Manejo de roedores e serpentes criados em biotério

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Manejo de roedores e serpentes criados em biotério

  1. 1. FUNDAÇÃO UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO DO SUL FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA CURSO DE ZOOTECNIA EDDIE ALLEN DE MEDEIROS PINTO RELATÓRIO DE ESTÁGIO SUPERVISIONADO IV“MANEJO DE ROEDORES E SERPENTES CRIADOS EM BIOTÉRIO” CAMPO GRANDE - MS 2010
  2. 2. i FUNDAÇÃO UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO DO SUL FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA CURSO DE ZOOTECNIA EDDIE ALLEN DE MEDEIROS PINTO RELATÓRIO DE ESTÁGIO SUPERVISIONADO IV“MANEJO DE ROEDORES E SERPENTES CRIADOS EM BIOTÉRIO” Relatório de estágio apresentado como avaliação parcial da disciplina de Estágio Supervisionado IV, do Curso de Zootecnia, da Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia Prof. Haroldo Sampaio Ribeiro da Universidade Federal de Mato Grosso do Sul. Orientador: Prof. Dr. Alfredo Sampaio Carrijo CAMPO GRANDE - MS 2010
  3. 3. ii AGRADECIMENTOS Agradeço à minha supervisora de estágio Paula Helena Santa Rita,coordenadora do biotério da Universidade Católica Dom Bosco (UCDB), pelaoportunidade, e a todos os colegas de estágio (William, Rôa, Carol, Bruna, Kamilla,Gisele, Leonardo, Marry, Herbert, Lucas, Andrew, Vinícius, Paulino e Carreirinha), pelocompanheirismo. Agradeço aos meus colegas de faculdade, principalmente aqueles que estiveramao meu lado todo o tempo (Kamila, Heber, Juliana, Ricardo, Cristiano). Sinto orgulho detê-los como companheiros de profissão e espero sempre poder contar com suaamizade. Ao meu orientador Alfredo Sampaio Carrijo pelo apoio, respeito eprofissionalismo. Gostaria de demonstrar toda a minha admiração por ele, pois foi umadas principais influências na minha formação acadêmica. A todos os profissionais quefazem parte do curso, dos quais gostaria de fazer um agradecimento especial aosprofessores: Celso, Estefânia, Charles e Maria da Graça pela dedicação que tiveram naminha formação, demonstrando paixão pelo seu trabalho. Aos meus pais (Edson e Conceição), minha irmã (Bárbara) pela confiança quedepositam em mim, por todo o incentivo e pela educação que me deram. Vocês são omeu principal exemplo de vida. Obrigado por fazerem parte de mais uma conquista. “Agradeço todas as dificuldades que enfrentei; não fosse por elas, eu não teria saído dolugar. As facilidades nos impedem de caminhar. Mesmo as críticas nos auxiliam muito” (Chico Xavier)
  4. 4. iii SUMARIO1. INTRODUÇÃO............................................................................................................012. DESCRIÇÃO DO LOCAL...........................................................................................033. DESCRIÇÃO DAS ATIVIDADES................................................................................06 3.1. Roedores.........................................................................................................06 3.1.1. Manejo de Roedores......................................................................10 3.1.2. Área Suja (quarentena)..................................................................13 3.2. Serpentes........................................................................................................17 3.2.1. Manejo de Serpentes.....................................................................254. CON S ID ER AÇÕ ES F IN AIS..... ..... .... ...... ........ ... .... ....... ....... ... .305 . R E F E R Ê N C I A S B I B L I O G R ÁF I C A S . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3 1
  5. 5. iv LISTA DE FIGURASFigura 1 - Sala da área limpa........................................................................................04Figura 2 - Solar das jibóias-fêmea...............................................................................04Figura 3 - Sala das serpentes.......................................................................................04Figura 4 - Fosso dos jacarés e cágados.....................................................................05Figura 5 - Ratos Wistar.................................................................................................06Figura 6 - Camundongos Swiss...................................................................................07Figura 7 - Camundongos Black C-57...........................................................................07Figura 8 - Sexagem de camundongos por distancia ano-genital.............................09Figura 9 - Maravalha antes de ser peneirada..............................................................11Figura 10 - Caixas forradas com maravalha...............................................................11Figura 11 – Prateleira com camundogos “Convert-H”..............................................13Figura 12 - caixa com ração e barrilete de água.........................................................13Figura 13 - Cascavel (Caudisona durissa)..................................................................17Figura 14 - Jararaca caiçaca (Bothrops moojeni)......................................................17Figura 15 – Urutu-cruzeiro (Rhinocerophis alternatus).............................................17Figura 16 - Boca-de-sapo (Bothropoides neuwiedi)..................................................17Figura 17 – Localização da fosseta loreal...................................................................20Figura 18 – Dentição áglifa...........................................................................................23
  6. 6. vFigura 19 – Dentição opstóglifa...................................................................................23Figura 20 – Dentição proteróglifa................................................................................24Figura 21 – Dentição solenóglifa.................................................................................24Figura 22 – Sexadores..................................................................................................25Figura 23 – Esquema de sexagem...............................................................................26Figura 24 – Caixa de serpentes....................................................................................26Figura 25 – Tubo de acrílico.........................................................................................28Figura 26 – Contenção de serpentes...........................................................................29
  7. 7. vi LISTA DE TABELASQuadro 1 - Número de animais para cada tipo de caixa............................................10Quadro 2 - Níveis de garantia da ração utilizada........................................................12Quadro 3 - Quantidade necessária de ração e água animal/dia...............................12
  8. 8. 1. INTRODUÇÃO Bioterismo é um conjunto de técnicas de produção de animais em laboratóriopara fins de estudos científicos. Esses animais podem ser utilizados para ensino(pesquisas científicas/teses), exames rotineiros de laboratório, análise de produção defármacos e produção de produtos imunológicos. A instalação de um biotério de serpentes envolve a captura de animais nanatureza em diferentes regiões, custo elevado para a climatização dos ambientes demanutenção, técnicas de manejo adequadas e profissionais especializados. Contudo, aadaptação das serpentes ainda não é garantida. A criação e manutenção de serpentespode ser de três tipos: intensiva, semi-extensiva e extensiva. Embora a criaçãointensiva não seja a mais adequada quanto aos aspectos econômicos, é a maisindicada por permitir a manutenção de animais procedentes de climas diferenciadosatravés da climatização dos ambientes cativos. As serpentes peçonhentas dosgêneros Bothrops e Crotalus têm sido mantidas em cativeiro com sucesso, visando aextração de veneno para a produção de imunobiológicos. A alimentação destasespécies é basicamente constituída de roedores, permitindo assim, uma padronizaçãodas técnicas de manejo (Serapicos & Merusse, 2002). Animais de Laboratório definidos são aqueles criados e produzidos sobcondições ideais e mantidos em ambiente controlado, com conhecimento eacompanhamento microbiológico e genético seguros, obtidos por monitoração regular.Os chamados animais de laboratório convencionais podem satisfazer as exigências daexperimentação biológica, ao passo que os animais obtidos na natureza não assatisfazem, pois não são submetidos a nenhum tipo de controle (Andrade, Pinto &Oliveira, 2006). Há séculos os animais são utilizados pelo homem, seja na alimentação, na forçafísica ou na evolução da ciência na busca de novas terapias. Neste sentido, a melhoriase a padronização das condições de manutenção e de experimentação tornam-sefatores imprescindíveis para o controle dos resultados e o avanço das técnicasempregadas. As pesquisas científicas na área biológica do conhecimento contribuem
  9. 9. 2de forma irrefutável para o bem estar não só do homem como também dos animais.Porém, as informações necessárias para o avanço de determinadas pesquisas nãopodem ser obtidas somente pela observação e pelo registro daquilo que normalmenteacontece e, por isso, a experimentação científica é absolutamente necessária para queo ciclo do conhecimento se efetue (Politi et.al., 2008). Para os acadêmicos de zootecnia, a atuação em biotérios, principalmentenaqueles que trabalham com manejo de serpentes é algo um pouco fora da realidade,pois durante a jornada acadêmica, sua visão sobre a profissão é focada em animais deprodução que trazem benefícios diretos à comunidade, havendo sempre uma estreitarelação entre a área a ser trabalhada e o retorno econômico da mesma. Quando sepensa em animais de experimentação essa realidade torna-se um pouco maiscomplexa, ou seja, o aluno de zootecnia não consegue se identificar com esta atividadee talvez por isso haja um pouco de desinteresse por este campo. Um dos motivos por ter escolhido este estágio, foi a curiosidade de saber comoum profissional de zootecnia pode atuar nesta área, buscando ampliar essa visão queadquirimos durante os anos de faculdade. A visão de que os animais de produção sãoaqueles que produzem subprodutos que terão uso direto pelos consumidores,esquecendo que por trás disso, existe a área de experimentação que ajuda a construiro conhecimento não só da área zootécnica, mas principalmente da área biológica, queengloba a medicina, a biologia, a farmácia e as outras ramificações.
  10. 10. 32. DESCRIÇÃO DO LOCAL O estágio foi realizado no biotério, localizado nas dependências da UniversidadeCatólica Dom Bosco (UCDB), sob a supervisão da bióloga/médica veterinária PaulaHelena Santa Rita, no período de 16 de Agosto a 11 de Setembro de 2010,completando 160 horas de estágio, atuando no manejo geral de serpentes e roedores. A maioria dos estagiários atuantes no local são alunos do curso de biologia daUCDB, mas também havia um acadêmico do curso de farmácia e um acadêmico docurso de medicina veterinária. Geralmente as terças feiras ocorriam visitas deinstituições de ensino, principalmente escolas estaduais. Nessas visitas além deapresentar a estrutura do biotério, os estagiários também faziam uma abordagem geralsobre manejo de roedores e serpentes e as características de cada espécie. O biotério em questão conta com três solares, uma sala de cirurgia, doisdepósitos de materiais, uma sala de quarentena para os roedores, quatro salas da árealimpa (área de reprodução de roedores), dois banheiros com chuveiro (masculino efeminino), uma cozinha, duas salas com cobras peçonhentas, um laboratório paramanejo de toxinas, uma sala administrativa e um fosso. Nas salas da área limpa (figura 1) são mantidos os roedores que estão emreprodução, então há todo um cuidado com a biossegurança neste local, a fim de evitarcontaminações e diminuir o estresse aos quais estes animais são submetidos. Esta salapossui duas portas, uma delas fica dentro do corredor da área limpa, onde somente osestagiários responsáveis têm acesso. A outra porta fica no corredor de fora é atravésdele que as caixas sujas e os animais que serão destinados à pesquisa ou alimentaçãodas serpentes. Estas portas não possuíam maçaneta pela parte de fora, a fim de evitara entrada de pessoas não autorizadas.
  11. 11. 4 Figura 1 - Sala da área limpa Os solares são divididos da seguinte forma: dois solares para as jibóias(Boa constrictor), divididos em machos e fêmeas (Figura 3), e um para o jabuti-piranga(Geochelone carbonária). Havia uma sala somente com cascavéis, que fazem parte deum projeto da coordenadora Paula Helena Santa Rita, e outra sala com as serpentesdas quais o veneno é extraído (Figura 2). Nessa última haviam quatro espécies deserpentes peçonhentas: cascavel (Caudisona durissa*), jararaca caiçaca(Bothrops moojeni), urutu-cruzeiro (Rhinocerophis alternatus*) e boca-de-sapo(Bothropoides neuwiedi*). Figura 2 - Solar das jibóias-fêmea Figura 3 - Sala das serpentes* nova classificação taxonômica, 2010
  12. 12. 5 O biotério possui um fosso (Figura 4), onde há um tanque com água, no qualvivem dois jacarés-fêmea da espécie Caimam crocodilus yacare, conhecidos comojacaré do pantanal e também dois cágados-fêmea. As jibóias, o jabuti e os jacarés são utilizados somente para fins didáticos. Figura 4 - Fosso dos jacarés e cágados
  13. 13. 63. DESCRIÇÃO DAS ATIVIDADES3.1. Roedores O estágio teve início na área dos roedores, onde são utilizados ratos (Rattusnorvegicus) da linhagem Wistar (Figura 5) e camundongos (Mus musculus domesticus),das linhagens BALB/c, Swiss (Figura 6) e Black-C57 (Figura 7). Os roedores citados possuem corpo fusiforme e uma cauda que em muitasraças/linhagens pode chegar a medir mais em comprimento do que o próprio corpo.Tanto as patas anteriores como posteriores possuem cinco dedos, não possuemglândulas sudoríparas. Em ambientes quentes, procuram locais com sombras ou cavamtocas que costumam ser mais frias do que a superfície. Adaptam-se melhor ao frio.Também não possuem vesícula biliar. Figura 5 - Ratos Wistar O ciclo estral do rato tem a duração de 4-5 dias e o período de gestação seestende de 19 a 22 dias. Após o décimo dia já se pode observar o aumento de volumedo abdômen. A média de filhotes/parto é de oito, para o rato Wistar, mas podemosencontrar ninhadas com até 16 filhotes. Os filhotes de rato nascem desprovidos de pêlos, com exceção das vibrissas(responsáveis pelo tato), e com o corpo avermelhado; com olhos fechados, o pavilhãoauricular também fechado e aderido à cabeça e pesando de 4 a 6g.
  14. 14. 7 A pele dos ratos vai clareando ou escurecendo, de acordo com a coloração dalinhagem, e os pêlos começam a despontar por volta do 3º ao 4º dia de vida. Com setedias o corpo está totalmente recoberto de pêlos, as tetas são visíveis nas fêmeas e asorelhas já começam a se afastar da cabeça e a se abrirem. Por volta do 10º dia osanimais abrem os olhos. Aos 16 dias já começam a se alimentar independentemente edos 18 aos 24 dias já estão aptos ao desmame. Nessa idade, são sexados, geralmentepesados e separados. O peso varia de 35 a 45g e a sexagem é feita baseada nadistancia ano-genital, que no macho é bem maior do que nas fêmeas, alem davisualização da bolsa escrotal. A puberdade se dá aos 30 dias e a maturidade sexual,dos 50 aos 60 dias. Em geral, o acasalamento ocorre nesse período quando os machosjá pesam de 200g a 250g e as fêmeas, de 150g a 180g. Os animais permanecem emreprodução até os 9 meses de idade. Os machos podem atingir de 500g a 600g depeso e as fêmeas, de 200g a 400g (Andrade, et. al., 2006). O camundongo é o animal experimental de escolha em várias áreas por ser defácil criação e manipulação, ter uma reprodução rápida e apresentar uma grandediversidade genética. Foram criadas linhagens isogênicas, pelo cruzamento entreirmãos, durante, pelo menos, 20 gerações, o que deu origem a populações decamundongos geneticamente idênticos. Atualmente, existem mais de 400 linhagensisogênicas de camundongos disponíveis, cada uma contendo características genéticasdistintas (Soares et.al., 2001). Figura 6 - Camundongos Swiss Figura 7 - Camundongos Black C-57
  15. 15. 8 O ciclo estral dos camundongos tem duração de 4-5 dias e pode ser afetadopelas condições de alojamento do animal. Fêmeas alojadas em gaiolas, em regime desuperpopulação, sem a presença de machos, exibiram uma fase chamada anestro,caracterizada pela ausência de ciclos estrais. Quando expostas aos machos e seusferomônios começam a ciclar em 48 horas. A este fenômeno se dá o nome de Efeito deWhitten. Quando as fêmeas entram em gestação, se expostas a machos de outraslinhagens ou seus feromônios durante as primeiras 24 horas, ocorre uma reabsorção demais de 50% dos embriões. Esse fenômeno é conhecido como Efeito de Bruce. Operíodo de gestação vai de 19 a 21 dias; após o décimo dia, já se observa um aumentodo abdômen. A média de filhotes/parto é de 8-10 em linhagens outbred e em torno decinco filhotes/parto em linhagens inbred (Andrade, et. al., 2006). Os camundongos nascem desprovidos de pêlos, com exceção das vibrissas(pêlos táteis), com o corpo avermelhado, de olhos fechados, com pavilhão auricularfechado e aderido à cabeça e pesando, em média, 1g. Após o parto, a fêmeaamamenta a ninhada e pode-se visualizar o leite no estomago dos animais pelamancha branca nos seus abdomens. Se precisarmos fazer algum tipo de seleção aonascimento, esse é um fator importante, já que os animais que mamam, demonstrammaior habilidade para sobreviver. Sua pele vai clareando ou escurecendo de acordocom a coloração da linhagem, e os pêlos começam a aparecer por volta do 3º ou 4º dia.Com uma semana de idade seus corpos já estão totalmente recobertos de pêlos e astetas tornam-se visíveis nas fêmeas. As orelhas começam a se afastar da cabeça e ase abrir por volta do 3º dia de idade. Os filhotes abrem os olhos aos 10 dias de idade e com 15 dias já começam a sealimentar de sólidos (ração) que a mãe traz para o interior da gaiola. Estão aptos aodesmame se dá com 4 semanas de idade. No ato do desmame, são sexados,separados e pesados. O peso médio aos 21 dias situa-se, em torno de 10-12g, paracamundongos outbred e 8-10g, para camundongos inbred. A sexagem desses animais se baseia na distancia ano-genital e pelavisualização da bolsa escrotal, assim como descrito na Figura 8. A puberdade se dádos 30 aos 40 dias e a maturidade sexual por volta do 50-60 dias. O acasalamento,
  16. 16. 9geralmente ocorre nesse período e os animais costumam pesar em torno de 18-20g,para animais outbred e 15-18g, para animais inbred. Os animais permanecem emreprodução por mais ou menos um ano e podem atingir pesos de 40g para machosoutbred e 30-35g para fêmeas outbred. Os animais inbred atingem pesos menores edificilmente passam de 35g (Andrade, et. al., 2006). Figura 8 - Sexagem de camundongos por distancia ano-genital Sabe-se que os animais de laboratório conhecem o seu tratador pelo odor e seestressam menos quando manipulados por tratadores com quem já tenham tido contatoanterior. Também é comprovado que pessoas estranhas na sala de experimentaçãopodem resultar em um aumento de temperatura corpórea do animal por estresse. Essecuidado é de especial importância quando um experimento está sendo realizado(Animais de Laboratório – Biotério, 2010).* inbred – linhagem isogênica (obtida através de mais de 20 gerações de cruzamentosendogamicos, promovendo uma alta taxa de homozigoze)*outbred – linhagem heterogênica (linhagens feitas através do cruzamento deindivíduos pouco aparentados)
  17. 17. 10 É importante que se saiba qual o espaço necessário para cada espécie paraproporcionar melhor conforto aos animais, evitando principalmente problemascomportamentais. O Quadro 1 demonstra a quantidade máxima de animais por caixa,para os tipos de caixas mais utilizadas.Quadro 1 - Número de animais para cada tipo de caixa. Dimensões Número de animais Tipo de caixa C x L x A* Camundongo Rato jovem Rato adulto Pequena 30 x 20 x 13 5 - - Grande retangular 49 x 34 x 16 20 8 4 Grande quadrada 41 x 34 x 16 20 8 4*comprimento x largura x altura (cm)Fonte: Curso de Manipulação de Animais de Laboratório, FIOCRUZ, 2005.3.1.1 Manejo de roedores O primeiro procedimento realizado foi a preparação das caixas onde os animaissão mantidos, utilizando-se maravalha (Figura 9 e 10). Antes da maravalha seradicionada, ela deve ser peneirada para que seja retirado o pó, pois os animais sãosensíveis a este pó, podendo causar problemas respiratórios. Haviam três tipos decaixa, com tamanhos diferentes, divididas em pequenas, grande sem borda e grandecom borda que eram utilizadas levando em consideração a quantidade de animais quedeveriam ir para a caixa. Esses roedores são utilizados para alimentação dasserpentes, para pesquisa e para fornecimento a pesquisadores da UCDB e tambémpara outros profissionais de outras instituições de pesquisa.
  18. 18. 11 Figura 9 - Maravalha antes de ser peneirada Figura 10 - Caixas forradas com maravalha As caixas devem ser trocadas a cada dois dias, retirando-se os animais emovendo-os para caixas limpas e desinfetadas. As caixas utilizadas são separadas,depois se faz a raspagem para retirar a maravalha que está contaminada com fezes eurina dos roedores, sempre observando se não há nenhum animal morto no meio, nocaso de haver algum, este deve ser separado e colocado em um saco brancoreservado para lixo biológico e infectante. Após a raspagem, adiciona-se hipoclorito desódio nas caixas, onde fica agindo por 30 minutos com o objetivo de desinfetar omaterial. Após esse tempo, a caixa deve ser lavada com sabão neutro e depoisseparada para que haja a secagem desta para futura utilização. Os animais que saiam da área limpa eram transferidos para a área dequarentena, onde ficavam até serem destinados para a alimentação das serpentes,para encomendas ou para experimento. A sala de quarentena era manejada a cadadois dias, trocando-se as caixas de todos os roedores por caixas com maravalha limpa,desinfetando e limpando o chão, verificando a quantidade de água e ração. Paramanejar esta sala deveriam ser tomadas algumas medidas de segurança, estasmedidas ficavam afixadas na parede, assim como as tarefas a serem desenvolvidasneste recinto que serão explicadas no próximo tópico. Os roedores eram alimentados à vontade com um alimento completo para ratose camundongos, que consistia numa ração peletizada com 22% de Proteína bruta, 4%de extrato etéreo e 8% de fibra bruta à base de farelo de milho, farelo de soja e farelo
  19. 19. 12de trigo (Quadro 2). A ração era peneirada antes de ser fornecida aos roedores,separando-se somente os peletes maiores, pois os menores poderiam passar pelagrade e cair dentro da caixa, ao fazer essa separação diminui-se a probabilidade deque a ração caia dentro da caixa, seja contaminada pelas fezes e urinas e depoisingerida pelo animal. O quadro 3 mostra as quantidades de ração e água necessáriospara os animais/dia.Quadro 2 - Níveis de garantia da Ração utilizada. Níveis de Garantia Umidade (máx) 12,50% Proteína Bruta (min.) 22,00% Extrato Etéreo (min.) 4,00% Matéria Mineral (máx.) 10,00% Matéria Fibrosa (máx.) 8,00% Cálcio (máx.) 1,40% Fósforo (min.) 0,80%Quadro 3 - Quantidade necessária de ração e água animal/dia. Animal Ração(g) Água (ml) ADULTO Quantidade Consumo Quantidade Consumo Ingerida (Ingerida + Desperdício) Ingerida (Ingerida + DesperdícioCamundongo 3-6 10 3-7 10 Rato 10-20 25 20-45 50 Hamster 7-15 25 60-75 90 Cobaia 20-25 + Vit. C 130 240-300 350Fonte: ANDRADE A. et al. (2006). Animais de Laboratório – criação e experimentação. Fiocruz.
  20. 20. 133.1.2 Área Suja (quarentena) Após saírem da área limpa, os animais não podem mais voltar, então sãolevados até uma sala conhecida por quarentena ou área suja, e são mantidos nela atéque sejam destinados aos seus objetivos, que podem ser alimentação de serpentes,pedidos de acadêmicos ou para o experimento “Convert H” (Figura 11) conduzido pelaorientadora do estágio. Esse experimento com camundongos da linhagem Swiss, onde se utilizava umcomplexo homeopático denominado “Convert H”, que segundo especificações ageatenuando os vários tipos de estresse aos quais os animais são submetidos, porém oexperimento ainda está em fase de aplicação e os resultados ainda não foramconcluídos. Esse complexo líquido é aplicado na água dos animais, na quantidade de1% do volume de água. A figura 12 mostra a ração utilizada e o barrilete onde a águados roedores é armazenada. Esta área é manejada a cada dois dias, atentando para a segurança doestagiário que fará o manejo, e este deve seguir uma série de procedimentos que seencontram afixados na parede desta sala.Figura 11 – Prateleira com camundongos “Convert-H” Figura 12 - Caixa com ração e barrilete de água Antes de limpar o local, o estagiário deveria atentar para as vestimentasadequadas, ou seja, deveria estar trajando jaleco, calça comprida, bota de borracha,
  21. 21. 14touca, luva de látex (troca de caixas), luva de borracha (higienização da sala) e colocarmáscara. Os procedimentos tomados com as caixas são os seguintes:  Transportar todas as caixas para a área suja com auxilio do carrinho de transporte da respectiva área;  Realizar a raspagem, utilizando a espátula, de todo material (cama) contido no interior das caixas de polietileno (fazer isso em todas as caixas);  Descartar os dejetos em sacos de lixo;  Depositar no interior das caixas de polietileno, previamente raspadas, solução de hipoclorito de sódio (fazer isso em todas as caixas);  Deixar agir a solução de hipoclorito de sódio por no mínimo 30 minutos em todas as caixas;  Retirar com auxilio da esponja e da piceta com álcool toda marcação deita com caneta, existente nas caixas;  Mergulhar as caixas no tanque nº 01, previamente preenchido com água;  Iniciar lavagem utilizando esponja, sabão líquido;  Lavar o interior da caixa de polietileno retirando o excesso de resíduos (fazer isso em todas as caixas);  Mergulhar novamente a caixa de polietileno no tanque nº 01, soltando os resíduos existentes;  Realizar a lavagem completa, no interior e exterior, das caixas de polietileno;  Depositar as caixas de polietileno, previamente ensaboadas no tanque nº 02;
  22. 22. 15  Realizar o enxágüe completo das caixas de polietileno no tanque nº 02 em água corrente até completa ausência de sabão;  Empilhar as caixas de polietileno, depois de enxaguadas, próximo à autoclave;  Preparar o material para entrada na autoclave (esterilização); Além dos procedimentos a serem tomados com as caixas, existiam tambémprocedimentos a serem tomados com os bebedouros. Os procedimentos eramdiferentes para os camundongos normais e para os camundongos do experimento“Convert H”. Para os bebedouros normais é feita a seguinte rotina:  Transportar todos os bebedouros para a área suja com auxilio do carrinho de transporte da respectiva área;  Destampar todos os bebedouros;  Lavar os bicos com água corrente;  Descartar todo o líquido restante dos bebedouros na pia de inox;  Enfileirar todos os bebedouros sobre a pia;  Fazer a higienização externa e interna de todos os bebedouros;  Realizar o enxágüe completo de todos os bebedouros em água corrente até completa ausência do sabão, quando necessário;  Reabastecer com água corrente;  Armazenar os bebedouros abastecidos com água;  Preparar o material para entrada na autoclave (esterilização).
  23. 23. 16 O funcionamento da autoclave é idêntico ao da panela de pressão sendo atemperatura necessária para esterilização de 121ºC, e o tempo de esterilização decerca de 15 minutos. Este tempo de esterilização deverá ser aumentado quando seenche bastante a autoclave com meios para esterilizar. O objetivo desse processo é destruir todos os possíveis organismos vivos. Assoluções ao sair da autoclave estão estéreis. Utiliza-se este tipo de esterilização pelocalor úmido para meios de cultura e diversas soluções. Os procedimentos a seremseguidos com a água “Convert H” são os seguintes:  Retirar todos os bebedouros da estante “Camundongos Convert”, separado dos demais;  Descartar todo o líquido restante dos bebedouros, na pia de inox;  Fazer higienização externa e interna de todos os bebedouros;  Realizar o enxágüe completo de todos os bebedouros em água corrente até completa ausência de sabão, quando necessário;  Preparar o bebedouro, estando este limpo e reabastecido com água;  Preparar um recipiente (copo de vidro ou béquer), esterilizando-o rapidamente, passando 25 segundos no microondas;  Preparar a seringa e sonda, para absorver o convert-H já no recipiente esterilizado;  Preparar soluções de “Convert-H”, calculando 1% do volume dos bebedouros;  Armazenar os bebedouros reabastecidos em suas respectivas caixas. Após todos os procedimentos descritos anteriormente, o chão da sala erahigienizado, utilizando-se hipoclorito diluído em água, mergulhava-se um pano dentrodesta solução e então o chão era esfregado com um rodo. A sala não poderia servarrida, para que não levantasse pó, pois isto poderia contaminar a ração dos animaisalém de ser um meio de transportar patógenos pelo ar.
  24. 24. 173.2 SERPENTES A segunda parte do estágio se deu na área das serpentes, que é o principal focode pesquisa do biotério, contando com algumas espécies de serpentes peçonhentas,todas da fauna brasileira. Havia também espécies não peçonhentas, as jibóias (Boaconstrictor), que eram mantidas no biotério para fins didáticos e de preservação. Asespécies peçonhentas do biotério eram as seguintes: cascavel (Caudisona durissa*),jararaca caiçaca (Bothrops moojeni), urutu-cruzeiro (Rhinocerophis alternatus*) e boca-de-sapo (Bothropoides neuwiedi*). (Figuras 13, 14, 15 e 16) Figura 13 - Cascavel Figura 14 - Jararaca caiçaca Figura 15 – Urutu-cruzeiro Figura 16 - Boca-de-sapo* nova classificação taxonômica, 2010
  25. 25. 18 Diferente do que ocorre com as espécies de mamíferos, as serpentes ainda nãotêm o status de animais de laboratório ou de produção. Isso se deve, em parte, ao fatode terem sido consideradas tradicionalmente animais prejudiciais e foi a muito custoque se conseguiu evitar sua matança, para que estas fossem levadas aos serpentáriose utilizadas como fornecedoras de veneno. A experiência do Brasil, nesse sentido épioneira, e remonta aos primeiros anos do século XX, no Instituto Butantan de SãoPaulo. Pelo fato de os venenos apresentarem uma razoável variação intra-específica,individual, ontogenética e geográfica, e significativas diferenças entre as espécies, oslaboratórios produtores de soros são exigidos a obter uma boa representatividade devenenos no pool de imunização dos eqüídeos para a produção dos soros. Isso significacontar com serpentários que abriguem centenas de serpentes, pelo menos dasprincipais espécies e provenientes de uma área geográfica o mais ampla possível. Emum país de dimensões continentais como o Brasil, isso representa um desafio singular,pois significa um esforço para a captura, o acondicionamento e o transporte seguros, orecebimento e a adaptação ao meio artificial do serpentário. As serpentes como todos os animais da fauna silvestre brasileira, encontram-seprotegidas por legislação específica (Lei nº/5.197, Brasil, 1967). Sua captura e criaçãosão apenas permitidas sob determinadas condições, que estão regulamentadas peloInstituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis (IBAMA). Acaptura e o transporte para fins científicos só são permitidos por meio de licençaespecífica. Existem disposições para sua criação tanto em instituições científicas comotambém em criadouros com finalidade comercial. Existe também a possibilidade deestabelecimento de criadouros de fauna silvestre exótica, como consta na PortariaIBAMA nº 102/98, de 15 de julho de 1998 (Andrade, et. al., 2006). Pode-se dizer que todas as cobras são carnívoras, comendo pequenos animais(incluindo lagartos e outras cobras), aves, ovos ou insetos. Algumas cobras têm umapicada venenosa para matar as suas presas antes de as comerem. Outras matam assuas presas por estrangulamento. As cobras não mastigam quando comem, elaspossuem uma mandíbula flexível, cujas duas partes não estão rigidamente ligadas,
  26. 26. 19esse feito se dá graças ao osso quadrado que funciona como uma peça de encaixe,que quando necessário ela desarticula sua mandíbula dependendo do tamanho de suapresa (ao contrário da crença popular, elas não desarticulam as suas mandíbulas),assim como numerosas outras articulações do seu crânio, permitindo-lhes abrir a bocade forma a engolir toda a sua presa, mesmo que ela tenha um diâmetro maior que asua cabeça. Depois de comer elas ficam entorpecidas, enquanto decorre o processo dadigestão. A digestão é uma atividade intensa e, especialmente depois do consumo degrandes presas, a energia metabólica envolvida é tanta que na cascavel, suatemperatura corporal pode atingir 6ºC acima da temperatura ambiente. Por causa disto,se a cobra sofrer algum estresse, depois de recentemente alimentada, iráprovavelmente vomitar a presa para tentar fugir da ameaça. No entanto, quando nãoperturbada, o seu processo digestivo é altamente eficiente, dissolvendo e absorvendotudo exceto o pêlo e as garras, que são expelidos junto com o excesso de ácido úrico. A pele desses répteis é coberta por escamas. A maioria das cobras usa escamasespecializadas no ventre para se mover, agarrando-se às superfícies. As escamas docorpo podem ser lisas ou granulares. As suas pálpebras são escamas transparentesque estão sempre fechadas. As cobras mudam a sua pele periodicamente. Pensa-seque a finalidade primordial desta é remover os parasitas externos Apesar da visão não ser particularmente notória (geralmente sendo melhor naespécie arbórea e pior a espécie terrestre), não impede a detecção do movimento, poisalém dos seus olhos, algumas serpentes (crotalíneos - ou cobras-covinhas - e pítons)têm receptores infravermelhos sensíveis em sulcos profundos entre a narina e o olho,chamados de fossetas loreais (Figura 17) que lhes permite sentir o calor emitido peloscorpos. Isto é extremamente útil em lugares com pouca luminosidade. Como asserpentes não têm orelhas externas, a audição consegue apenas detectar vibrações,mas este sentido está extremamente bem desenvolvido. Uma serpente cheira usando asua língua bifurcada para captar partículas de odor no ar e enviá-las ao chamado órgãode Jacobson, situado na sua boca, para examiná-las. A bifurcação na língua dá àserpente algum sentido direcional do cheiro (Cobras Brasileiras, 2010).
  27. 27. 20 Figura 17 – Localização da fosseta loreal O pulmão esquerdo das serpentes é muito pequeno ou mesmo ausente, uma vezque o corpo em forma tubular requer que todos os órgãos sejam compridos e estreitos.Para que caibam no corpo, só um pulmão funciona. Além disso, muitos dos órgãos quesão pares, como os rins ou órgãos reprodutivos estão distribuídos ao longo do corpoem que um está à frente do outro, sendo um exemplo de exceção da simetria bilateral. As cobras usam quatro métodos de locomoção que lhes permitem umamobilidade substancial mesmo perante a sua condição de répteis sem pernas. Todasas cobras têm a capacidade de ondulação lateral, em que o corpo é ondulado de lado eas áreas flexionadas propagam-se posteriormente, dando a forma de uma onda deseno propagando-se posteriormente. Além disto, as cobras também são capazes domovimento de concertina. Este método de movimentação pode ser usado para subir emárvores ou atravessar pequenos túneis. No caso das árvores, o tronco é agarrado pela parte posterior do corpo, ao passoque a parte anterior é estendida. A porção anterior agarra o tronco em seguida e aporção posterior é propelida para frente. Este ciclo pode ocorrer em várias secções dacobra simultaneamente (este método originou a afirmação errônea de que as cobras"andam nas próprias costelas"; na verdade as costelas não movem para frente e paratrás em nenhum dos quatro tipos de movimento).
  28. 28. 21 No caso de túneis, em vez de se agarrar, o corpo comprime-se contra asparedes do túnel criando a fricção necessária para a locomoção, mas o movimento ébastante semelhante ao anterior. Outro método comum de locomoção é locomoçãoretilínea, em que uma cobra se mantém reta e se propele como de uma mola setratasse, usando os músculos da sua barriga. Este método é usado normalmente porcobras muito grandes e pesadas, como pítons e víboras. No entanto, o mais complexoe interessante método de locomoção é o zig-zag, uma locomoção ondulatória usadapara atravessar lama ou areia solta. Nem todas as cobras são capazes de usar todosos métodos. Nem todas as cobras vivem em terra; cobras marítimas vivem em marestropicais pouco profundos (Cobras Brasileiras, 2010). A reprodução envolve fenômenos biológicos muito interessantes, que vão desdepeculiaridades no comportamento, como os combates ritualizados entre machos, atéadaptações ecológicas, como os ciclos sexuais com periodicidades adaptadas a cadaclima. As serpentes podem botar ovos (as chamadas espécies ovíparas) ou parirfilhotes prontos, como os mamíferos (espécies vivíparas). Em quase todas as famíliasde serpentes existe um predomínio de uma ou outra modalidade, mas as espéciesovíparas são maioria. No que se refere a nossas espécies peçonhentas, são ovíparasas cobras corais (gênero Micurus e Leptomicurus) e, um caso excepcional entre osViperídeos, a ‘surucucu’ (Lachesis muta). Os demais Viperídeos, dos gêneros Bothrops,Bothriopsis, Bothrocophias e Crotalus, são todos vivíparos. As espécies ovíparas fazem a postura em troncos ocos em decomposição, emtocas no chão, sob pedras ou em formigueiros de formigas cultivadoras, todosambientes com alto teor de umidade e mínima variação de temperatura. Esses doisrequisitos são fundamentais, em parte porque os ovos têm casca apergaminhada (nãocalcificada), desidratam e contaminam com facilidade, e demoram entre 40 e 70 diaspara eclodir. As serpentes vivíparas apresentam um período de gestação variável entreas diversas espécies, mas que, em nossos Viperídeos, está em torno dos 4 a 5 meses.Os filhotes das serpentes, seja qual for a forma de nascimento, são dotados deautonomia para sobreviver, o que significa que, nas espécies peçonhentas, já nascemcom seus aparelhos secretor e inoculador de veneno funcionais.
  29. 29. 22 Os dentes das cobras não possuem raiz e encontram-se ‘cimentados’ emdepressões superficiais dos ossos dentários. Como são agudos e delicados, costumamdanificar-se, existindo um mecanismo pelo qual periodicamente são trocados por outrosnovos, que se formam em locais próximos aos de sua implantação. Essa renovaçãoocorre durante toda a vida da serpente. Poderia parecer fácil distinguir as serpentesinofensivas, sem glândulas de veneno nem presas inoculadoras, daquelas espéciescaracteristicamente peçonhentas, como um aparelho extremamente desenvolvido paraprodução e rápida injeção da peçonha. Entretanto, essa facilidade se observa apenasnessas situações que, na verdade, são os extremos de um processo evolutivocomplexo e altamente especializado, o qual espera ainda respostas para muitasinterrogações. Múltiplos estudos da morfologia craniana e das dentições de espécies viventestêm tentado explicar como se operou esse processo evolutivo, que partiu das formasconsideradas mais primitivas, não venenosas com músculos compressores e presascom um canal interno fechado, que conduzem as secreções tóxicas até o interior dostecidos das vítimas (Andrade, Pinto & Oliveira, 2006). Classificar as cobras como venenosas ou não venenosas é um equívoco, já quetodas apresentam veneno, sendo este sua saliva capaz de degradar a presa, já queestes animais não mastigam. A diferença entre as cobras tidas como venenosas é apresença da peçonha (presa inoculadora de veneno), capaz de injetar sua saliva(veneno) diretamente na corrente sanguínea de suas presas. Assim, é corretoclassificá-las como peçonhentas ou não peçonhentas, devido à presença ou ausênciade peçonha, e não presença ou ausência de veneno (Cobras Brasileiras, 2010). São os diferentes tipos de dentição em serpentes que possibilitam adiferenciação das espécies peçonhentas das não-peçonhentas, com total certeza. Elaspodem apresentar quatro tipos de dentição: áglifa, opistóglifa, proteróglifa e solenóglifa. Áglifa (Figura 18) – é a dentição que, como a etimologia do termo indica, nãopossui presas especializadas na inoculação de saliva tóxica ou veneno. Nesse estágio,a glândula supra labial produz uma secreção destinada a lubrificar o alimento. Dentro
  30. 30. 23dessa categoria distinguem-se variadas condições, como homodonte (com todos osdentes iguais) e heterodonte (com alguns dentes alongados). Estas serpentes atacam,geralmente, por constrição. Figura 18 – Dentição áglifa Opistóglifa (Figura 19) – dentição com um ou mais dentes modificados na parteposterior da maxila apresentando, assim, perigo altamente reduzido para o homemEstas presas possuem sulcos longitudinais, dos quais, por capilaridade, escorre oproduto de uma glândula especializada na secreção de substâncias ativas, a glândulade Duvernoy. Figura 19 – Dentição opistóglifa
  31. 31. 24 Proteróglifa (Figura 20) – dentição em que presas anteriores, no maxilar,geralmente com canal de veneno não completamente fechado, estão conectadas àglândula venenosa. Alguns gêneros conservam dentes posteriores à presa, mas emMicrurus a presa é o único dente maxilar. Figura 20 – Dentição proteróglifa Solenóglifa (Figura 21) – dentição com uma condição muito especializada emque um único dente funcional em cada maxila, a presa, é extremamente grande, agudae oca, permanecendo paralela ao crânio quando em repouso, mas ao atacar sãoprojetadas para fora (giram 90º), permitindo ao animal inocular uma quantidade deveneno maior do que uma serpente da família das proteróglifas. Isso agrava ainda maisa conseqüência da picada. Figura 21 – Dentição solenóglifa
  32. 32. 253.2.1 Manejo de serpentes Durante o estágio, houve o recebimento de duas Rhinocerophis alternatus (urutu-cruzeiro) trazidas por integrantes do corpo de bombeiro. As serpentes dessa espécieque chegam ao biotério, geralmente são provenientes da área perto da base aérea e doaeroporto internacional de Campo Grande. No biotério não se faz reprodução de serpentes, pois algumas espécies podemgerar mais de 30 filhotes e no local não há estrutura para manter tantos animais. Asserpentes que chegam ganham um número de registro, são identificadas, passam poruma biometria, são sexadas, é feita uma vistoria geral para observar se háectoparasitas, são vermifugadas e colocadas dentro de uma caixa, com suaidentificação colada na tampa da mesma. Na ficha de identificação estão presente adata de recebimento do animal, o comprimento total, o comprimento da cauda, o nomevulgar, o nome científico, o número de registro e as observações que se julgaremnecessárias. A sexagem mais comum é pelo sexador (Figura 22), um objeto que é introduzidona cloaca da serpente e dependendo do da profundidade que foi introduzida (Figura 23)se define o sexo, mas isso varia de tamanho e espécie. No caso das espécies dobiotério, se o sexador fosse introduzindo mais profundamente o animal seria macho,pois os machos possuem uma “bolsa”, onde o hemipênis fica guardado. Figura 22 – Sexadores
  33. 33. 26 Figura 23 – Esquema de sexagem Os animais são mantidos dentro de caixas de polipropileno (Figura 24), queficam em prateleiras dentro da sala de serpentes. Essas caixas são forradas compapelão ondulado que serve como isolante térmico, além de facilitar a troca e ahigienização da caixa. As serpentes podem ficar muito tempo sem se alimentar, masnão pode faltar água, que é oferecida dentro de um pote metálico. Figura 24 – Caixa de serpentes
  34. 34. 27 A alimentação ocorre a cada 15 dias para animais jovens e a cada 30 dias paraanimais adultos, mas antes de alimentá-lo verifica-se o estado corporal ecomportamental do animal. Serpentes em período de troca de pele costumam ficarestressadas e por isso não se alimentam. Há uma planilha de controle, onde sãoanotados todos os dados referentes às rotinas de alimentação. Antes de serem alimentadas, as serpentes são pesadas e então se oferece 20%do peso da cobra, em peso de camundongo. Antes de oferecê-los, estes roedores sãopesados e vão sendo fornecidos até que se aproxime da quantidade total de pesonecessária (20% do peso vivo da serpente). Os camundongos devem ser oferecidosvivos e só pode ser oferecido outro após a serpente ter ingerido completamente oanterior. Além do que se recomenda não incomodar o animal, enquanto ele se alimenta,pois qualquer estresse causado fará com que ele regurgite a presa, interrompendo suarotina de alimentação. Era feita uma vistoria diária em todas as caixas, verificando-se a presença defezes, a quantidade de água, a presença de pele e o estado físico do animal. As caixasque continham fezes e pele eram trocadas por caixas limpas, trocando-se também oforro de papelão e o pote de água, caso houvesse contaminação. Aplicava-se soluçãocom hipoclorito dentro das caixas contaminadas, deixando o produto agir por pelomenos 30 minutos, depois as caixas eram lavadas com sabão neutro. O manejo das serpentes sempre deve ser feito levando em consideração asmedidas de segurança, pois se trata de um animal muito perigoso e rápido. Então todosos procedimentos devem ser feitos com muita atenção, quase sempre se utilizando umgancho de metal. Utilizavam-se tubos de acrílico (Figura 25), caso fosse necessárioconter alguma cobra.
  35. 35. 28 Figura 25 – Tubo de acrílico Havia uma sala com cascavéis, que faziam parte de um experimento com ocomposto homeopático “Convert-H”. Este experimento consistia em testar os efeitosdesta substância sobre o estresse das serpentes e sempre que estas eram manejadas,observava-se o seu comportamento. Dependendo do grau de agitação, era atribuídoum score, que quanto mais alto maior era o grau de estresse do animal. A extração de veneno de jararaca caiçaca (Bothrops moojeni) é realizada a cada30 dias, de acordo com protocolo, estabelecido pelo biotério. Já a extração das outrasespécies só é feita, mediante pedido. Para fazer essa extração, necessita-se deestagiários experientes e por isso, somente alguns deles participavam da extração.Antes de extrair o veneno, o animal deve ser contido, para isso são seguidos osseguintes procedimentos:  Coloca-se a serpente no chão com o auxílio do gancho;  Coloca-se a serpente dentro de um tubo transparente, feito de acrílico, para contê-la com segurança.  Pressiona-se a cabeça da serpente de maneira firme, tomando cuidado para não machucá-la;
  36. 36. 29 Segura-se a cabeça do animal pela parte mais larga, colocando de um lado o dedo indicador e do outro o dedo polegar; a serpente deverá abrir a boca, mas não conseguirá fechá-la por causa da pressão dos dedos nos lados da cabeça (Figura 26). Figura 26 – Contenção de serpentes
  37. 37. 304. CONSIDERAÇÕES FINAIS Os ratos e camundongos também podem ser utilizados para fins didáticos noestudo de melhoramento genético nas universidades, pois esses roedores são animaisprolíferos e seu intervalo de gerações é pequeno. Isso é importante para o estudo domelhoramento genético, pois os resultados podem ser obtidos mais rapidamente. Uma das barreiras para a implantação de serpentários é a mitificação que existeao redor da espécie, pois os estudos na área ainda são pouco divulgados e talvez porisso a população tenha certo preconceito em torno do assunto. Com os avanços e novas descobertas da medicina, a criação de serpentesvisando à extração de veneno pode se tornar uma tendência. Um dos primeiros passospode ser o investimento em pesquisas voltadas para o melhoramento genético visandoà formação de linhagens comerciais e também buscar a padronização e aumento daprodução de veneno. Nesse sentido, pode-se concluir que a zootecnia possui um grande campo a serexplorado, desde que se abram oportunidades para novas idéias e tecnologias.
  38. 38. 315 . R E F E R Ê N C I A S B I B L I O G R ÁF I C A SAndrade, A.; Pinto, S.R.; Oliveira, R.S. Animais de Laboratório: criação eexperimentação. Rio de Janeiro. 1ª reimpressão, 388 p. Editora Fiocruz, 2006.Animais de Laboratório – Biotério. Bioclimatologia online. Acessado em 19/09/2010<http://bioclima.info/bioterio.php>Cobras Brasileiras – Características, identificação, tratamento e prevenção. Acessadoem 05/10/2010 <http://www.cobrasbrasileiras.com.br/serpentes.html>Curso de Manipulação de Animais de Laboratório, FIOCRUZ, 2005. Acessado em05/10/2010 <http://www.bioteriocentral.ufc.br/arquivos/apostilha_manipulacao.pdf>Politi, F.A.S.; Pietro, R.C.L.R.; Salgado, H.R.N. Caracterização de biotérios,legislação e padrões de biossegurança. Revista de Ciências Farmacêuticas Básica eAplicada, v/29, n.1, p/17-28, 2008.Serapicos, E.O.; Merusse, J.L.B. Variação de peso e sobrevida de Micruruscorallinus sob diferentes condições de alimentação em biotério (serpentes,elapidae). Iheringia, Sér. Zool., Porto Alegre, 92 n/4; p./105-109, 2002.Soares, M.B.P.; Carvalho, L.C.P.; Santos, R.R. Banco de Embriões de CamundongosGeneticamente Modificados. Biotecnologia Ciência & Desenvolvimento, n/20, p/50-53,2001.
  39. 39. 32

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