausadamente hacia 1000; si ocurre
desplazamiento de la plumilla se corrige con el botón de posición.

6. Al llegar a cifra 1000, se apaga y se enciende el botón del amplificador, a lo cual la plumilla no debe
moverse.
7. Probar el miógrafo A, girando el macro a 50, haciendo ligera presión sobre el gancho del miógrafo,
la plumilla registrará éste fenómeno.

24

DINÁMICA DEL REGISTRO DE LOS EFECTOS DE VARIABLES

1. Ya realizados los pasos anteriores, se procede a registrar, dándole velocidad al papel (de 0.5 a 1
cm/seg), se enciende el marcador cada segundo, se enciende el botón del amplificador, dando la
amplitud necesaria con el macro del amplificador.
2. Si no obtenemos un registro adecuado, se debe ajustar la tensión, dar mas amplitud con el macro y
acudir a un instructor para que realice los ajustes necesarios.
3. Se obtiene un registro basal de la actividad mecánica del corazón.
4. Cada vez que utilicemos alguna sustancia, debemos de realizar lo siguiente, por ejemplo:
a) Se aplican unas gotas de adrenalina sobre el corazón; en ese momento lo indicamos
con el marcador de eventos.
b) Registramos durante un minuto el efecto del fármaco e interrumpimos la velocidad del
papel.
c) Lavamos con Ringer, colocando unas gotas sobre el corazón dándole un tiempo de
recuperación mínimo de un minuto.
d) Obtenemos otro registro basal.
e) Procedemos a utilizar la sustancia que designemos, siguiendo los pasos anteriores.
6. Las sustancias que se deben utilizar son: adrenalina, acetilcolina, sodio, potasio y calcio.
7. El orden de utilización dependerá del planteamiento de sus hipótesis.
8. Para buscar estimulación eléctrica al corazón, posterior a la utilización de la acetilcolina, se realiza
lo siguiente:
a) Se verifica que los controles de la unidad estimuladora están en cero
b) Se enciende la unidad estimuladora.
c) De aplica voltaje, duración e intensidad de la siguiente forma: Se aplica 6 voltios, con 2
milisegundos de duración y frecuencia variable.
d) Una vez observado y registrado el fenómeno, los controles se regresan a cero y se
apaga la unidad estimuladora.

“ACTIVIDAD ELÉCTRICA DEL CORAZÓN EN EL HUMANO, ECG.”

OBJETIVOS

1. Comprender y realizar la técnica empleada para la toma del ECG.
2. Analizar las bases fisiológicas de la actividad eléctrica del corazón.

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3. Interrelacionar el registro gráfico, con a actividad eléctrica y mecánica del corazón, así como el
fonocardiograma.
4. Identificar en un registro gráfico de la actividad eléctrica del corazón, los elementos que lo
constituyen para su estudio:
a) onda P
b) onda Q
c) onda R
d) onda S
e) Onda T
f) Segmentos
g) Intervalos
5. Analizar los parámetros normales de cada uno de los elementos que constituyen el registro
electrocardiográfico:
a) Ritmo
b) Frecuencia
c) Eje eléctrico
d) Onda P
e) Onda QRS
f) Segmentos e Intervalos.


Frasco de alcohol de 50 ml. 1
Mesa 1

EQUIPO DE LABORATORIO POR EQUIPO.

Fisiógrafo 1
Unidad de Cardiac coupler 1
Electrodos de placa 4
Electrodo explorador 1
Cable para electrodos 1
Bandas de hule para electrodo de placa 4
Dc - Ac coupler 1
Micrófono para ruidos cardíacos 1
Banda de hule para tórax 1
Beeper 1
Pasta electrolítica (tubo) 1

PROCEDIMIENTO

ACTIVIDADES EN EL FISIÓGRAFO

Repetir los pasos de actividades en el fisiógrafo, en la práctica del ciclo cardíaco en el corazón de la
rana.

CALIBRACIÓN DEL CARDIAC COUPLER

1. La llave de ganancia se coloca en X2.
2. El selector de derivaciones se coloca en CAL.
3. Constante de tiempo en 0.3.
4. Encender el botón.

26

5. Mover el macro a 500 y aplicar un estímulo con la llave de 1 mv. (recordar que la calibración es de 1
mv. = 1 cm.), no soltar la llave hasta que la plumilla regrese a la línea basal.
6. Girando el macro, descender a la siguiente cifra repitiendo la misma operación hasta obtener
desplazamiento de 1 cm., de la plumilla. Al aplicar un milivoltio, si llegase a pasarse la plumilla
algunos milímetros corregir con el micro. Una vez que se logro la calibración, apagar el botón del
amplificador y colocar los cables al paciente.

ACTIVIDADES DEL PACIENTE

1. Seleccionar un integrante del equipo.
2. Se le pide que se quite camisa o blusa, zapatos y calcetines o medias, así como objetos de metal
por ejemplo: reloj, aretes etc.
3. Se coloca el paciente en decúbito dorsal.
4. Con una torunda con alcohol, limpiar tercio inferior de cara ventral del antebrazo y tercio inferior de
cara medial de la pierna.
5. Aplicar sobre esta zona, pasta electrolítica en capa delgada.
6. Colocar los electrodos a las placas de la siguiente forma:
A) RA - Extremidad superior derecha.
B) LA – Extremidad superior izquierda.
C) RL - Extremidad inferior derecha (Tierra)
D) LL – Extremidad inferior izquierda.
E) C – Derivaciones precordiales.
Los cables de éstos electrodos confluyen a uno que va conectado al cardiac –coupler.
7. Las placas se fijan a las extremidades a través de una liga con la cual se ajusta lo suficiente para
obtener buena recepción.
8. En el tórax del paciente se señalan los sitios de colocación del electrodo receptor.
V1.- 4° espacio intercostal, línea paraesternal derecha.
V2.- 4° espacio intercostal, línea paraesternal izquierda.
V3.- Entre V2 y V4
V4.- 5° espacio intercostal, línea media clavicular izquierda.
V5.- 5° espacio intercostal, línea axilar anterior izquierda.
V6.- 5° espacio intercostal, línea axilar media izquierda.
9. Pasos a seguir para obtener fonocardiograma.
A) Se utiliza un DC – AC Coupler con ganancia de X10 y constante de tiempo DC.
B) Se coloca el micrófono con una banda de goma en el 5° espacio intercostal línea
media clavicular.
C) Se repiten los pasos que implican la calibración del amplificador.
D) Se enciende el botón y se le da amplitud con el macro del amplificador hasta obtener
un registro adecuado.

DINAMICA DE REGISTRO

1. Velocidad del papel 2.5 cm/seg., constante de tiempo 3.2
2. Ganancia en derivaciones aumentadas de los miembros y estándar X2, derivaciones precordiales
X1.

3. Se enciende el botón del amplificador y se activa la polea de arrastre, También el selector de
derivaciones se coloca D1, descendiendo el Trace Reset y soltándolo suavemente.
4. Se registra un cuadro de papel por cada derivación.
5. Para cambiar de una derivación a otra se baja el interruptor del Trace Reset.
6. Después de haber registrado las primeras derivaciones, se procede a registrar las derivaciones
precordiales, además se retira el micrófono del fonocardiograma.
7. Se coloca pasta electrolítica en cada uno de los lugares marcados.
8. El selector de derivaciones del Fisiógrafo se coloca en V utilizando Trace Reset.
9. Para colocar el electrodo se realiza lo siguiente:
Se baja Trace Reset, se oprime la perilla de hule, se coloca la cápsula en el lugar previamente
señalado, se suelta perilla de hule y con la presión ejercida la cápsula se adhiere a la piel, se suelta

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Trace Reset y se activa la polea de arrastre. Todo esto se repite con cada una de las derivaciones
precordiales.

MÓDULO: SISTEMA URINARIO

“EXAMEN GENERAL DE ORINA”

OBJETIVOS

1. El alumno será capaz de comprender que la orina es el resultado de fenómenos fisiológicos
complejo realizado por la unidad anatómica y funcional del riñón.
2. El alumno analizará las características físicas de la orina.
3. El alumno analizará las características químicas de la orina.

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4. Inferirá los procesos fisiológicos que acontecen en cada uno de los eventos.


Tiras reactivas (Combus 8 test) Variable
Probeta graduada de 1000 ml. 2
Vaso de precipitados de 1000 ml. 2
Tubos de ensayo 2
Portaobjetos 2
Cubreobjetos 2
Pipeta Pasteur con perilla 2
Pipeta graduada de 10 ml. 1
Jeringa con lugol 1
Algodón Variable
Agua destilada Variable
Masking tape Variable


Refractómetro 1 por grupo
Microscopio 1
Centrífuga 1
Atlas de análisis de sedimento de orina 1 por grupo

PROCEDIMIENTO

1. Se pide al sujeto una muestra de orina (preferentemente con molestias urinarias) en un vaso
precipitado suficientemente para realizar esta prueba. En éste momento se distribuyen las
actividades a cada uno de los integrantes del equipo para realizar las diferentes pruebas.
2. Con una pipeta graduada de 10 ml. se colocan aproximadamente 8 ml. en un tubo de ensayo, la
cual vamos a centrifugar durante 20 minutos a 3000 R.P.M.
3. Una vez cumplidos los 20 minutos, se apaga la centrífuga. Se tira con pipeta Pasteur el
sobrenadante del tubo de ensayo, quedando exclusivamente el sedimento, el cual tomamos un
poco con la pipeta, depositando una gota sobre un portaobjetos plano, después le agregamos una
gota de lugol y posteriormente le colocamos un cubreobjetos, para observar al microscopio.

4. En el microscopio vamos a observar las características de la muestra. La observación será dirigida
por el profesor, y con apoyo de unas láminas o atlas que contienen las características de la orina, ya
sea ácida ó alcalina.
5. Mientras algunos de sus compañeros se dedica a realizar lo anterior, otros realizarán lo siguiente:
6. De la orina que quedó en el vaso de precipitado, con una pipeta Pasteur, tomamos un poco para
depositar una gota en el refractómetro de la siguiente forma:
a) En un extremo del refractómetro, casi en forma de bisel, existe un área cubierta por una
placa de acrílico, ésta placa se levanta y se deposita una gota de agua destilada. Si
observamos por el otro extremo del refractómetro, procurando que se encuentre éste
por debajo de una fuente de luz, apreciamos una escala graduada, que nos
proporciona en éste caso, la densidad del agua.
b) Posteriormente, secamos suavemente la gota de agua.
c) Ahora, se coloca una gota de orina en el área ya mencionada de el refractómetro y se
sigue el procedimiento antes explicado para observar la densidad de la orina.
d) Después de esto, limpiamos la gota de orina con algodón, y colocamos un chorro suave
de agua destilada con el objeto de mantener el área siempre limpia.

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7. Otros integrantes del equipo, trabajarán con la orina que quedó en el vaso de precipitado de la
siguiente forma:
a) Sacar del tubo Combur 8 Test, una tira reactiva, cuidando de no contaminarla.
b) Se introduce la tira en la orina, casi en su totalidad.
c) Al retirar la tira, se sacude suavemente para quitar el exceso de la orina.
d) Se lee entre los 30 y 60 segundos después de sacar la tira de la orina, comparando la
tira con una escala calorimétrica que se encuentra en el tubo, en la cual se puede
identificar la variabilidad en la tonalidad: nitritos, pH, Proteínas, glucosa, cuerpos
cetónicos, urobilinógeno, bilirrubina, sangre y hemoglobina.

“DIURESIS EN EL HOMBRE”

OBJETIVOS

1. El alumno comprobará que existen mecanismos reguladoras de los líquidos corporales que
respondan a los cambios de osmolaridad.
2. El alumno analizará los procesos fisiológicos que derivan de la ingesta de una solución Isotónica.
3. El alumno analizará los procesos fisiológicos que derivan de la ingesta de una solución Hipotónica.
4. El alumno analizará los procesos fisiológicos que derivan de la ingesta de una solución Hipertónica.

MATERIAL DE LABORATORIO POR GRUPO.

Sol. Salina 0.9% de 1000 ml. 1 Fcos. (uno por cada subgrupo)
Sol. Glucosada al 5% de 1000 ml. 1 Fcos. (uno por cada subgrupo)
Sol. Glucosada al 10% de 1000 ml. 1 Fcos. (uno por cada subgrupo)

30

Agua destilada 1 litro
Vasos de precipitados de 1000 ml. 2
Probetas graduadas de 200 ml. 2
Papel o tira indicadora de pH 1



PROCEDIMIENTO

Los sujetos que realizarán la prueba no deberán tomar líquidos por lo menos 4 horas anteriores a la
práctica. Al inicio de la práctica se recolectará la orina y se medirá la densidad y volumen.
1. Los 4 sujetos para esta prueba realizarán lo siguiente:
a) El sujeto # 1 ingerirá 1.5 litros de agua destilada.
b) El sujeto # 2 ingerirá 1.5 litros de sol. Salina.
c) El sujeto # 3 ingerirá 1.5 litros de sol. Glucosada al 5%.
d) El sujeto # 4 ingerirá 1.5 litros de sol. Glucosada al 10 %.
El tiempo estimado para ingerir este volumen es de 10 a 15 minutos.
2. A continuación se recolectan las muestras de orina conforme se vayan emitiendo, debiendo anotar
la hora en que se inicia la prueba así como la hora en que se recolecta la muestra.
3. A cada muestra que se recolecte se le estudian las siguientes características:
a) Color.
b) Olor
c) Volumen.
d) PH.
e) Densidad.
4. El volumen de cada muestra recolectada se cuantifica en un vaso de precipitados o en una probeta
graduada.
5. El pH de cada muestra se determina con una tira de papel indicador de pH.

6. La densidad de cada muestra se determina colocando una gota de orina en un refractómetro y
leyéndose a través de la lente del mismo. Se debe tener el cuidado de colocar el refractómetro
debajo de una fuente de iluminación.
7. Con los resultados obtenidos el alumno debe realizar una curva de densidad, una de volumen y otra
de pH; hacer una correlación y análisis de ellas

31


“INDUCCION A LA OVULACION”

OBJETIVOS

1. Determinar indirectamente los efectos de las gonado-trofinas sobre la secreción ovárica de
estrógenos a través de estudiar lo siguiente:

a) La abertura vaginal
b) El tamaño y características de la superficie ovárica
c) Aparición de cuerpos hemorrágicos ováricos y folículos maduros en el ovario.
d) Tamaño de los oviductos
e) Tamaño de los cuerpos uterinos
f) Determinación de la inducción de la ovulación cuantificando el número de ovocitos en los
oviductos.

MATERIAL DE LABORATORIO POR GRUPO.

Ratas hembra de 21 días de edad (prepúberes) 2
Orina de mujer de 8 semanas de embarazo 100 ml

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Orina de mujer no embarazada 100 ml
Éter etílico 25 litros
Embudo de separación 1
Papel filtro mediano 1
Vaso de precipitado de 100ml 1
Frascos con tapa de 100 ml 1
Solución salina 50 ml
Pipetas Pauster 2
Pinzas de disección y tijeras finas 1
Portaobjetos de vidrio 2
Jeringas de 1 ml 2
Estiletes 2
Microscopio 1
Jaula para rata 2

PROCEDIMIENTO
Experimento 1
Preparación de orina de mujer embarazada y no embarazada

En esta prueba se solicita la primera orina emitida en la mañana por una mujer embarazada (de
preferencia de ocho semanas de embarazo). Como testigo puede emplearse la primera orina de la
mañana de una mujer no embarazada, o una muestra equivalente de una orina masculina. Ya que la
orina contiene sustancias tóxicas para las ratas es necesario extraerlas utilizando su propiedad soluble
en el éter de la siguiente manera:

1. Pase de orina por un papel filtro grueso
2. Vierta 100 ml de la orina en un embudo de separación y agregue 25 ml de
éter
3. Cierre el embudo y agítelo durante 5 minutos
4. Deje reposar la mezcla hasta que se separe el éter que quedará arriba y la
orina abajo.

5. Abra la llave del embudo y recoja en un frasco con tapa la fase que
corresponde a la orina
6. Vierta el éter residual en el recipiente desechos tóxicos
7. La orina así tratada puede conservarse en un frasco tapado en el refrigerador
por varios días sin que la hormona gonadotropina coriónica (GC) pierda su
actividad biológica.

El instructor rotulará los frascos con orina “A” y “B” respectivamente, y sólo él sabrá cual es la de la
mujer embarazada y cuál es la del testigo.

Cuatro días antes de la sesión de laboratorio se separan y pesan 4 ratas hembras prepúberes de unos
21 días de edad. Dos ratas se colocan en una jaula rotulada como “ORINA A” y las otras dos en la jaula
rotulada con “ORINA B”. Se les deja agua y alimento.

A los animales de la jaula A, se les inyecta 1 ml de orina A por vía subcutánea cada 12 horas.

Los animales de la jaula B son tratados con el mismo esquema.

Ambos tratamientos se aplican durante 72 horas.

El sacrificio de los animales deberá hacerse de 96-100 horas después de la primera inyección. Para
esto, deberá calcularse el tiempo ñeque se desean hacer los sacrificios y hacer un conteo regresivo de
las horas para calcular la fecha y la hora de administración de la primera inyección.

Sacrifique a los animales por dislocación cervical y fíjelos a la mesa de disecciones en decúbito dorsal.

33

Observe con cuidado las características de la abertura vaginal en ambos grupos. ¿En cual grupo esta
abierta?
Describa los hallazgos en las Tabla 1 de la hoja de resultados otorgada por el instructor.

Con las tijeras abra la cavidad abdominal

a. Localice los ovarios, las trompas uterinas (oviductos) y el útero bicorne. Describa el
aspecto de estas estructuras en la Tabla 1 de la hoja de resultados otorgada por el
instructor.
b. Con las pinzas de disección fina y tijera fina, diseque con cuidado los oviductos.
Colóquelos sobre un portaobjetos. Evite la desecación vertiendo una gota de solución
salina sobre el tejido. Con otro portaobjetos cubra y presiónelos ligeramente. A contra-
luz identifique si hay algún segmento dilatado del oviducto. Una vez que encuentre la
dilatación coloque el portaobjetos en el microscopio estereoscópico y observe si en la
dilatación se encuentran ovocitos rodeados de su corona radiante. Retire el
portaobjetos superior y con los estiletes desgarre cuidadosamente la dilatación,
haciendo presión suave para expulsar los ovocitos hacia el medio. Una vez que se
encuentran fuera de la trompa uterina, pase con cuidado el portaobjetos al microscopio
de transmisión y cuente el número de ovocitos. Repita la maniobra en cada una de las
trompas. Con los resultados llene la Tabla 2 otorgada por el instructor.

MÓDULO: SISTEMA ENDOCRINO

“PRUEBA DE TOLERANCIA A LA GLUCOSA”

OBJETIVOS

1. El alumno conocerá y analizará la prueba de la curva de tolerancia a la glucosa.

2. El alumno inferirá en los procesos fisiológicos sobre los resultados de ésta prueba.


Glucosa en polvo 150 gr.
Vaso de precipitados de 500ml. 3
Agua purificada 350 ml
Guantes de látex 1 par
Lancetas Variable
Limón 1


Equipo de Glucómetro 3 uno por subgrupo
Cronómetro o reloj 1

34

INDICACIONES
Aunque la prueba de tolerancia a la glucosa es muy sensible adolece de la falta de especificidad. En
una gran variedad de enfermedades de valores anormales y resulta influida por la dieta y otras
variables.
El procedimiento mas usado es el de la Prueba Oral a la Glucosa, aunque no existe consenso respecto
a lo que constituye una respuesta anormal, el Comitee on Statistics of the American Diabetes
Associatión (AFDA) ha recomendado condiciones estandarizadas en las que debería realizarse la
prueba.
Aparte de la Diabetes mellitus, son pocas las causas de hiperglicemia en ayunas y relativamente raras
en la clínica. La más frecuente es el Hiperpituitarismo o Hipersuprarrenalismo de la Enfermedad de
Cushing, en la que la hiperglicemia se debe a la gluconeogénesis, por las hormonas
corticosuprarrenales; en la acromegalia y el gigantismo la Hormona del crecimiento tiende a producir
hiperglicemia; en el Hipertiroidismo moderado solo puede haber hiperglicemia después de una comida o
durante una prueba de tolerancia a la glucosa, debido a la aceleración del vaciamiento gástrico y de la
absorción intestinal; el Feocromocitoma puede producir hiperglicemia e hiperlactacidemia porque la
adrenalina produce desdoblamiento del glucógeno hepático y en el músculo la glucogenólisis llega hasta
la etapa de ácido láctico.

FASE PREPARATORIA

Para obtener datos confiables hay que controlar rígidamente las condiciones de realización de la
prueba. Tres días antes de la prueba el paciente tiene que someterse a una dieta con un mínimo de

150 g/día de hidratos de carbono, la que se deberá extender a 2 días más si el paciente ingería pocos
carbohidratos en su dieta habitual.
La prueba se aplicará únicamente en pacientes ambulatorios porque la inactividad como el reposo en
cama, reduce la tolerancia a la glucosa. Durante 12 horas previas a la prueba el paciente deberá
ayunar, evitando incluso ingerir café y/o alcohol; además no se le permitirá fumar o realizar ejercicios
previo al estudio aunque sea leve. Tampoco se le practicará a un paciente que haya sufrido una
enfermedad 2 semanas antes o a quienes se les haya detectado cualquier disfunción de su sistema
endocrino, una intervención quirúrgica u algún trauma.
Se han descrito que hay muchos fármacos como salicilatos, diuréticos y anticonvulsivantes que reducen
la secreción de insulina por lo que deben suspenderse tres días antes de la prueba como mínimo.
Asimismo debe omitirse el uso de anticonceptivos durante el ciclo completo.

PROCEDIMIENTO

Estando el paciente en ayunas desde el día anterior, después de 30 minutos de reposo (el que debe
mantener durante toda la prueba) sin fumar y sin tomar otro alimento que el de la prueba, se procede a
lo siguiente:
1. Tomar una muestra de sangre en ayunas
2. Se le da a beber una dosis de glucosa de 1.75 mg/kilo de peso (100 grs. Aproximadamente)
disuelta en 350 ml de agua (no sobrepasar el 25% de concentración por que puede provocar
náusea y hasta vomito) con un poco de jugo de limón. Ingerirá la dosis completa en 5 minutos.
3. Se obtienen las muestras mediante microtécnica del dedo o el pabellón auricular a los 30, 60, 90,
120 y 180 minutos.

RESULTADOS NORMALES

La mayoría de los autores consideran que la concentración de la glucosa en sangre a las 2 horas es la
observación más útil. Los valores límite superior de normalidad son:

35

Tener en cuenta que éste
1 hora------------------185 mg/100 ml. método fue establecido
1:30 hrs----------------160 mg/100 ml. con individuos jóvenes
Criterios de FAJANS-
2hrs---------------------140 mg/100 ml. por lo que en sujetos de
CONN
3hrs---------------------120 mg/100 ml. más de 50 años se
4hrs---------------------110 mg./100 ml. tolerará 10 mg/100ml por
cada década.

Criterio de Danowski.: Se suman las concentraciones plasmáticas de glucosa en ayunas, a la hora, dos
y tres horas. Un valor de 501 a 600 mg/100 ml representa normalidad, mientras que valores por encima
de 601 corresponden a los diabéticos.

MÓDULO: SISTEMA NERVIOSO
“SENSIBILIDAD SOMATICA”

OBJETIVOS

1. El alumno identificará y comprenderá el concepto de receptor
2. El alumno identificará la vía sensorial
3. El alumno localizará e interpretará las poblaciones de receptores en las diferentes partes del
cuerpo.
4. El alumno conocerá e interpretará la adaptación de receptores


Lápiz con punta 1
Hoja de Informe 1
Corcho 1 pedazo
Marcador de diferente color 2
Compás 1
Plumón rojo 1
Plumón morado 1
Plumón rojo 1
Plumón azul 1
Alfiler 1

PROCEDIMIENTO

36

Adaptación de los receptores

1. Se indica al sujeto que cierre los ojos y con la punta de un lápiz se mueve el vello del antebrazo; se le
pide que diga cuándo comienza a percibir el movimiento y cuando cesa la percepción. Se mide la
duración de la percepción y se anota en la hoja de informe. El procedimiento se repite por lo menos
cinco veces y se obtiene el promedio.
2. El sujeto de experimentación cierra los ojos y coloca las palmas de las manos sobre la mesa. Se
coloca sobre la falange distal del dedo medio un objeto de poco peso (un papel doblado, un pedazo de
corcho, etc.) se le solicita que señale el momento en el cual percibe el objeto, cuando termina la
percepción y se anota la duración del fenómeno. Esto se repite cinco veces y se saca un valor
promedio. Los valores se anotan en la hoja del informe.
3. Ahora se coloca de nuevo el objeto sobre la falange distal y al azar se retira de su sitio. Se pregunta
al sujeto por lo menos 10 veces si el objeto está sobre el dedo o si fue retirado. Anote en la hoja de
informe cuantas veces la respuesta fue acertada y cuantas incorrecta. Al retirar el objeto del dedo
tómelo entre el pulgar y el índice y levántelo suavemente; tenga cuidado de no ejercer presión o moverlo
hacia los lados pues ello estimula los receptores.

Discriminación espacial

1. El sujeto cierra los ojos y el examinador toca con un marcador un punto sobre la piel y pide el sujeto
que con la punta de un marcador de diferente color localice el punto tocado. Se miden y anotan en
milímetros los errores de localización. Se repite el procedimiento por lo menos cinco veces en dedos,
manos, brazos y antebrazos. Se calcula el promedio de cada zona y se anota en la hoja del informe.

2. El sujeto cierra los ojos y el examinador toca al mismo tiempo con las dos puntas de un compás la
piel del sujeto; se inicia con la menor abertura y se tiene cuidado de colocar al mismo tiempo las dos
puntas del instrumento sobre la piel. El procedimiento se repite abriendo de manera progresiva el
compás hasta que el sujeto percibe las dos puntas por separado. Esto se repite por lo menos cinco
veces en dedos, manos, brazos, y antebrazos. En cada ocasión se mide y se anota en milímetros la
abertura del compás a la cual se perciben las dos puntas por separado. Se obtiene el valor promedio
para cada zona y se anota en la hoja del informe.

Distribución puntiforme de las sensaciones somáticas

1. Sobre la cara dorsal de la mano del sujeto se delimita con un marcador un cuadro de
aproximadamente 2 cm de lado y con la punta de un lápiz se toca suavemente la piel en diferentes
puntos; se indica al sujeto que en cada ocasión indique que percibe. Si la percepción es de frío se pone
un punto azul, si es de calor rojo; si es de presión verde, y si es de dolor morado. El procedimiento se
repite tocando la piel con la punta de un alfiler. Anote en el informe los resultados indicando para cual
sensación hay mayor densidad de receptores

Ley de energías nerviosas específicas o Ley de Müller

1. Desvíe la mirada lo más posible hacia la izquierda y con e ldedo índice derecho ejerza ligera presión
en la parte externa del globo ocular derecho. Anote en la hoja del informe la percepción.

37


“REFLEJOS EN LA RANA”

OBJETIVOS

1. El alumno comprenderá la importancia que tiene el sistema nervioso en algunos de los diversos
fenómenos que acontecen en el organismo.
2. El alumno analizará algunas de las actividades del S. N. de la rana, en orden caudo-cefálico.
3. El alumno discriminará algunos de los reflejos que integran a nivel de la médula espinal.
4. El alumno observará los efectos de la sección de la médula espinal a nivel de ésta y la unión con el
tallo cerebral de la rana.
5. El alumno observará los efectos de la desencefalización en la rana.
6. El alumno analizará algunas de las actividades reflejas del SNC, en la rana desencefalizada.
7. El alumno observará la respuesta a un estímulo eléctrico variable en intensidad, en una rana
desencefalizada.
8. El alumno observará cuantitativamente la respuesta a estímulos químicos de variable intensidad.
9. El alumno cuantificará el umbral a estos estímulos.
10. El alumno comprenderá los fenómenos fisiológicos involucrados en los experimentos realizados y
deberá extrapolarlos al hombre.


Rana 1
Tabla para rana 1
Hilo grueso 50 cm.
Estilete delgado 1
Estilete grueso 1
Aplicadores de madera 3
Lámpara de bolsillo 1
Jaula de acrílico 1
Pinza de disección con dientes 1
Algodón Variable

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