DIVERSIDADE MICROBIANA EM DIFERENTES SISTEMAS DE USO DO SOLO

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Resultado da Monografia de Final de curso da Estudante Sara Goncalves Carneiro

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DIVERSIDADE MICROBIANA EM DIFERENTES SISTEMAS DE USO DO SOLO

  1. 1. Ministério da Educação Secretaria de Educação Profissional e Tecnológica Instituto Federal de Educação Ciência e Tecnologia Goiano Curso de Tecnologia em Gestão Ambiental SARA GONÇALVES CARNEIRODIVERSIDADE MICROBIANA EM DIFERENTES SISTEMAS DE USO DO SOLO URUTAÍ - GO 2010 1
  2. 2. Ministério da Educação Secretaria de Educação Profissional e Tecnológica Instituto Federal de Educação Ciência e Tecnologia Goiano Curso de Tecnologia em Gestão Ambiental SARA GONÇALVES CARNEIRODIVERSIDADE MICROBIANA EM DIFERENTES SISTEMAS DE USO DO SOLO Monografia apresentada para obtenção do grau de Tecnólogo em Gestão Ambiental ao Instituto Federal Goiano – Campus Urutaí. Orientador: Dr. Milton Luiz da Paz Lima. URUTAÍ - GO 2010 ii
  3. 3. SARA GONÇALVES CARNEIRODIVERSIDADE MICROBIANA EM DIFERENTES SISTEMAS DE USO DO SOLO BANCA EXAMINADORA _______________________________________ Dr. Lucas Carvalho B. de Azevedo (Revisor) _______________________________________ Dr. Marcus Vinícius Vieitas Ramos (Revisor) _______________________________________ Dr. Milton Luiz da Paz Lima (Orientador) Data da Defesa: Urutaí, 16 de dezembro de 2010 iii
  4. 4. Dedico a meus pais e irmãos, que sempre meapoiaram com todo seu amor e carinho e meestimularam a nunca desistir dos meusobjetivos. E ao meu orientador pelo esforço ededicação. iv
  5. 5. AGRADECIMENTOS Agradeço primeiramente a Deus, aos meus pais e irmãos pelo amor, carinho e compreensãoque sempre me apoiaram e me incentivaram a não desistir dos meus ideais. Ao Rafael pelo amor ecompreensão, que mesmo longe sempre ajudou. Agradeço também aos meus amigos que sempre estiveram perto, me ajudando e me apoiandode uma forma incondicional, em especial as minha amigas Ana Cristina, Josyane, Jordana, Joceline,Luciele e Michelh e aos meus amigos Jonemarcio e Deydyan e são pessoas que jamais esquecerei. Agradeço aos professores do curso, em especial ao Lucas Azevedo pelo apoio e paciência eao professor Marcus Mendes. A Priscila que me ajudou nas atividades do Laboratório de Microbiologia, sempre com muitapaciência. Um agradecimento em especial ao professor Milton que com sua dedicação e sabedoriatornou esse trabalho realidade. E por último a todos que ajudaram de forma direta ou indiretamente para conclusão deste, eaos moradores da república onde morei durante a graduação que sempre estiveram presente e meapoiando. v
  6. 6. “Somente quando for cortada a últimaárvore, pescado o último peixe e poluídoo último rio é que as pessoas vão perceberque não se pode comer dinheiro.”Provérbio indígena. vi
  7. 7. RESUMOCARNEIRO, S.G. Diversidade microbiana em diferentes sistemas de uso do solo. Trabalho deConclusão de Curso. 56 p. 2010.Estudos a respeito da diversidade de microrganismos em solos dos Cerrados ainda são incipientes epouco frequentes, até mesmo porque as concepções de conhecimento para preservação nos projetosde pesquisa veem sido debatidos nestes tempos de aquecimento global. O objetivo neste trabalho foicaracterizar microrganismos bacterianos e fúngicos, estudar a distribuição da diversidade destes emtrês usos da terra no Cerrado. Amostras de solo foram coletadas em três locais pertencentes aoInstituto Federal Goiano, localizado na cidade de Urutaí. Os três usos do solo são pastagem (P), mata(M) e área de cultivo em pivô (C). Foram coletados amostras de solos nas profundidades de 0-20 cme 20-40 cm. Em cada uso da terra foram coletadas cinco amostras simples que foram misturadascompondo respectivamente três amostras compostas. O número de UFC (Unidades Formadoras deColônias) na mata foi superior a de pastagem e agricultura tanto no meio seletivo com fungicidacomo com antibiótico. A profundidade do solo a que apresentou maior número de UFC foi de 0-20cm em todas as áreas analisadas. O gênero Penicillium apresentou maior frequência. Este trabalhopermitiu identificar, descrever e depositar uma coleção de microrganismos bacterianos e fúngicos,bem como estudar a distribuição da diversidade em ambiente de Cerrado com uso agrícola, pastageme com presença de cobertura florística.Palavras-chave: comunidade, população, microbiota. vii
  8. 8. ABSTRACTCARNEIRO, S.G. Microbial diversity in different land use systems in Cerrado . Monograph Course.56 p. 2010.Studies on the diversity of microorganisms in soils of Cerrado’s are still incipient and infrequent,even as the concepts of knowledge for the preservation research projects see been discussed in thesetimes of global warming. The objective of this study was to characterize bacterial and fungalmicroorganisms, studying the distribution of diversity in these three land uses in the Cerrado. Soilsamples were collected at three sites belonging to the Instituto Federal Goiano campus Urutaí,located in the city of Urutaí, GO. The three land uses are pasture (P), forest (M) and cultivation inpivot system (C). We collected soil samples at 0-20 cm and 20-40 cm. In each land use werecollected from five single samples were mixed respectively composing three composite samples. Thenumber of CFU (Colony Forming Units) in the forest was over pasture and agriculture both inselective medium with antibiotics as a fungicide. The depth of soil had the greatest number of CFUwas 0-20 cm in all areas surveyed. The genus Penicillium presented more frequently. This workallowed us to identify, describe and put a collection of bacterial and fungal microorganisms, andstudy the distribution of diversity in Cerrado agricultural use, grazing and the presence of floristiccoverage.Key words: community, population, soil microorganisms. viii
  9. 9. SUMÁRIOAGRADECIMENTOS........................................................................................................................VRESUMO......................................................................................................................................VIIABSTRACT..................................................................................................................................VIII1 INTRODUÇÃO..............................................................................................................................12 OBJETIVO....................................................................................................................................22.1. OBJETIVOS GERAIS................................................................................................................................. 22.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS............................................................................................................................ 23 REVISÃO DE LITERATURA ...........................................................................................................23.1. CARACTERIZAÇÃO DO CERRADO................................................................................................................... 23.2. INTERAÇÕES E DIVERSIDADE MICROBIOLÓGICA DO SOLO ........................................................................................ 33.3. RIZOSFERA.......................................................................................................................................... 43.4. BACTÉRIAS DO SOLO............................................................................................................................... 43.5. FUNGOS DO SOLO.................................................................................................................................. 63.6. MICORRIZAS........................................................................................................................................ 63.7. FUNGOS FITOPATOGÊNICOS RADICULARES ....................................................................................................... 74. MATERIAL E MÉTODOS .............................................................................................................8............................................................................................................................................................ 94.1. COLETA DO SOLO................................................................................................................................. 104.2. ANÁLISE MICROBIOLÓGICA UTILIZANDO TÉCNICA DE DILUIÇÃO EM SÉRIE..................................................................... 114.3. ANÁLISE QUÍMICA DO SOLO..................................................................................................................... 124.4. ANÁLISE ESTATÍSTICA ............................................................................................................................ 125. RESULTADOS E DISCUSSÃO .....................................................................................................135.1 ANÁLISE DE PROPRIEDADES QUÍMICAS E FÍSICAS DO SOLO ....................................................135.2 EFEITO INIBITÓRIO DE INDICADORES DE CRESCIMENTO......................................................................................... 145.3 QUANTIFICAÇÃO DE PROPÁGULOS MICROBIANOS EM DIFERENTES PROFUNDIDADES E USOS DO SOLO...................................... 155.4. CARACTERIZAÇÃO DAS POPULAÇÕES BACTERIANAS EM DIFERENTES USOS DO SOLO......................................................... 215.5 CARACTERIZAÇÃO DAS POPULAÇÕES FÚNGICAS EM DIFERENTES USOS DO SOLO.............................................................. 276. CONCLUSÕES...........................................................................................................................417. REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFIA......................................................................................................42SANO, S.M.; ALMEIDA, S.P.; RIBEIRO, J.F.; CERRADO: ECOLOGIA E FLORA. EMBRAPA CERRADOS. BRASÍLIA, DF: EMBRAPAINFORMAÇÃO TECNOLÓGIA, 2008................................................................................................................... 43 ix
  10. 10. x
  11. 11. LISTAGEM DE TABELASTABELA 1. ANÁLISE FÍSICA DO SOLO EM TRÊS ÁREAS DIFERENTES, ENTRE ELAS PASTAGEM (P),MATA (M) E CULTIVO (C) EM DUAS PROFUNDIDADES DIFERENTES (0-20 E 20-40 CM). .................13TABELA 2. PARÂMETROS DA ANÁLISE QUÍMICA DO SOLO NA PASTAGEM (P), MATA (M) ECULTIVO (C) EM NAS PROFUNDIDADES DE 0-20 E 20-40 CM.........................................................14TABELA 3. CONTINUAÇÃO DA LISTAGEM DOS PARÂMETROS DA ANÁLISE QUÍMICA DO SOLO NAPASTAGEM (P), MATA (M) E CULTIVO (C) EM NAS PROFUNDIDADES DE 0-20 E 20-40 CM. ...........14TABELA 4. TESTE PRELIMINAR PARA VERIFICAÇÃO DO EFEITO INIBITÓRIO DE FUNGICIDA EANTIBIÓTICOS DILUÍDOS NAS CONCENTRAÇÕES DE 10-2, 10-3 E 10-4 E CONTROLE SEMAPLICAÇÃO DE FUNGICIDA E ANTIBIÓTICO..................................................................................15TABELA 5. NÚMERO DE UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIA (UFC) POR GRAMA DE SOLODESENVOLVIDAS EM MEIO DE CULTURA CONTENDO FUNGICIDA, PLAQUEADOS EM DIFERENTESDILUIÇÕES DA AMOSTRA DE SOLO, EM DIFERENTES PROFUNDIDADES (PROF.) DE COLETA EMDIFERENTES ÁREAS DE DE USO NA CIDADE DE URUTAÍ, GO.........................................................15TABELA 6. NÚMERO DE UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIA (UFC) POR GRAMA DE SOLODESENVOLVIDAS EM MEIO DE CULTURA CONTENDO ANTIBIÓTICOS, PLAQUEADOS EMDIFERENTES DILUIÇÕES DA AMOSTRA DE SOLO, EM DIFERENTES PROFUNDIDADES (PROF.) DECOLETA EM DIFERENTES ÁREAS DE DE USO NA CIDADE DE URUTAÍ, GO. ......................................16TABELA 7. VALOR F RESULTANTE DA ANALISE DE VARIÂNCIA (ANOVA) DAS UNIDADESFORMADORAS DE COLÔNIAS TRANSFORMADAS (UFC) DEMONSTRANDO EFEITO DOS FATORES EDE SUAS INTERAÇÕES. ................................................................................................................17TABELA 8. CARACTERIZAÇÃO DAS BACTÉRIAS ISOLADAS DO SOLO EM TRÊS ÁREAS DIFERENTESCULTIVO, PASTAGEM E MATA. ISOLADO (I), (CULTIVO=C, PASTAGEM= P, MATA=M), COLÔNIAINDIVIDUALIZADA (CI), TESTE GRAM (TG), CATALASE ( C), TESTE DE PECTINASE (TP). ..................23TABELA 9. CLASSIFICAÇÃO DOS ISOLADOS BACTERIANOS COLETADOS EM DIFERENTES USOS DOSOLO EM TRÊS GRUPOS UTILIZANDO MEDIDA DE SIMILARIDADE UPGMA. .................................25TABELA 10. CARACTERIZAÇÃO DOS ISOLADOS FÚNGICOS DE TRÊS ÁREAS (MATA, PASTAGEM ECULTIVO). ISOLADO (I), (MATA=M, PASTAGEM=P, CULTIVO=C), COLORAÇÃO FRENTE (CF),COLORAÇÃO VERSO (CV), PRESENÇA DE MUCOR (PM), MICÉLIO (M), (INTERMEDIÁRIO= I,ELEVADO= E), CIRCUNSCRIÇÃO (C), BORDA (B), ( LISA= L, ONDULADA=O, IRREGULAR= I), xi
  12. 12. COMPLETOU A PLACA (CP),ESPOROS (E), MUDANÇA NA COLORAÇÃO DO MEIO (MCM), PRESENÇADE ESCLERÓDIO (PE). ..................................................................................................................29TABELA 11. CLASSIFICAÇÃO DOS ISOLADOS FÚNGICOS COLETADOS EM DIFERENTES USOS DOSOLO EM TRÊS GRUPOS UTILIZANDO MEDIDA DE SIMILARIDADE UPGMA. .................................31TABELA 12. ÍNDICES DE DIVERSIDADE EM TRÊS ÁREAS DIFERENTES DE USO DO SOLO, DENTREELAS (MATA, PASTAGEM E CULTIVO)...........................................................................................39 xii
  13. 13. LISTAGEM DE FIGURASFIGURA 1. ÁREAS DE ESTUDO COM DIFERENTES SISTEMAS DE USO DO SOLO. A. VISÃO AÉREA DAÁREA DE ESTUDO. B. MATA COM INTERVENÇÃO ANTRÓPICA (17O29’37” S E 48O12’32” O), C.ÁREA DE AGRICULTURA IRRIGADA-PIVÔ (17O29’38” S E 48O12’54” O) E D. PASTAGEM (17O29’31”S E 48O12’31” O)...........................................................................................................................9FIGURA 2. MAPA AÉREO DA ÁREA DE ESTUDO ONDE FORAM REALIZADAS AS COLETAS DASAMOSTRAS DE SOLO DA ÁREA DE MATA (M) NOS SEGUINTES PONTOS M01 (17°29’36’’S E48°12’32’’O), M02 (17°29’35’’S E 48°12’35’’O), M03 (17°29’37’’S E 48°12’35’’O), M04 (17°29’38’’SE 48°12’35’’O), M05 (17°29’40’’S E 48°12’35’’O), NA ÁREA DE PASTAGEM (P) NOS PONTOSP01(17°29’32’’S E 48°12’37’’O), P02 (17°29’33’’S E 48°12’40’’O), P03 (17°29’32’’S E 48°12’46’’O),P04 (17°29’35’’S E 48°12’50’’O) E P05 (17°29’42’’S E 48°12’46’’O) E POR ÚLTIMO NA ÁREA DECULTIVO IRRIGADO (C) C01 (17°29’41’’S E 48°12’56’’O), C02 (17°29’44’’S E 48°12’59’’O), C03(17°29’44’’S E 48°13’01’’O), C04 (17°29’35’’S E 48°13’02’’O) E C05 (17°29’35’’S E 48°12’56’’O). ....10FIGURA 3. MÉDIAS DAS UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIAS (UFC) TRANSFORMADAS[LOG2(X+10)] NAS ÁREAS DE USO DE SOLOS DE CULTIVOS, PASTAGENS E MATA. ........................18FIGURA 4. MÉDIAS DAS UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIAS (UFC) TRANSFORMADAS[LOG2(X+10)] EM MEIO DE CULTIVO CONTENDO FUNGICIDA E ANTIBIÓTICO. ..............................19FIGURA 5. MEDIAS DAS UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIAS (UFC) TRANSFORMADAS[LOG2(X+10)] EM DIFERENTES DILUIÇÕES DAS FRAÇÕES DO SOLO...............................................20FIGURA 6. MÉDIAS DAS UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIAS (UFC) TRANSFORMADAS[LOG2(X+10)] EM DIFERENTES PROFUNDIDADES DE COLETAS DO SOLO.......................................21FIGURA 7. AGRUPAMENTO DOS ISOLADOS BACTERIANOS COLETADOS EM DIFERENTES USO DOSOLO COM BASE EM CARACTERIZAÇÃO POR PARÂMETROS BIOQUÍMICOS UTILIZANDOAPLICADOS A ANÁLISE DE AGRUPAMENTO (“CLUSTER”) COM MEDIDA DE SIMILARIDADE UPGMA.....................................................................................................................................................24FIGURA 8. UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIAS (UFC) DE BACTÉRIAS DAS ÁREAS DE MATA,PASTAGEM E CULTIVO. A. VISÃO GERAL DO EXPERIMENTO, B. MATA 0-20 CM, C. MATA 20-40CM, D. PASTAGEM 0-20 CM, E. 20-40 CM, F. CULTIVO: 0-20 CM, G. CULTIVO 20-40 CM. ...............26FIGURA 9. AGRUPAMENTO DOS ISOLADOS BACTERIANOS COLETADOS EM DIFERENTES USO DOSOLO COM BASE EM CARACTERIZAÇÃO POR PARÂMETROS BIOQUÍMICOS UTILIZANDO xiii
  14. 14. APLICADOS A ANÁLISE DE AGRUPAMENTO (“CLUSTER”) COM MEDIDA DE SIMILARIDADE UPGMA.....................................................................................................................................................30FIGURA 10. PLACAS CONTENDO ANTIBIÓTICO, UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIAS (UFC). A.EXPERIMENTO ÁREA DE CULTIVO, B. CULTIVO 0-20 CM, C. CULTIVO 20-40 CM, D. EXPERIMENTOMATA, E. MATA 0-20 CM, F. MATA 20-40 CM, G. EXPERIMENTO PASTAGEM, H. PASTAGEM 0-20CM. I. PASTAGEM 20-40 CM.........................................................................................................32FIGURA 11. ASPECTOS MORFOCULTURAIS DAS COLÔNIAS FÚNGICAS DE SOLOS DA MATA. A.DIFERENTES COLÔNIAS FÚNGICAS AOS SETE DIAS DE CRESCIMENTO. B. HIFOMICETOALARANJADO DESCONHECIDO, C. HIFOMICETO DE COLORAÇÃO ESBRANQUIÇADA, D.HIFOMICETO DESCONHECIDO COM CRESCIMENTO MICELIAL ABUNDANTE, E. HIFOMICETODESCONHECIDO DE MICÉLIO BRANCO E POUCO ABUNDANTE, F. ALTERNARIA SP., G. HIFOMICETODESCONHECIDO SECRETANDO SUBSTÂNCIAS NO MEIO DE CULTURA, H. HIFOMICETODESCONHECIDO DE COLORAÇÃO CREME, I. TRICHODERMA SP., J. HIFOMICETO DESCONHECIDODE COLORAÇÃO PÁLEA, K. MUCOR SP., L. PENICILLIUM SP...........................................................33FIGURA 12. ASPECTOS MORFOCULTURAIS DAS COLÔNIAS FÚNGICAS DE SOLOS DA MATA. A.DIFERENTES COLÔNIAS FÚNGICAS AOS SETE DIAS DE CRESCIMENTO. B. FUSARIUM SP., C.HIFOMICETO DESCONHECIDO DE COLORAÇÃO AMARELADA, D. HIFOMICETO DESCONHECIDOCOM CRESCIMENTO MICELIAL LENTO, E. MUCOR SP., F. HIFOMICETO DESCONHECIDO COM APRODUÇÃO DE ESCLERÓDIOS, G. HIFOMICETO DESCONHECIDO DE CENTRO MARROM E BORDAS ECOLORAÇÃO BRANCA, H. HIFOMICETO DESCONHECIDO DE COLORAÇÃO BRANCA ALARANJADA, I.HIFOMICETO DESCONHECIDO DE COLORAÇÃO BRANCA ALARANJADA, J. HIFOMICETODESCONHECIDO DE COLORAÇÃO BRANCA ALARANJADA, K. TRICHODERMA SP., M. HIFOMICETODESCONHECIDO...........................................................................................................................34FIGURA 13. ASPECTOS MORFOCULTURAIS DAS COLÔNIAS FÚNGICAS DE SOLOS DE ÁREA DECULTIVO IRRIGADO MATA. A. DIFERENTES COLÔNIAS FÚNGICAS AOS SETE DIAS DECRESCIMENTO. B. HIFOMICETO DESCONHECIDO, C. TRICHODERMA SP., D. HIFOMICETODESCONHECIDO, E. HIFOMICETO DESCONHECIDO, F. FUSARIUM SP., G. HIFOMICETODESCONHECIDO DE COLORAÇÃO BRANCO ACINZENTADA, H. HIFOMICETO DESCONHECIDO DECOLORAÇÃO NEGRA COM HALOS LARANJAS, I. HIFOMICETO DESCONHECIDO DE MICÉLIOABUNDANTE, J. TRICHODERMA SP., K. HIFOMICETO DESCONHECIDO, L. HIFOMICETODESCONHECIDO...........................................................................................................................35 xiv
  15. 15. FIGURA 14. FREQUÊNCIAS OBSERVADAS NOS FUNGOS NAS ÁREAS DE MATA (A), CULTIVO (B) EPASTAGEM (C).............................................................................................................................365.6. DIVERSIDADE DE DIFERENTES SISTEMAS DE USO DO SOLO................................................... 37FIGURA 15. TRIPLOT DO NÚMERO DE UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIA, AMOSTRAS DESOLO E VARIÁVEIS QUÍMICAS DO SOLO, DA ANÁLISE DE COMPONENTES PRINCIPAIS (ACP). UFCFUNGICIDA – UFC EM MEIO COM FUNGICIDA COMO AGENTE SELETIVO. UFC ANTIBIÓTICO – UFCEM MEIO COM ANTIBIÓTICO COMO AGENTE SELETIVO. MO – TEOR DE MATÉRIA ORGÂNICA DOSOLO; P – TEOR DE FÓSFORO; HAL – TEOR DE H++AL3+; CTC – CAPACIDADE DE TROCA CATIÔNICA;%CA – SATURAÇÃO DA CTC POR CÁLCIO; %K – SATURAÇÃO DA CTC POR POTÁSSIO; CP1 –COMPONENTE PRINCIPAL 1; CP2 – COMPONENTE PRINCIPAL 2...................................................38...................................................................................................................................................40FIGURA 16. PARÂMETROS DE DIVERSIDADE NOS DIFERENTES USOS DE SOLO. A. NÚMERO DEINDIVÍDUOS OBSERVADOS. B. ABUNDÂNCIA DE ESPÉCIES. C. ESTIMATIVA DA RIQUEZA. D.EQUITABILIDADE.........................................................................................................................40 xv
  16. 16. 1 INTRODUÇÃO A maioria das pessoas possui um escasso e superficial conceito do que representa esignifica o solo. E este que é fruto da intemperização de rochas num olhar fenológico propiciauma visão de um mundo complexo, dinâmico, pleno de formas vivas que desempenhamdiversas funções e se relacionam entre si e com o meio (TRABULSI & ALTERTHUM,2008). O solo é um ecossistema representado por muitos microrganismos e, dentre estes, nãomenos importante os fungos possuem essencial papel na ciclagem dos elementos na natureza.Sua diversidade no solo é grande e muitas vezes inexplorada, e as pesquisas são fundamentaispara a otimização da produção vegetal, controle de doenças, pragas e estudos das interaçõesecológicas pouco investigadas em linhas de pesquisa. Grande parte dos fungos patogênicosem plantas ou animais sobrevive no solo e este substrato serve de fonte para uma diversidadeaerobionte. Este inóculo pode ocasionar inúmeras micoses que acometem o homem e outrosanimais, além da maior representatividade parasitária em plantas. Contudo, não somentemalefícios assolam este grupo de microrganismos, além da degradação de partículasorgânicas, os fungos podem ter uma associação mutualística com raízes de vegetaisocasionando uma relação ecológica parasitária e harmônica, e bastante eficiente para odesenvolvimento de plantas e fungos (TRABULSI & ALTERTHUM, 2008). Muito pouco se sabe a respeito da diversidade de fungos e taxonomia dos mesmos noplaneta e estima-se que 5 % da diversidade existente foi estudada e identificada nos diferentesbiomas do planeta. O enfoque principal das pesquisas cujo foco são fungos patogênicos,resume-se a estudos taxonômicos de fungos fitopatogênicos e causadores de doenças (animaise plantas), epidemiologia, etiologia, patologia de sementes, controle, e estas e muitas outraslinhas de pesquisas são estudadas devido a existência de especialistas e interesse definanciamento. A maior diversidade e número de fungos do solo é representada por fungosfilamentosos e que se reproduzem assexualmente, sendo representada pelos fungosmitospóricos - hifomicetos. Contudo no planeta, o maior número de espécies presentespertencem a divisão ascomicota, que representa a fase teleomófica desta fase mais encontrada(BRADY, 1983). A diversidade das bactérias quando a espécie ainda não é bem compreendida oucalculada, as avaliações feitas por vários pesquisadores sugerem que a soma das espécies jáidentificadas em vários ambientes da Terra é de, aproximadamente, quatro mil. Pode-sedeterminar como residentes legítimas do solo aquelas espécies que são, com maior frequência, 1
  17. 17. encontradas nos solos em números relativamente grandes, que prevalecem dentro daspopulações bacterianas e cuja ocorrência, número e atividades são controladas pelascondições do solo. Essas bactérias vivem no solo utilizando como nutrientes as matériasencontradas e cumprem, aí, seus ciclos vitais completos (VARGAS & HUNGRIA, 1997). Considerando que poucos estudos sobre a diversidade de fungos e bactérias dos solossão realizados, e que propriedades edafoclimáticas influenciam no comportamento dos seresno planeta, este trabalho procura relacionar parâmetros do solo com parâmetros biológicosprocurando explicar a relação ecológica de microrganismos (fungos e bactérias) nas diferentescondições de uso do solo. Assim será possível avaliar o efeito de diferentes usos da terra naatividade microbiológica sobre a comunidade de fungos e bactérias do solo, além de verificara identidade de muitos fungos de interesse humano, ambiental e na agricultura.2 OBJETIVO2.1. Objetivos gerais Avaliar o relacionamento de propriedades químicas e físicas e microbiológicas do soloem função de três diferentes usos da terra: mata com intervenção antrópica, pastagem comexploração agropecuária e agricultura irrigada.2.2. Objetivos específicos • Avaliar a diversidade de fungos e bactérias em cada uso do solo. • Identificar e analisar a frequência e parâmetros de diversidade das populações observadas e identificadas. • Correlacionar propriedades químicas e físicas com propriedades microbiológicas. • Adicionar a coleção micológica de referência fungos isolados e identificados.3 REVISÃO DE LITERATURA3.1. Caracterização do cerrado O cerrado representa um dos principais biomas brasileiros, não só devido à suaextensão, que é a segunda maior área, com 207 milhões de hectares, distribuídos nos Estadosde GO, MG, TO, BA, MA, PI, MT, MS, PA, CE, RO e DF, como também por sua enormeriqueza em espécies vegetais. As fitofisionomias do Cerrado são: Cerradão, Cerrado Rupestrede Altitude, Cerrado “stricto sensu” Campo Limpo, Mata Galeria, Mata Ciliar e Veredas,apresentando em cada uma delas a diversidade de espécies nativas conhecidas e suas 2
  18. 18. possibilidades de uso. Nos últimos trinta anos, vem ocorrendo exploração intensiva dessebioma seja por extensão agropecuária, seja por plantios florestais (SANO et al., 2008). A ocupação humana transformou sua área contínua orginalmente com biota natural emuma paisagem cada vez mais fragmentada. A vegetação dominante é caracterizada por árvoresde pequeno porte, retorcidas, distribuídas irregularmente em um tapete graminoso, ocorrendoem algumas regiões formações rasteiras de gramíneas. O clima da região possuicaracterísticas próprias, podendo ser definido como tropical estacional. A fauna é constituídabasicamente por insetos, aves, roedores, répteis, caninos e felinos (SANO et al., 2008). Quando a colonização agronômica dos Cerrados foi iniciada, os pioneiros estavamcientes de que os solos eram pobres e ácidos, mas correspondiam bem aos tratamentosagronômicos, entretanto pouco sabe sobre as atividades microbiológicas que ocorriam neles.As atividades agrícolas em áreas de Cerrado tem se caracterizado pelos sistemas intensivos deprodução, com aplicação de elevadas doses de fertilizantes e pesticidas, além da mecanizaçãointensa e inadequada, buscando obter altas produtividades de monoculturas. O excessivo usode implementos agrícolas para preparo do solo, como a grade, tem acelerado a degradação dosolo provocando erosão, compactação, destruição de agregados e perdas de matéria orgânica ediversidade microbiológica (VARGAS & HUNGRIA, 1997).3.2. Interações e diversidade microbiológica do solo A grande heterogeneidade física e química dos solos explica a peculiar e diferencialrelação ecológica entre indivíduos habitantes essencialmente na rizosfera. A presença de ummicrorganismo em determinado solo é função das condições ambientais dominantes e doslimites da sua bagagem genética. O sucesso de um organismo em qualquer habitat é função daextensão e rapidez de suas respostas fisiológicas às condições ambientais predominantes(MOREIRA & SIQUEIRA, 2002). As principais atividades dos microrganismos no solo são a decomposição da matériaorgânica, produção de húmus, ciclagem de nutrientes e energia, fixação de nitrogênioatmosférico, produção de compostos complexos que causam agregação do solo,decomposição de material mineral e formação dos solos, equilíbrio ecológico entre habitantes,decomposição de xenobióticos e controle biológico de pragas e doenças. Em um ambientenatural as funções da comunidade microbiana dependem, obviamente, da diversidade dessacomunidade. A diversidade biológica é definida como a variabilidade entre os organismosvivos. Geralmente esta é atribuída à diversidade de espécies. No entanto, ela pode ser medidaem vários níveis taxonômicos (família, gênero, interespécies, entre outros) ou ainda em 3
  19. 19. termos de determinadas características genéticas ou fenotípicas (morfológica, bioquímica,fisiológicas, simbióticas, entre outros). A biota do solo inclui representantes de todos osgrupos de microrganismos (bactérias, fungos, algas, etc.) Um ponto importante a serdestacado é que se maior a biodiversidade, mais espécies diferentes podem desempenhar amesma função, resultando no que se denomina como redundância funcional. Essa redundânciagarante maior resiliência, que é a capacidade do meio retornar ao seu estado inicial apósalguma alteração imposta (MOREIRA & SIQUEIRA, 2002).3.3. Rizosfera Os vegetais superiores são os produtores básicos da matéria orgânica e osarmazenadores da energia solar. Suas raízes crescem e morrem no solo e neste processo,suprem a fauna e a microflora do solo com alimento e energia. O número de organismos nasproximidades das raízes, isto é, na rizosfera, poderá ser 100 vezes maior do que em outrasáreas do solo, embora um valor 10 vezes maior seja o provável (BRADY, 1983). Rizosfera significa área de influência ou localização física em volta da raíz, que vaidesde sua superfície até uma distância de 1 a 3 mm desta. As raízes têm efeitos significativossobre o solo que contribuem para alterar tanto as características físicas, químicas oubiológicas a seu redor. As propriedades físico-químicas da rizosfera têm elevada estabilidade,que, associadas ao fornecimento constante de substratos orgânicos e fatores de crescimento,favorecem intensa atividade metabólica das populações, influenciando diretamente epositivamente o tempo de geração microbiano (MOREIRA & SIQUEIRA, 2002).3.4. Bactérias do solo Uma espécie bacteriana é um agrupamento dos organismos fenotipicamente parecidosentre si e claramente diferentes dos membros de outras espécies. As bactérias de origemvegetal (fitopatogênica) ou animal (patogênica) são, frequentemente, isolados do solo econstituem uma parcela quantitativamente significativa da sua população bacteriana, sãoclassificadas ecologicamente como residentes facultativas, são dependentes de substratoespecíficos, presentes no solo (VARGAS & HUNGRIA, 1997). O equilíbrio dinâmico das populações na comunidade microbiana dos solos tambémpode sofrer modificações influenciadas pelas interações benéficas ou antagônicas dosmicrorganismos, determinando a composição qualitativa e quantitativa da comunidade(RAVERKAR & KONDE, 1988). 4
  20. 20. As bactérias, embora sejam considerados os microrganismos mais numerosos no soloe estejam invariavelmente associadas com doenças radiculares, relativamente poucas sãopatógenos radiculares primários. Bactérias que causam doenças radiculares, em sua maioria,sobrevivem em restos culturais, mas em alguns casos são capazes de sobreviver livres no solo.Esses organismos penetram por ferimentos nas raízes causados por nematoides, insetos,implementos agrícolas ou rachaduras naturais na superfície da raiz. Os sintomas causados porbactérias fitopatogênicas incluem podridões moles, murchas vasculares, proliferação radiculare crescimento celular anormal (MICHEREFF et al., 2005). As bactérias fitopatogênicas possuem seus próprios mecanismos de sobrevivência, sejaem associação com o hospedeiro ou não. Com exceção de Streptomyces, que formaendósporo, os demais gêneros causadores de importantes doenças radiculares, tais comoAgrobacterium, Pectobacterium e Ralstonia, não formam quaisquer estruturas de repouso ouresistência, embora possuam comprovada capacidade de sobrevivência no solo. As formas desobrevivência dessas bactérias fitopatogênicas incluem: em órgãos vegetais infectados, locaisonde as bactérias mais eficientemente sobrevivem como também a principal fonte de inoculo,no entanto, a sobrevivência em órgãos vegetais infectados parece ter grande dependência dascondições climáticas; nos solos, como exemplo R. solanacearum, agente etiológico da murchabacteriana das solanáceas e de mais de uma centena de espécies botânicas, sendo maiseficiente a sobrevivência em solos úmidos, mas não encharcados; em sementes, local idealpara sobrevivência de bactérias fitopatogênicas, e que constituem importantes meios dedisseminação desses patógenos; como populações residentes, ou seja, as bactériasfitopatogênicas são capazes de uma fase residente ou epifítica de crescimento sobre ohospedeiro saudável, podendo se multiplicar na superfície de plantas sadias sem infectá-las,constituindo-se em potencial fonte de inóculo na ausência da doença; em hipobiose, fase emque, por seus próprios mecanismos, as bactérias conseguem sobreviver por longos períodos,sendo as células bacterianas em hipobiose bastante diferentes em estrutura e metabolismo decélulas normais (MICHEREFF et al., 2005). O conhecimento dos efeitos dos cultivos agrícolas na dinâmica das populações nacomunidade bacteriana nos solos é importante, por causa das transformações que essesmicrorganismos promovem, influenciando a qualidade dos produtos e a produtividadeagrícola. 5
  21. 21. 3.5. Fungos do solo Os fungos desempenham um papel muito importante nas transformações dosconstituintes dos solos. Eles são heterotróficos e dependem da matéria orgânica do solo paraatendimento as suas necessidades de energia e de carbono. A característica básica quedistingue preliminarmente a maioria dos fungos é a natureza filamentosa das suas formasvegetativas, que pode ser amebóide para alguns gêneros. Os seus filamentos miceliais podemser simples e limitados ou profundamente ramificados. Os formadores de esporos espaciais oucorpos de frutificações podem atingir tamanhos macroscópicos como os cogumelos –ascocarpos e basidiocarpos (BRADY, 1983). Em literaturas não tradicionais os fungos podem ser divididos nos três grupos a seguir:leveduras, bolores e macromicetes, apenas os dois últimos são considerados importantes, noque diz respeito aos solos. KIRK et al., (2001) em “Dictionary of fungi” agrupa os fungos em4 divisões e um grupo incerto representado pelas Divisões Ascomycota, Basidiomycota,Chytridiomycota, Zigomicota e o grupo do fungos mitospóricos. Os quatro gêneros de fungos mais comuns encontrados no solo por crescimento emmeio de cultivo são: Penicilium sp., Trichoderma sp., Aspergillus sp. e Mucor sp., suaabundância é variável nas amostras. No que se relacionam com os processos de formação dehúmus, estabilização de agregados, os bolores são talvez mais importantes do que asbactérias, especialmente em solos ácidos de florestas. A fertilidade do solo depende, em grauacentuado, dos bolores (representados por Aspergillus sp. e Penicillium sp.), pois elesasseguram a continuidade dos processos de decomposição, quando as bactérias e osactinomicetos não são suficientes (BRADY, 1983).3.6. Micorrizas Uma contribuição muito importante para o crescimento das plantas é feita pormicorrizas. Elas são classificadas em dois grupos: as endomicorrizas, também conhecidascomo micorrizas vesicular-arbusculares; e as ectomicorrizas que são superficiais sendo seusapressórios inseridos na superfície epidérmica e cortical da raiz. Ambos os tipos funcionamcomo raízes secundárias, pois elas estendem a área de absorção radicular para absorção denutrientes, especialmente o fósforo (TORTORA et al., 2005). Os fungos micorrízicos, desempenham importantes funções nutricionais e físicas(agregação do solo), pois colonizam o tecido cortical das raízes e crescem suas hifas no solo,aumentando o volume de solo explorado para além da zona de abrangência das raízes. Assim, 6
  22. 22. nutrientes como o P e o N são absorvidos e passados para a planta (SMITH & READ, 1997).Além do mais, as hifas enovelam partículas de solo e produzem a proteína denominada deglomalina (gênero Glomus sp.), importante para a estabilização de agregados (WRIGHT &UPADHYAYA, 1998).3.7. Fungos fitopatogênicos radiculares Patógenos radiculares, também denominados fitopatógenos, dentre inúmerascaracterísticas as principais podem ser resumidas por: são organismos que desenvolvem amaior parte de seu ciclo de vida na rizosfera, infectam órgãos subterrâneos ou caules dasplantas em condições especiais, têm capacidade de sobreviver por um longo período naausência de seus hospedeiros, possuem capacidade de competição saprofítica e seus estádiosde disseminação e sobrevivência são confinados ao solo, ar ou água (HILLOCKS &WALLER, 1997). Dentre os organismos causadores de doenças radiculares destacam-se os fungos, asbactérias e os nematóides. Os fungos constituem o maior grupo de patógenos radiculares,ocorrendo em todos os tipos de sistemas agrícolas e causando doenças nas principais espéciescultivadas, com uma variada gama de sintomas. Muitos destes possuem elevada capacidadede competição saprofítica e podem sobreviver em resíduos de plantas, mantendo-se emelevadas densidades populacionais mesmo durante longos períodos de rotação de culturas.Outros fungos que vivem nesse ambiente produzem estruturas como agregados miceliais(Fusarium spp.), esclerócios (Sclerotium rolfsii e Sclerotinia sclerotiorum), oósporos(Pythium spp. e Phytophthora spp.), clamidósporos (Fusarium spp.) ou outros tipos deesporos, que resistem às condições ambientais adversas e permanecem viáveis quando asplantas hospedeiras não estão presentes (WHEELER & RUSH, 2001). As doenças radiculares são geralmente, resultantes de um solo desequilibrado. Namaioria das vezes, a origem desse desequilíbrio está nos sistemas agrícolas adotados, quetransformam os campos de cultivo em locais de elevada simplificação ecológica, tornando-osmais sujeitos às perturbações, dentre os quais se enquadram os fitopatógenos. Asconsequências adversas destas práticas equivocadas em sistemas agrícolas têm levado amudanças de postura em relação a exploração do recurso natural - solo, que não é mais vistocomo um substrato inerte de pouca representatividade ecológica, mas como um componenteimportante do equilíbrio ambiental (MICHEREFF et al., 2005). 7
  23. 23. 4. MATERIAL E MÉTODOS A diversidade de bactérias e fungos do solo foi avaliada em três áreas com diferentessistemas de uso do solo: mata com intervenção antrópica (código M) que possuiaproximadamente quatro hectares caracterizados pela presença de vegetação formando dosseldenso e presença de animais como cavalos e gados pastejando ao interior (17 o29’37” S e48o12’32” O); pastagem (código P) com plantio predominante de capim braquiária havendo apresença de animais (cavalo e gado) e, em alguns pontos, a pastagem encontrou-se com focosde pontos erosivos e trilhas de caminhamento animal com uma área de aproximadamente 18hectares (17o29’31” S e 48o12’31” O); agricultura irrigada (código C) com aproximadamente20 hectares com cultivo de milho, feijão, trigo e tigueras de soja e em algumas locaisapresentou grande incidência de plantas daninhas (17o29’38” S e 48o12’54” O). As três áreaspertencem ao campo experimental e didático do Instituto Federal Goiano campus Urutaí-GO(Figura 1). 8
  24. 24. A B C DFigura 1. Áreas de estudo com diferentes sistemas de uso do solo. A. visão aérea da área de estudo. B. mata com intervenção antrópica (17o29’37” S e 48o12’32” O), C. área de agricultura irrigada-pivô (17o29’38” S e 48o12’54” O) e D. pastagem (17o29’31” S e 48o12’31” O). Nestas três áreas caracterizadas foram coletadas amostras de solo em duasprofundidades (0-20 e 20-40 cm), sendo coletadas aleatoriamente cinco amostras simples porárea totalizando 6 unidades experimentais. As coletas foram realizadas no período da manhã eo material foi levado ao Laboratório de Microbiologia, para processamento e análisemicrobiológica. As cinco amostras simples deram origem a uma amostra composta por área e porprofundidade, desta forma em meio de cultura a atividade microbiana foi avaliada em seisamostras [fator 1 profundidade - duas, fator 2 – tipo de uso do solo - três]. 9
  25. 25. 4.1. Coleta do solo Utilizou-se um trado tipo caneco para coletar o solo, um balde onde as amostras foramhomogeneizadas, peneira de malha de 2 mm para separar o solo dos matérias indesejáveiscomo, por exemplo, folhas e pedaços de galhos das árvores e um saco plástico identificandoas amostras. Em cada área foram marcados cinco pontos aleatórios com o auxilio do GPS ondeforam realizadas as coletas dos solos, constituindo uma amostra composta, colocadas emsacos plásticos identificados, conforme representado na (Figura 2). As coletas dos solos foramna profundidade de 0-20 e 20-40 cm, nas três áreas consideradas anteriormente. No processamento microbiológico foi utilizada a técnica de diluição em série eriscagem em placas de Petri e posterior quantificação da atividade microbiológica em cadaamostra.Figura 2. Mapa aéreo da área de estudo onde foram realizadas as coletas das amostras de solo da área de mata (M) nos seguintes pontos M01 (17°29’36’’S e 48°12’32’’O), M02 (17°29’35’’S e 48°12’35’’O), M03 (17°29’37’’S e 48°12’35’’O), M04 (17°29’38’’S e 48°12’35’’O), M05 (17°29’40’’S e 48°12’35’’O), na área de pastagem (P) nos pontos P01(17°29’32’’S e 48°12’37’’O), P02 (17°29’33’’S e 48°12’40’’O), P03 (17°29’32’’S e 48°12’46’’O), P04 (17°29’35’’S e 48°12’50’’O) e P05 (17°29’42’’S e 48°12’46’’O) e por último na área de cultivo irrigado (C) C01 (17°29’41’’S e 48°12’56’’O), C02 (17°29’44’’S e 48°12’59’’O), C03 (17°29’44’’S e 48°13’01’’O), C04 (17°29’35’’S e 48°13’02’’O) e C05 (17°29’35’’S e 48°12’56’’O). 10
  26. 26. 4.2. Análise microbiológica utilizando técnica de diluição em série As amostras de solo de cada área foram homogeneizadas, retirando-se de cada umadelas 1 g de material. As subamostras foram acrescidas a um volume de solução salina deNaCl [0,85 %] esterilizada na proporção de 1:10 (solo: solução salina). Após a agitação,foram feitas diluições sucessivas até 10-5, resultando nas concentrações de 10-2 até 10-5 paracada uma dos seis tratamentos (M 0-20 cm, M 20-40 cm, P 0-20 cm, P 20-40 cm, C 0-20 cm,C 20-40 cm). Os seis tratamentos foram inoculados em meio de cultura batata-dextrose-ágar (BDA)em três placas contendo BDA com antibiótico e três placas contendo BDA com fungicida,em quatro diluições [10-2, 10-3, 10-4 e 10-5] totalizando 144 unidades experimentais. Foi feito um ensaio adicionando fungicida Opera e o antibiótico Tetraci ao meio decultura (BDA). Foram realizadas diluições sucessivas do antibiótico e do fungicida, foramanalisadas as diluições de 10-2 até 10-4, logo após foi adicionado 0,1 mL de cada diluição aomeio de cultura (BDA). Em seguida foi retirado 1 g de solo e diluída em 9 ml de soluçãosalina, desta diluição retirou-se 0,1 ml do solo diluído na concentração de 10-2 e foi transferidopara as placas de Petri com meio de cultura (BDA) contendo as respectivas diluições doantibiótico e do fungicida, foram feitas três repetições para cada diluição. Assim, foiacrescentado 0,25 mL fungicida Opera® (epoxiconazol + piraclostrobina) em 250 mL de meiopara inibição do crescimento de fungos e 0,025 mL do antibiótico tetraciclina (cloridrato detetraciclina) para inibição do crescimento de bactérias. Durante o semeio foi depositado a alíquota de 0,1 mL das diluições de 10 -2 a 10-5 dosolo no centro do meio BDA em placas de Petri e espalhadas com a alça de Drigalski. Asplacas contendo antibiótico foram incubadas em por um período de seis dias a umatemperatura de 25°C (indução ao crescimento de fungos) e as placas contendo fungicidaforam encubada por dois dias a temperatura de 35°C (indução ao crescimento de bactérias),logo após foi avaliado o número de Unidades Formadoras de colônias (cfc ou ufc). O cálculoda UFC foi realizado da seguinte maneira: número de colônias na placa vezes o índice dediluição da amostra = número de bactérias/mL (Por exemplo, considerando-se que a placa querecebeu a diluição de 1/10.000 contém 32 colônias, pode-se estimar que existem 32 X 10.000= 320.000 bactérias/mL da amostra ou 3,2 X 105. Das placas de Petri foram coletados com auxilio da alça de platina 24 isoladosbacterianos e utilizando o recorte de discos de micélio 24 isolados fúngicos de cada áreas 11
  27. 27. analisada foram coletados, totalizando 72 colônias microbianas. Os isolados inicialmenteforam conservados em microtubos contendo água destilada e esterilizada. Após a coleção montada e devidamente depositada na coleção micológica dereferência os isolados foram repicados em meio BDA (sem inibidor) para realização dosseguintes testes de caracterização: a) isolados bacterianos - testes de gram (KOH), catalase(H2O2 [3%]), crescimento aeróbio a 10°C, 35°C e 50°C, e produção de pectinase; isoladosfúngicos – identificação em lâminas semipermanentes.4.3. Análise química do solo As amostras de solo das camadas de 0-20 e 20-40 cm foram obtidas a partir de 5amostras simples por área de uso, resultando em seis amostras compostas que foram enviadaspara laboratório particular de análise de solo ( 2 profundidades e 3 tipos de uso do solo).4.4. Análise estatística Sobre os valores de unidades formadoras de colônias (UFC) utilizando procedimentosestatísticos do programa SAS for windows versão 9.0, foi realizado análise de variânciaANOVA utilizando procedimento fatorial, sendo verificado a rejeição ou não rejeição dahipótese de nulidade dos seguintes fatores: Tipos de uso do solo (TUS); Tipo de inibição (TI);Tipos de diluições (TD); Profundidade de coleta (PC); TD * PC; TI*TD; TUS*TD; TI*PC;TUS*PC; TUS*TI; TI*TD*PC; TUS*TD*PC; TUS*TI*TD; TUS*TI*PC; TUS*TI*TD*PC.Foi utilizado o teste Tukey para comparação das médias (P~0,05). Os índices de diversidade de Shannon, dominância de Simpson, riqueza de espécies ea cobertura de amostra estimada foram calculadas utilizando o programa SPADE (CHAO &SHEN, 2003). Equitabilidade de Pielou foi obtida de acordo com metodologia deMAGURRAN (1988). Sob os índices de diversidade foi realizada análise de variância(ANOVA) e as médias foram comparadas por meio do teste de Tukey. A relação entre os atributos químicos e biológicos foi feita por meio de Análise deComponentes Principais (ACP), utilizando o programa estatístico “CANOCO for Windows”. Os dados de UFC das amostras de solo das duas profundidades foram ordenados emuma Análise de Componentes Principais (ACP) utilizando-se os atributos químicos do solopara associação. 12
  28. 28. 5. RESULTADOS E DISCUSSÃO5.1 Análise de propriedades químicas e físicas do solo Nos três tipos de uso de solo a área de solo da pastagem apresentou maior teor deargila do que nos usos de solo de mata e cultivo, contudo nas três áreas analisadas apresentamtextura argilosa (Tabela 1). Os solos argilosos devido maiores atividade de cargas elétricas,maior capacidade de reter nutrientes, poderá suportar uma maior atividade microbiológica. Afonte de carbono para alimentação de microrganismos advém da decomposição e deposiçãoda matéria orgânica.Tabela 1. Análise física do solo em três áreas diferentes, entre elas pastagem (P), mata (M) e cultivo (C) em duas profundidades diferentes (0-20 e 20-40 cm). Análise textural Áreas de g/kg % coleta do solo Argila Silte Areia Argila Silte Areia ClassificaçãoP 0-20 cm 510,0 160,0 330,0 51,0 16,0 33,0 ArgilosaP 20-40 cm 520,0 170,0 310,0 52,0 17,0 31,0 ArgilosaM 0-20 cm 450,0 170,0 380,0 45,0 17,0 38,0 ArgilosaM 20-40 cm 470,0 190,0 340,0 47,0 19,0 34,0 ArgilosaC 0-20 cm 440,0 190,0 370,0 44,0 19,0 37,0 ArgilosaC 20-40 cm 460,0 170,0 370,0 46,0 17,0 37,0 Argilosa A quantidade de potássio (K+) na profundidade de 0-20 cm nos solos cultivadosapresentou supremacia perante as demais amostras coletadas (Tab. 2), provavelmente devidoadição de adubo e decomposição de material vegetal. Evento semelhante ocorreu também naprofundidade de 0-20 cm em área de mata de exploração antrópica (Tab. 2), possivelmentedevido ao depósito de matéria orgânica proveniente da serapilheira e/ou decomposição defolhetos, gravetos na superfície do solo. O alumínio não ocorreu nas duas profundidades dos solos cultivados em pivô central(Tab. 2), este se trata de elemento químico tóxico para a planta e que prejudica a absorção deoutros elementos minerais essenciais para a atividade microbiana nos perfis de solo.Provavelmente a correção do solo com calcário está tendo atividade no solo analisado. Considerando que a matéria orgânica (Tab. 2) é um ativador indispensável paramanutenção da vida e atividade microbiana, em todas as profundidades e tipos de uso do soloas quantidades variaram de (1,6-2,8%). 13
  29. 29. Tabela 2. Parâmetros da análise química do solo na pastagem (P), mata (M) e cultivo (C) em nas profundidades de 0-20 e 20-40 cm.Áreas de coleta pH cmol c /dm³ (meq/100mL) mg/dm³ (ppm) % g/dm³ do solo CaCl2 Ca+Mg Ca Mg Al H+Al K K P Mehlich MO MOP 0-20 cm 4,70 2,00 1,40 0,60 0,20 4,20 0,13 50,00 1,20 2,50 24,90P 20-40 cm 4,60 1,50 1,20 0,30 0,30 3,90 0,07 26,00 0,70 2,00 20,20M 0-20 cm 4,40 1,70 1,20 0,50 0,40 5,30 0,21 83,00 0,90 2,80 27,80M 20-40 cm 4,30 1,10 0,80 0,30 0,60 5,10 0,14 54,00 0,40 2,10 21,20C 0-20 cm 5,20 3,20 2,50 0,70 0,00 3,30 0,24 92,00 0,60 2,00 20,30C 20-40 cm 5,10 2,60 2,10 0,50 0,00 3,00 0,12 48,00 0,40 1,60 15,60 Provavelmente a adubação realizada para implantação dos sistemas de cultivo no soloC estão repercutindo na elevação da saturação de bases nos solos analisados nas duasprofundidades (Tab. 3).Tabela 3. Continuação da listagem dos parâmetros da análise química do solo na pastagem (P), mata (M) e cultivo (C) em nas profundidades de 0-20 e 20-40 cm.Áreas de coleta Dados complementares do solo CTC Sat. Bases Sat. Al Ca/Mg Ca/k Mg/K Ca/CTC Mg/CTC K/CTC H+Al/CTCP 0-20 cm 6,30 33,60 8,60 2,3/1 10,9/1 4,7/1 22,10 9,50 2,00 66,40P 20-40 cm 5,50 28,70 16,10 4,/1 18,/1 4,5/1 22,00 5,50 1,20 71,30M 0-20 cm 7,20 26,50 17,30 2,4/1 5,7/1 2,4/1 16,60 6,90 2,90 73,50M 20-40 cm 6,30 19,50 32,60 2,7/1 5,8/1 2,2/1 12,60 4,70 2,20 80,50C 0-20 cm 6,70 51,00 0,00 3,6/1 10,6/1 3,/1 37,10 10,40 3,50 49,00C 20-40 cm 5,70 47,60 0,00 4,2/1 17,1/1 4,1/1 36,70 8,70 2,10 52,40 Nas profundidades de 0-20 cm os solos analisados tendem a serem mais básicos. Estessolos analisados são preliminarmente ácidos, favorecendo assim um ecossistema favorável aodesenvolvimento de fungos conforme apontado por (Cardoso et al., 1992).5.2 Efeito inibitório de indicadores de crescimento As placas contendo fungicida foram incubadas a uma temperatura de 35 °C e ascontendo antibiótico foram incubadas a uma temperatura de 25°C, por um período de 48horas. Passado às 48 horas foi feito a contagem do número de unidades formadoras decolônias (UFC) de fungos e bactérias avaliando em qual das concentrações de antibiótico efungicida foi obtido melhores resultados, constatando que para o fungicida a melhorconcentração foi de 10-4 e para o antibiótico foi de 10-3, conforme a Tabela 4. 14
  30. 30. Tabela 4. Teste preliminar para verificação do efeito inibitório de fungicida e antibióticos diluídos nas concentrações de 10-2, 10-3 e 10-4 e controle sem aplicação de fungicida e antibiótico. Diluições fungicida antibiótico do solo fungos bactérias fungos bactérias -2 10 0,00 19,32 70,00 0,00 -3 10 0,00 60,23 30,00 13,64 -4 10 10,00 68,18 0,00 57,95 controle 100% 100% 100% 100%5.3 Quantificação de propágulos microbianos em diferentes profundidades e usos do solo Nos isolamentos contendo inibidores de crescimento fúngico, a área que apresentou omaior número de UFC foi a área de mata, logo após a área de pastagem e em seguida a decultivo (Tab. 5). Analisando os valores brutos, foi observado que em ambas as áreas nasprofundidades de 0-20 cm apresentaram um maior número de UFC em relação à profundidadede 20-40 cm (Tab. 5).Tabela 5. Número de unidades formadoras de colônia (UFC) por grama de solo desenvolvidas em meio de cultura contendo fungicida, plaqueados em diferentes diluições da amostra de solo, em diferentes profundidades (Prof.) de coleta em diferentes áreas de de uso na cidade de Urutaí, GO. Unidades Formadora de Colônias (UFC)Diluições Prof. Área de Mata Área de Pastagem Área de Cultivo do solo I II III I II III I II III 5 5 5 5 5 5 5 5 5 -2 0-20 2.10 1.10 2. 10 1. 10 1.10 1.10 1. 10 1. 10 1.10 10 4 4 4 4 3 4 4 3 4 20-40 7.10 8.10 5. 10 5. 10 1. 10 4.10 3. 10 1. 10 3. 10 -5 5 5 5 5 5 5 -5 5 -3 0-20 3.10 2. 10 4. 10 1. 10 1. 10 2. 10 1. 10 1. 10 1. 10 10 -5 4 4 5 4 20-40 3.105 7.104 1. 10 8. 10 7. 10 1. 10 9. 10 0 0 4 4 4 4 4 4 4 4 -4 0-20 8. 10 5. 10 6. 10 3. 10 3. 10 1. 10 0 3. 10 2. 10 10 5 5 -5 5 5 20-40 4. 10 3. 10 2. 10 1. 10 0 0 1. 10 0 0 6 6 -5 0-20 1.106 1. 10 1. 10 0 0 0 0 0 0 10 6 20-40 0 0 0 1. 10 0 0 0 0 0 Nos isolamentos contendo inibidores de crescimento bacteriano e fúngico forameficazes para isolamento diferenciado de fungos e bactérias. E ainda, nos tratamentoscontendo inibidores de crescimento bacteriano a área que obteve maior número de UFC foi ade mata, logo após a de pastagem e cultivo. Pode-se observar também que nas profundidadesde 0-20 cm o número de UFC foi maior do que nas profundidades de 20-40 cm em todas asdiluições (Tab. 6). 15
  31. 31. Tabela 6. Número de unidades formadoras de colônia (UFC) por grama de solo desenvolvidas em meio de cultura contendo antibióticos, plaqueados em diferentes diluições da amostra de solo, em diferentes profundidades (Prof.) de coleta em diferentes áreas de de uso na cidade de Urutaí, GO. Unidades Formadora de Colônias (UFC)Diluições Prof. Área de Mata Área de Pastagem Área de Cultivo do solo I II III I II III I II III 4 4 4 4 4 4 4 4 4 -2 0-20 8.10 6. 10 5. 10 5. 10 5. 10 4. 10 5. 10 5. 10 4. 10 10 4 4 4 4 4 4 4 4 4 20-40 3. 10 7. 10 5. 10 5. 10 4. 10 3. 10 1. 10 2. 10 4. 10 5 5 5 5 5 5 5 5 5 -3 0-20 2.10 1. 10 3. 10 3. 10 4. 10 5. 10 2. 10 3. 10 4. 10 10 5 5 5 5 5 5 5 5 20-40 2. 10 1. 10 1.105 1. 10 1. 10 1. 10 3. 10 1. 10 1. 10 5 5 5 5 5 5 6 5 6 -4 0-20 2. 10 3. 10 8. 10 2. 10 1. 10 2. 10 1. 10 7. 10 1. 10 10 5 5 5 5 5 5 5 20-40 0 5. 10 4. 10 0 1. 10 3. 10 3. 10 3. 10 3. 10 6 6 6 6 6 6 6 -5 0-20 1. 10 5. 10 1. 10 0 1. 10 0 1. 10 1. 10 4. 10 10 6 6 6 6 6 6 6 6 20-40 1. 10 1. 10 1. 10 0 1. 10 1. 10 1. 10 1. 10 2. 10 A partir dos resultados brutos apresentados nas tabelas 5 e 6 efetuou-se o teste dehipótese para verificar a rejeição ou não da hipótese de nulidade (Tab.7). Os valores Fresultantes da ANOVA auxiliam na determinação da rejeição ou não da hipótese de nulidade. A hipótese de nulidade foi rejeitada (P~0,01) para os fatores tipos de uso do solo, tiposde inibição, tipos de diluições, profundidade de coleta, interações entre tipo de inibição versustipo de diluição, interações do tipo de uso do solo versus tipo de inibição para variáveldependente UFC (g solo/mL) (Tab. 7). Ou seja existe diferença significativa entre ostratamentos pertencentes a esses fatores havendo a necessidade de realização do teste decomparação de médias presente nas Figs. 3, 4, 5, 6. 16
  32. 32. Tabela 7. Valor F resultante da analise de variância (ANOVA) das unidades formadoras de colônias transformadas (UFC) demonstrando efeito dos fatores e de suas interações. Fatores analisados Valor F* Tipos de uso do solo (TUS) 7,97** Tipo de inibição (TI) 45,43** Tipos de diluições (TD) 9,13** Profundidade de coleta (PC) 9,65** TD * PC 0,65ns TI*TD 14,55** TUS*TD 1,99ns TI*PC 2,30ns TUS*PC 0,94ns TUS*TI 9,65** TI*TD*PC 0,86ns TUS*TD*PC 3,53 ns TUS*TI*TD 1,95ns TUS*TI*PC 0,21ns TUS*TI*TD*PC 1,96ns CV 25,6 Variável dependente transformada por log2 (x+10). 17
  33. 33. Foi verificada diferença significativa do número de UFC por grama de solo deamostras coletadas em área de mata, diferindo estatisticamente das áreas de pastagem ecultivo em pivô que foram estatisticamente iguais. Segundo Fonseca (1984) em solos sob mata, as perdas de nutrientes do ecossistemasão menores em relação àquelas sob campo, em consequência da maior diversidade florística,da melhor cobertura do solo, a vegetação do ecossistema mata induz maiores modificações nosolo aumento do teor de teor de matéria orgânica e consequente aumento do número demicrorganismos. O maior número de UFC ocorreu em áreas de mata (Fig. 3).Figura 3. Médias das unidades formadoras de colônias (UFC) transformadas [log 2(x+10)] nas áreas de uso de solos de cultivos, pastagens e mata. 18
  34. 34. O uso de inibidores nas diluições dos solos permite uma seleção de propágulos defungos e bactérias de forma diferencial, permitindo que durante o processo de isolamentoreduza os efeitos de competição entre os tipos de populações. Preconizado por Silva (1997), a utilização de fungicida para inibir o crescimento defungos e antibiótico para inibir o crescimento de bactérias em meio de cultura BDA é umatécnica utilizada para se obter colônias puras. O uso de antibióticos promoveu menor efeito inibitório no surgimento de UFC,diferindo estatisticamente nos tratamentos em que se aplicou uma diluição de fungicida (Fig.4).Figura 4. Médias das unidades formadoras de colônias (UFC) transformadas [log2(x+10)] em meio de cultivo contendo fungicida e antibiótico. 19
  35. 35. Na coleta de dados em fatorial, as diluições do solo não apresentaram diferençassignificativas quanto ao número de UFC nas diluições do solo de 10 -2, 10-3 e 10-4, diferindoestatisticamente na diluição 10-5 do número de UFC das outras diluições (Fig. 5).Figura 5. Medias das unidades formadoras de colônias (UFC) transformadas [log2(x+10)] em diferentes diluições das frações do solo. 20
  36. 36. Na profundidade de 0-20 cm do perfil do solo apresentou maior UFC, diferindoestatisticamente da profundidade de 20-40 cm (Fig. 6), levando a considerar que a atividademicrobiana decresce com o aumento em profundidade do solo. De acordo com Miranda et al.(1997) a profundidade do solo intervêm no número de microrganismos encontrados; nasuperfície do solo é onde se encontra o maior número de microrganismos em atividade.Figura 6. Médias das unidades formadoras de colônias (UFC) transformadas [log2(x+10)] em diferentes profundidades de coletas do solo.5.4. Caracterização das populações bacterianas em diferentes usos do solo A maioria das bactérias apresentou coloração creme, com exceção de uma da área decultivo (Tab. 8). Em relação ao tamanho das colônias 41 % apresentaram colônias maiores que 5 mm e59 % apresentaram colônias menores que 5 mm (Tab. 8). Maias de 90 % das colônias tiveram a formação isolada, apenas 9 % não tiveram aformação de colônia isolada (Tab. 8). Setenta e oito % das bactérias foram identificadas como sendo gram positivas e 22 %como sendo gram negativas (Tab. 8). No teste de catalase 75 % são positivas e 25 % negativas. Foi realizado o teste decrescimento aeróbio nas temperaturas de 10 °C, 35 °C e 50 °C, na temperatura de 35 °C foique as baterias tiveram melhor crescimento, nas temperaturas de 10 °C e 50 °C algumas 21
  37. 37. bactérias apresentaram um crescimento mas não significativo. No teste de pectinase 39% dasbactérias deram positivas e 61 % negativas (Tab. 8). A identificação de bactérias é baseada na submissão de testes bioquímicos paraidentificação dos táxons, através destes testes apresentados podemos caracterizar os isoladosbacterianos nas diferentes formas de uso do solo e verificar sua similaridade quanto aocritérios apresentados. Com base nestas informações não é possível identificar a nível degênero os táxons bacterianos isolados (Tab. 8). Uma visão geral dos isolamentos bacterianos pode ser observada na figura 7, tal como,o maior número de UFC foi observado nas menores diluições e nos diferentes ambientesanalisados (Fig. 8 ). Os isolados considerados discrepantes (maiores dissimilaridades perante a população)utilizando as características bioquímicas (Tab. 8) transformados em matriz binária tiveramcomo representantes isolados oriundos do campo de cultivo em pivô (C16, C17, C7, C4 e M3)e mata (M3) (Fig. 7). Também com base na similaridade de características bioquímicas dos isoladosbacterianos coletados nas diferentes áreas de uso do solo, transformados em matriz binária,agruparam-se em 72 % no grupo 1 (36:50), seguidas de 16 % no grupo 2 (8:50) e 12 % nogrupo 3 (12:50) (Tab. 9). 22
  38. 38. Tabela 8. Caracterização das bactérias isoladas do solo em três áreas diferentes cultivo, pastagem e mata. Isolado (I), (Cultivo=C, Pastagem= P, Mata=M), Colônia individualizada (CI), Teste Gram (TG), Catalase ( C), Teste de Pectinase (TP). Crescimento aeróbio Cód. Colônia > que Coloração CI TG C 10°C 35°C 50°C TP Isolado 5 mm M02 creme > + - + +- ++ -- - M03 creme > - + + -- ++ +- - M04 creme > + + + -- ++ -- + M05 creme > + - + +- ++ -- - M07 creme < + - + -- ++ -- + M08 creme < + + + +- ++ -- - M10 creme < + + + -- ++ -- + M13 creme < + + - -- -- -- - M14 creme > + - - -- ++ -- + M17 creme > + + + -+ ++ -- + M18 creme < + + + -- ++ -+ + M20 creme < + + + -- ++ -- + M21 creme < + - + -- ++ -- - M22 creme > + + + -- ++ -- - M23 creme < + + + -- ++ -- + M24 creme < + + - -- +- -+ - P 01 creme < + - + -- ++ -- - P 02 creme < + + + -- ++ -- - P 03 creme < + + + +- ++ -- + P 04 creme < + + - -- ++ -- - P 05 creme < + + + -- ++ -- - P 06 creme > + + + +- ++ -- - P 07 creme < + + + +- ++ -- + P 08 creme < + - + -- ++ -- + P 09 creme < + + - -- ++ -- + P 10 creme > + + + -- ++ -- + P 11 creme > + + + -- ++ -- + P 13 creme < + - - -- ++ -- - P 15 creme < + + + +- ++ -- - P 16 creme > + + - -- -- -- - P 17 creme < + + - -- -+ -- + P 18 creme < + + - -- -+ -- - P 20 creme < + - + -- ++ -+ - P 22 creme < + - + -+ ++ -- - P 23 creme > + + + -- ++ -- + C 01 creme > + + + +- ++ -- - C 02 creme > + + + +- ++ -- - C 04 creme > - + + +- ++ -- - C 07 creme > - + + -- ++ +- - C 11 creme > + + + +- ++ -- - C 12 creme < + + + -- ++ +- + C 14 creme < + - + +- ++ -- + C 15 creme > + + + -- ++ -- - C 16 translucida < + + + +- ++ -- + C 17 creme > - + + -- ++ +- - C 18 creme > + + + +- ++ -- - C 19 creme < + + - -- ++ +- - C 23 creme < + + - -- ++ -- - C 24 creme < + + - -- ++ +- - 23
  39. 39. Figura 7. Agrupamento dos isolados bacterianos coletados em diferentes uso do solo com base em caracterização por parâmetros bioquímicos utilizando aplicados a análise de agrupamento (“Cluster”) com medida de similaridade UPGMA. 24
  40. 40. Tabela 9. Classificação dos isolados bacterianos coletados em diferentes usos do solo em três grupos utilizando medida de similaridade UPGMA. Código dos Dis tância de v1 v2 v3 v4 v5 v6 v7 v8 v9 Agrupame nto is olados Similaridade C 01 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437 C 02 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437 C 04 0 0 0 1 1 1 2 0 0 1 1,3557 C 11 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437 C 14 0 1 1 0 1 1 2 0 1 1 1,1903 C 15 0 0 1 1 1 0 2 0 0 1 0,8560 C 16 1 1 1 1 1 1 2 0 1 1 1,3940 C 18 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437 C 23 0 1 1 1 0 0 2 0 0 1 1,2122 P 01 0 1 1 0 1 0 2 0 0 1 1,0741 P 02 0 1 1 1 1 0 2 0 0 1 0,8560 P 03 0 1 1 1 1 1 2 0 1 1 0,9979 P 04 0 1 1 1 0 0 2 0 0 1 1,2122 P 05 0 1 1 1 1 0 2 0 0 1 0,8560 P 06 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437 P 07 0 1 1 1 1 1 2 0 1 1 0,9979 P 08 0 1 1 0 1 0 2 0 1 1 1,1221 P 09 0 1 1 1 0 0 2 0 1 1 1,2549 P 10 0 0 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154 P 11 0 0 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154 P 13 0 1 1 0 0 0 2 0 0 1 1,3750 P 15 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437 P 22 0 0 1 0 1 1 2 0 0 1 1,1453 P 23 0 1 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154 M02 0 1 1 0 1 1 2 0 0 1 1,1453 M04 0 1 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154 M05 0 1 1 0 1 1 2 0 0 1 1,1453 M07 0 0 1 0 1 0 2 0 1 1 1,1221 M08 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437 M10 0 0 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154 M14 0 1 1 0 0 0 2 0 1 1 1,4127 M17 0 1 1 1 1 1 2 0 1 1 0,9979 M20 0 0 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154 M21 0 0 1 0 1 0 2 0 0 1 1,0741 M22 0 1 1 1 1 0 2 0 0 1 0,8560 M23 0 0 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154 C 03 0 0 1 1 1 0 0 0 0 2 1,0138 P 16 0 1 1 1 0 0 0 0 0 2 1,0138 P 17 0 0 1 1 0 0 1 0 1 2 1,0138 P 18 0 0 1 1 0 0 1 0 0 2 0,6009 M13 0 0 1 1 0 0 0 0 0 2 0,6009 M24 0 0 1 1 0 0 1 1 0 2 1,0138 C 07 0 0 0 1 1 0 2 1 0 3 0,9280 C 12 0 1 1 1 1 0 2 1 1 3 1,0929 C 17 0 0 0 1 1 0 2 1 0 3 0,9280 C 19 0 1 1 1 0 0 2 1 0 3 0,9280 C 24 0 1 1 1 0 0 2 1 0 3 0,9280 P 20 0 0 1 0 1 0 2 1 0 3 1,3642 M03 0 1 0 1 1 0 2 2 0 3 1,0929 M18 0 0 1 1 1 0 2 1 1 3 1,2360Legenda: v1=coloração, v2= colônia > que 5 mm, v3=colônia individualizada, v4=teste gram,v5=catalase, v6=crescimento aeróbio a 10°C, v7=crescimento aeróbio a 35°C,v8=crescimento aeróbio a 50°C, v9=teste de pectinase. 25
  41. 41. A B C D E F GFigura 8. Unidades Formadoras de Colônias (UFC) de bactérias das áreas de mata, pastagem e cultivo. A. visão geral do experimento, B. Mata 0-20 cm, C. Mata 20-40 cm, D. Pastagem 0-20 cm, E. 20-40 cm, F. Cultivo: 0-20 cm, G. Cultivo 20-40 cm. 26
  42. 42. 5.5 Caracterização das populações fúngicas em diferentes usos do solo. Houve uma variação na coloração micelial dos isolados fúngicos, tendo sidoobservado a coloração branca, cinza, verde, violeta, rosa, creme entre outras cores na frente everso da placa (Tab. 9). Alguns isolados fúngicos podem ser identificados seguindo aspectos visuais da culturacomo: isolados pertencente ao gênero Trichoderma sp. apresentavam colorações brancas everde flocosas típicas (Fig. 11I, 13C, 13J); isolados de Penicillium sp. apresentavamcolorações verdes musgo intenso e de coloração homogênea e nao abundante (Fig. 12L, 12D);isolados de Mucor sp. apresentaram micélio abundante, creme a acinzentado (Fig. 11K, 11E).O gênero Fusarium sp. apresenta coloração vermelho arroxeado me meio de cultura BDA(Fig. 10B). Onze % das colônias apresentaram presença de muco e 89 % ausência (Tab. 9). Em relação ao micélio do fungo 20 % apresentou micélio elevado (característica defungos pertencentes ao gênero Mucor sp. e Rhizopus sp.) e 80 % intermediário (Tab. 9). Trinta e sete % das colônias fúngicas apresentaram a borda lisa, 30 % borda onduladae 33 % borda intermediária (Tab. 9). Apenas 24% dos fungos completou a placa, 7 % tiveram a presença de esporos e 6 %teve mudança na coloração do meio (Tab. 9). Uma visão geral dos isolamentos fúngicos pode ser observada na figura 7, tal como, omaior número de ufc foi observado nas menores diluições e nos diferentes ambientesanalisados (Fig. 10 e Tab.9). Dentre os táxons identificados preliminarmente o gênero Penicillium sp. foi o fungomais frequente em todos os tipos de uso do solo (Fig. 14). Maiores estudos são necessáriospara identificação dos demais isolados, pois em sua grande maioria são pouco conhecidos ounão produziram durante as avaliações estruturas sexuais de reprodução. Para os casos em queo isolado possuía as estruturas morfológicas há necessidade há necessidade de estudos maisprofundos de morfometria e morfologia associados a chaves dicotômicas de classificação paraverificação da identidade do gênero e de espécies. Os isolados coletados na área de mata M5, M1, M23, M18, M15, apresentaramdiscrepância de similaridade perante os demais (“outgroups”), utilizando medidas decaracterização morfocultural (Fig. 9). Também com base na similaridade de características morfoculturais dos isoladosfúngicos coletados nas diferentes áreas de uso do solo, transformados em matriz binária, 27
  43. 43. agruparam-se em 58 % no grupo 1 (40:69), seguidas de 27 % no grupo 2 (19:69) e 15 % nogrupo 3 (10:50) (Tab. 10). 28
  44. 44. Tabela 10. Caracterização dos isolados fúngicos de três áreas (mata, pastagem e cultivo). Isolado (I), (Mata=M, Pastagem=P, Cultivo=C), Coloração Frente (CF), Coloração Verso (CV), Presença de Mucor (PM), Micélio (M), (Intermediário= I, Elevado= E), Circunscrição (C), Borda (B), ( Lisa= L, Ondulada=O, Irregular= I), completou a Placa (CP),Esporos (E), Mudança na coloração do Meio (MCM), presença de escleródio (PE). Cód. Coloração frente Coloração verso PM M C B CP E MCM PE Isolado M01 creme caramelo - I + I - - + - M02 cinza creme - I - L - - - - M03 cinza/branco creme + I - O - - - + M04 cinza / branco creme + I - I - - - + M05 verde claro/escuro creme + E - O - + - - M06 branca creme - E - I - - - - M07 creme creme - I - I - - - - M08 cinza cinza - I - L - - - - M09 laranja brilhante amarela + I + L - - - + M10 verde mus go creme - I - L - + - - M11 cinza cinza - E - I + - - - M12 cinza branco/cinza - E - O + - - - M13 cinza cinza - E - L + - - - M14 branco/verde branco - I - L - + - - M15 branco/creme cas tanho - I - O - - + - M16 branco/cinza negro - I - L - - - - M17 cinza branco/cinza - E - L + - - - M18 creme laranja - I - I - - + - M19 cinza claro cinza escuro - I - I - - - - M20 branca creme - I + L - - - - M21 branca creme - I - L - - - - M22 verde oliva negro - I - L - + - - M23 maron claro negro - I + L - - + - M24 amarelo claro creme - I + L - + - + P 01 rosa claro rosa escuro - I - O - - - - P 02 rosa claro rosa escuro + I + I - - - + P 03 bege amarelo - I + I - - - + P 04 bege bege escuro + I + I - - - + P 05 rosa claro rosa escuro + I + I - - - + P 06 cinza creme - E - I + - - - P 07 cinza creme - E - I + - - - P 08 marrom claro marrom es curo - I - L - - - - P 09 amarelo claro amarelo escuro - I - O - - - - P 10 creme branco - E - O - - - - P 11 branco creme - I - O - - - + P 12 branco creme - I - I + - - - P 13 branco creme - I + I - - - - P 14 rosa claro rosa escuro - I + I - - - - P 15 bege creme - I + I - - - - P 16 rosa rosa escuro - I - I - - - + P 17 bege creme - I - L + - - - P 18 marrom claro marrom es curo - I + O - - - - P 19 branco creme - I - I - - - - P 20 branco creme - I - O - - - - P 21 cinza creme - I - I - - - - P 22 cinza creme - I + I - - - + P 23 rosa claro creme - I - I - - - - P 24 branco creme + I + I - - - + C 01 creme creme - E - O + - - - C 02 branco creme - I - O + - - - C 03 verde claro creme - E - O + - - - C 04 branco/rosa creme/rosa - I - O + - - - C 05 verde claro/es curo cinza - I + L + - - - C 06 cinza/branco creme - E - L + - - - C 07 verde claro/es curo cinza claro - I + L + - - - C 08 creme amarelo - I - L - - - - C 09 branco/amarelo creme - I - L + - - - C 10 cinza verde es curo - I - L - - - - C 11 cinza es curo negro - I - O - - - - C 12 amarelo creme - I - O - - - - C 13 preto/laranja creme - I - L - - - - C 14 verde es curo cinza amarelo - I + L + - - - C 16 creme amarelo - I - I - - - - C 17 cinza/branco creme - I - O - - - + C 18 cinza claro creme - E - O - - - - C 19 salmão/branco marrom claro - E - L - - - + C 20 verde es curo negro - I - O - - - - C 21 cinza/branco creme - I - O - - - - C 22 cinza cinza escuro - I - O - - - - C 23 branco/cinza cinza - I - L - - - - C 24 creme creme - I - L - - - - 29
  45. 45. Figura 9. Agrupamento dos isolados bacterianos coletados em diferentes uso do solo com base em caracterização por parâmetros bioquímicos utilizando aplicados a análise de agrupamento (“Cluster”) com medida de similaridade UPGMA. 30

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