Procesamiento citológico y tisular para alumnos de Formación Profesional de Anatomía Patológica y Citodiagnóstico. Tema 1

1. PROCESAMIENTO
CITOLÓGICO Y TISULAR
TEMA 1
Realización del procesamiento
de la muestra

2. I. Materiales, reactivos y equipos
en histotecnología y citotecnología
• 1.1 Materiales. Algunos de los más
básicos son:
– Casetes. Recipientes perforados de plástico
donde se introduce el material seleccionado
para ser estudiado por el patólogo.
– Bisturíes.
– Pinzas.
– Tijeras de varios tipos y tamaños.
– Sondas-guías.

3. • Portaobjetos. Lámina fina de cristal donde se colocan
los cortes tisulares para ser estudiados.
• Cubreobjetos. Lámina de cristal más fina que un
portaobjetos, que se sitúa encima del mismo para
proteger los cortes tisulares.
• Mechero de alcohol.

4. • 1.2. Reactivos:
– Formol.
– Xilol.
– Alcohol en diferentes graduaciones.
– Agua destilada.
– Parafina.
– Colorantes más habituales:
• Para histotecnología: hematoxilinas varias, eosina, Giemsa,
etc.
• Para citotecnología: hematoxilina de Harris, EA50, Orange
G, colorantes azul y rojo para técnica de Diff-Quick.
– Medio de montaje. Pegamento espacial para unir
portaobjetos y cubreobjetos.
– Diferentes reactivos químicos en polvo (nitrato de
plata, ácido fosfomolíbdico, etc.) y líquidos (ácido
clorhídrico, ácido sulfúrico, etc.) para hacer
compuestos químicos.

5. • 1.3. Equipos para histotecnología.
– Estación de tallado. Mesa especial para tallar con aspiradores para los
vapores del formol, además de grifos de agua y accesorios para el
instrumental necesario para tallar.
– Procesador. Aparato donde se introducen las biopsias. El agua de las
mismas se sustituye por parafina.

6. – Estación de parafina/parafinero. Contiene la parafina líquida para hacer
los bloques de parafina.
– Microtomo. Para hacer secciones micrométricas de bloques de
parafina. Existen dos tipos: manual y automático. Además, también
pueden ser de rotación (o de Minot), de congelación y de deslizamiento.
Hay varias partes comunes a todos ellos:
• El portabloques,
• El soporte de la cuchilla y
• El mecanismo de precisión, sistema de precisión o sistema de avance.

7. – Baño de flotación. Contiene agua caliente en la que se depositan los
cortes de parafina para que se estiren y poder seleccionar los de mejor
calidad.
– Placa calefactora.
– Estufa. Contenedor cerrado con una temperatura constante
programable (las más utilizadas son 37º y 60º C). Se usa para secar las
preparaciones sobre los cristales y que éstas se queden adheridas.

8. • 1.4. Equipos para citotecnología
– Centrífuga. Pone en rotación una muestra
para acelerar, mediante fuerza centrífuga, la
sedimentación de sus componentes.
– Citocentrífuga. Centrífuga de menor tamaño,
especial para seleccionar las células contra
un portaobjetos mediante moldes especiales
(Cytospin).

9. • 1.5. Equipos comunes
– Teñidores. Los hay manuales y automáticos.
Contienen todos los reactivos necesarios
para hacer las tinciones que deseemos.
– Montadores automáticos. Utilizados para
poner cubreobjetos sobre los portaobjetos ya
teñidos.

10. II. Uso eficiente de recursos
• Eficiencia: relación entre los recursos utilizados
en un proyecto y los logros conseguidos con el
mismo.
• El análisis de los costos del sistema sanitario
conduce a un uso racional y eficiente de los
recursos para continuar satisfaciendo las
necesidades de salud de la población con la
máxima calidad.
• Hay que adaptar las medidas de eficiencia a la
rutina y volumen de trabajo de cada laboratorio
para no entorpecer el trabajo.

11. III. Seguridad y prevención de riesgos
en el laboratorio. Gestión de residuos
• Ley 31/95, de 3 de diciembre de 2003, de
Prevención de Riesgos Laborales.
• 3.1. Identificación de los riesgos asociados a las
técnicas.
– Riesgos de seguridad.
– Riesgos biológicos.(*)
– Riesgos químicos.
• Peligros físicos (gases inflamables o corrosivos, p. ej.).
• Peligros para la salud humana (toxicidad aguda, lesiones
oculares, carciogénicos tóxicos, etc.).
– Riesgos ergonómicos.

12. • 3.2. Determinación de las medidas de
prevención
– Recomendaciones de seguridad ante riesgos eléctricos.
– Recomendaciones de seguridad ante riesgos biológicos
(vacunación hepatitis B, higiene personal, elementos de
protección barrera, esterilización y desinfección correcta de
instrumentos y superficies, etc.).
– Recomendaciones de seguridad ante riesgos químicos (leer la
etiqueta y/o datos de seguridad de un producto antes de su
utilización y seguir las indicaciones recomendadas, mantener
los envases originales, trabajar en cabina de seguridad cuando
sea necesario, etc.).
– Recomendaciones de seguridad ante riesgos ergonómicos
(cuidar higiene postural, utilizar la maquinaria y herramientas
siguiendo las indicaciones prescritas, etc.).
Los equipos de protección individual (EPI) deberán utilizarse cuando
existan riesgos para la seguridad o salud de los trabajadores que no hayan podido
evitarse o limitarse por medios técnicos de protección colectiva. Son equipos
individuales porque sólo son usados por la persona que realiza el trabajo.

13. • 3.3. tipos de residuos y
procedimientos de
eliminación
– Gestión de residuos en el
laboratorio.
• Potencial peligrosidad.
• Debe comenzar en el centro
productor.
• Minimización de residuos y
separación eficaz.
• Envasado conveniente.
• Transporte seguro y
habilitación de almacenes.
• Un gestor externo se
encargará de la recogida, el
transporte, el tratamiento y la
eliminación o reciclado de
estos residuos.

14. • Clases de residuos sanitarios (Decreto 83/99)
– I. Residuos generales: papel, cartón, comida, vidrio, mobiliario,
restos de jardinería.
– II. Residuos biosanitarios asimilables a urbanos: todos aquellos
no incluidos en los nueve grupos de la clase III.
– III. Residuos biosanitarios especiales:
• Grupo 1: procedentes de pacientes con infecciones altamente
virulentas, erradicadas, importadas o de muy baja incidencia en
España.
• Grupo 2: los contaminados con heces de pacientes afectados de
cólera o disentería amebiana.
• Grupo 3: residuos contaminados con secreciones respiratorias de
pacientes con tuberculosis o fiebre Q.
• Grupo 4: filtros de diálisis de pacientes portadores de hepatitis B, C
o VIH.
• Grupo 5: residuos punzantes o cortantes.
• Grupo 6: cultivos y reservas de agentes infecciosos (placas de
Petri, hemocultivos, extractos líquidos, etc.).
• Grupo 7: residuos de animales infecciosos.
• Grupo 8: recipientes que contengan más de 100 ml de muestras de
sangre o productos derivados en cantidades superiores a 100 ml.
• Grupo 9: cualquier resto anatómico humano reconocible como tal.

15. – IV. Cadáveres y restos humanos de entidad suficiente.
– V. Residuos químicos: residuos caracterizados como peligrosos según la
legislación vigente y según su contaminación química.
– VI. Residuos citotóxicos.
– VII. Residuos contaminados por sustancias radiactivas.
• Envasado.
– Los envases serán de un solo uso y no podrán volver a abrirse.
– Los de residuos biosanitarios especiales y citotóxicos permanecerán
intactos hasta su eliminación, sin someterse a presiones mecánicas.
– Hay una serie de envases especiales para residuos de tipo II, III y IV.
• Traslado interno. Hay que evitar cualquier riesgo, para ello:
– Los envases se trasladarán cerrados y por circuitos distintos a los de
pacientes y público.
– Prohibido trasvasar residuos entre envases.
– No utilizar trampillas, bajantes, etc.
– No arrastras envases.
– Los residuos se trasladarán separados por clases.
– Los carros para el transporte serán de uso exclusivo para residuos, con
paredes lisas y fáciles de limpiar.

16. • Depósito intermedio. Sólo tendrá lugar en espacios habilitados para
ello.
• Depósito final
– Los envases de residuos de tipo II y IV se almacenarán separados de
los envases de residuos de otras clases y, a su vez, separados entre sí,
salvo que el destino de eliminación sea el mismo.
– Los residuos de tipo III y IV no podrán compactarse o triturarse.
– Los residuos de tipo II se almacenarán en contenedores, con o sin
compactación.
Decreto 83/99, de 3 de junio, por el que se regulan las actividades de producción
y de gestión de los residuos biosanitarios y citotóxicos en la Comunidad de
Madrid

17. • IV. Características macroscópicas de la muestra
– Consiste en la inspección del material y su descripción, lo más
semejante a la realidad, indicando los siguientes aspectos:
• Muestras de pequeño tamaño:
– Tamaño.
– Color.
– Consistencia.
– Hallazgos.
• En órganos parenquimatosos:
– Tamaño, color, forma, superficie externa.
– Peso.
– Consistencia.
– Hallazgos.
– Superficie de corte.
• En órganos huecos:
– Tamaño, forma, serosa.
– Peso.
– Pared (espesor, consistencia, hallazgos).
– Mucosa (color, pliegues, aspecto, hallazgos).
– Luz.
Nódulo subpleural
bien delimitado
Quiste de ovario
gigante

18. V. Proceso de fijación tisular
• 5.1. Fundamentos y objetivos
– La fijación tisular consiste en la interrupción de los procesos de
degradación (autolisis y putrefacción) que aparecen tras la muerte
celular, intentando así preservar lo más fielmente posible tanto la
arquitectura como la estructura de células y tejidos.
– No existe un método universal de fijación.
– No todos los fijadores son conservadores.
– Hay que elegir el fijador adecuado teniendo en cuenta las
características del estudio microscópico a realizar.
– Un defecto de fijación jamás puede ser corregido.
– Es inútil realizar un estudio histológico correcto sobre un material con
defectos de fijación.
– Cuanto mayor sea la capacidad de bloquear la autólisis de un fijador,
mayor será la preservación y el procesamiento del tejido.
– Un buen fijador debe producir los menores cambios posibles en la
estructura del tejido.

19. • Causas que imposibilitan o dificultan la fijación:
– Autólisis.
– Presión. La pieza debe ser cortada con instrumentos
afilados para someter la pieza a la menor presión
posible.
– Exceso de H2O. Aunque se elimine el exceso de
sangre no hay que embeber la pieza.
– Desecación. Produce encogimiento y retracción del
tejido.
– Grosor excesivo de la pieza. Si ésta es demasiado
gruesa la autólisis puede avanzar antes de que el
fijador penetre en profundidad.
– Exceso de sangre y moco. La sangre tiene tendencia
a coagularse y el moco, a desecarse. Esto forma una
película que hace que se dificulte la fijación.

20. • 5.2. Procesos previos a la fijación de la muestra. Reglas
generales para la utilización de fijadores:
– Tras el correcto registro de la muestra y la comprobación de todos los
elementos contenidos en el contenedor, se deben tomar las
precauciones necesarias para garantizar la llegada del fijador a todas
las zonas, especialmente al interior de cavidades o piezas grandes
como el pulmón.
– El tejido debe ser introducido lo más rápidamente posible en el líquido
fijador.
– Cuanto más tiempo transcurra en introducirse el mismo, más avanzada
estará la autólisis.
– El recipiente o frasco que contenga el líquido fijador debe ser lavado
cuidadosamente una vez utilizado.
– Es necesario etiquetar correctamente el recipiente.
– Hay que evitar que las piezas floten en el fijador.
– Tanto la presión osmótica como el pH deben ser lo más aproximados al
del tejido.
– Hay que respetar el volumen de líquido (al menos 10 x el volumen de la
pieza).
– El recipiente debe moverse con cierta asiduidad con el fin de favorecer
la penetración del fijador en el tejido.
– La duración de la fijación varía dependiendo del fijador, de la naturaleza
y del tamaño de la pieza.

21. • 5.3. Tipos de fijadores y normas de aplicación.
– Los fijadores se clasifican genéricamente dependiendo
del mecanismo de actuación. Existen dos grandes
grupos: fijadores por métodos físicos y por métodos
químicos.
– Físicos. Utilizan el frío como agente para provocar la
estabilización tisular. Se deben elegir cuando se quiera
conservar intacta la estructura antigénica del tejido o
su contenido enzimático. La clave para una correcta
fijación es que sea instantánea para evitar
microcristales de hielo que pueden producir roturas
tisulares. Existen dos fijadores para congelación
instantánea:
• Nitrógeno líquido. Debido a su temperatura (-196 ºC) no es
fácil de manejar y vuelve los tejidos muy quebradizos.
• Isopentano o metilbutano. Necesita ser enfriado en
congeladores; su temperatura óptima de uso está entre -50 ºC
y -70 ºC.

22. – Químicos. Existen multitud de agentes químicos que
pueden usarse como fijadores, tanto individualmente
como en compuestos. Cada fijador químico tiene una
velocidad de penetración y de fijación. Estas dos
velocidades no siempre están en concordancia.
• La velocidad de penetración es la rapidez con la que el
fijador se difunde por el interior de un tejido.
• La velocidad de fijación es el tiempo que cada fijador tarda
en precipitar y estabilizar los componentes químicos de los
tejidos.
El fijador químico ideal debe:
• Bloquear inmediatamente la autolisis.
• Impedir la acción bacteriana desencadenante de la
putrefacción.
• Respetar la arquitectura tisular.

23. • 5.3.1. Fijadores simples
– Formaldehído o formol (CHOH)
• Es el fijador más barato, más importante y más utilizado en
la rutina de anatomía patológica.
• Actúa por reticularización de las proteínas.
• En estado puro es un gas muy tóxico e irritante.
• Se disuelve muy bien en agua.
• Se ha reconocido como potencial carcinógeno en humanos.
• Su toxicidad se va consumiendo durante el proceso de
fijación.
• Es un buen desinfectante.
• No endurece excesivamente los tejidos.
• Tiene una escasa retracción tisular.
• No disuelve lípidos.
• Su velocidad de penetración es intermedia (aprox. 1 mm/h).
• Se puede acelerar o retrasar su proceso mediante la
temperatura.
• Debido a su baja presión osmótica las piezas fijadas
incrementan su peso y volumen considerablemente.

24. – Alcohol etílico o etanol (CH3-CH2OH)
• Papel primordial como deshidratante,
aunque en ocasiones se utiliza como
fijador.
• Líquido incoloro, volátil, soluble en agua y
utilizado generalmente en concentraciones
del 70-100%.
• Precipita proteínas.
• Su acción prolongada encoge y endurece
los tejidos.
• Actúa por deshidratación tisular.
• Para extensiones citológicas.
• Altera escasamente la estructura
antigénica de los tejidos, por lo que es
bueno para inmunohistoquímica.
• A medida que va actuando va perdiendo
efectividad al incorporar el agua que
extrae de los tejidos.

25. – Ácido acético (CH3-COOH)
• Actúa por cambios en el estado coloidal de las
proteínas.
• Se utiliza en concentraciones del 0,3-5%.
• Penetra fácilmente en el tejido.
• Es un fijador ideal para ácidos nucleicos y
nucleoproteínas.
• Provoca poca retracción tisular.
• Favorece la posterior observación del núcleo.
• Aumenta el volumen tisular.
• Mal fijador de membranas y citoplasmas. Destruye
las mitocondrias.

26. – Acetona (CH3-CO-CH3)
• Actúa por deshidratación
tisular.
• Líquido transparente
inflamable, muy volátil y de
olor dulzón.
• Provoca gran contracción
tisular y artefactos.
• Controlar el tiempo por posible
endurecimiento.
• La rápida extracción del agua
desde el tejido provoca una
contracción nuclear, que deja
un halo perinuclear,
especialmente en los epitelios.
• Prácticamente limitado a los
métodos histoquímicos e
inmunohistoquímicos, ya que
preserva muy exactamente la
estructura antigénica y la
actividad enzimática de éstos.
La fijación con acetona provoca una deshidratación
rápida de la muestra para la coagulación de proteínas,
con el inconveniente de producir un halo perinuclear.

27. – Ácido pícrico o trinitrofenol (C6H3N3O7)
• Actúa por formación de sales en los tejidos.
• Comercialmente, se encuentra en forma de agujas
cristalizadas de color amarillo y es muy tóxico.
• Coagula y precipita las proteínas a través de la formación de
picratos.
• Es soluble en agua, alcohol y benceno.
• Presenta color amarillo blanquecino.
• Contrae los tejidos, aunque no endurece en exceso.
• Es explosivo.
• Tiene mala velocidad de penetración.
• Algunos tejidos los vuelve frágiles y quebradizos.
• Tiñe los tejidos de color amarillo.
• Fija bien los ácidos nucleicos.
• Tiene acción decalcificadora.

28. – Dicromato potásico (K2Cr2O7)
• Actúa por formación de sales.
• Se utiliza en concentraciones del 1-
2%.
• Es útil para la fijación de
fosfolípidos.
• Permite la correcta preservación de
lípidos y proteínas.
• Lenta penetración en el tejido
otorgándole una rigidez que
favorece el seccionamiento con
microtomo.
• No precipita proteínas.
• En contacto con sustancias
orgánicas puede provocar
combustiones.
• Es tóxico y potencialmente
cancerígeno.

29. – Bicloruro de mercurio (HgCl2)
• Actúa por formación de sales.
• Se emplea, generalmente, en eolución acuosa al
5%.
• Precipita proteínas.
• Endurece notablemente los tejidos.
• Da un aspecto muy brillante a la finalización de la
muestra.
• Provoca buena fijación de los citoplasmas.
– Cloruro de cadmio (CdCl2)
• Actúa por formación de sales.
• Totalmente en desuso en la actualidad.
• Fue utilizado por Ramón y Cajal.

30. – Tetraóxido de osmio (OsO4)
• Fija por reticularización.
• Es uno de los fijadores más antiguos (1865).
• Aumenta el contraste de la ultraestructura del tejido.
• Preserva preferentemente proteínas y lípidos, pero vuelve
frágiles las muestras de tejidos.
• Escaso poder de penetración.
• Muy volátil e irritante de las mucosas.
• Se utiliza en concentraciones del 1-2%.
• Es un fuerte oxidante.
– Ácido crómico (H2CrO4)
• Actúa por formación de sales.
• Se utiliza en solución acuosa en concentraciones del 0,5-
2%.
• Es un fuerte oxidante.
• Tiene mucha utilidad cuando realizamos muestras con
tinciones básicas.
• Se lo recomienda para preservar lípidos, ya que actúa igual
que el dicromato de potasio. No es un buen fijador para el
resto de estructuras histológicas.

31. – Sulfato de zinc (ZnSO4)
• Se emplea para la preservación de lípidos de las
membranas celulares y componentes de la lámina
basal (fina capa de matriz extracelular que separa
el tejido epitelial y muchos tipos de células, como
las fibras musculares o los adipocitos, del tejido
conjuntivo).
• También se utiliza para la fijación de proteínas
tisulares en protocolos inmunohistoquímicos.
• Se usa en bajas concentraciones (0,5%).
• Es mal oxidante y actúa suavemente sobre las
membranas, aunque con ligera contracción de la
muestra).

32. • 5.3.2. Fijadores compuestos
– Glutaraldehído.
• Es uno de los fijadores más usados.
• Actúa de manera análoga a la del formaldehído.
• Es un líquido oleoso que se encuentra diluido al
25%.
• Excepcional capacidad para preservar la
morfología celular.
• Es el fijador ideal para microscopía electrónica.
• Velocidad de penetración muy baja.
• Gran capacidad de endurecimiento y retracción
tisular.
• No se recomienda para inserciones en parafina.

33. – Líquido de Bouin (diferentes tipos)
• Funcionamiento análogo al del formaldehído.
• Líquido amarillo de fuerte olor avinagrado.
• Formado por ácido pícrico, formaldehído y ácido acético
glacial en solución acuosa.
• Es muy útil para tejidos blandos y embriones, y preserva
bien el núcleo y el glucógeno.
• Hay que tener cuidado con el tiempo de fijación, que no
debe exceder de 48 h en el caso de fijaciones por inmersión.
• Penetra rápidamente en los tejidos.
• Excelente fijador estructural.
• Óptima contracción de los tejidos.
• Buena velocidad de fijación.
• En uso prolongado endurece excesivamente las muestras y
las vuelve quebradizas.
• No está recomendado para el riñón ni para el estudio de
mitocondrias.

34. 6. Decalcificación y
reblandecimiento tisular
• Se llama decalcificación a la completa
eliminación de las sales de Ca presentes en los
tejidos previamente fijados.
• Habitualmente se realiza de rutina en tejidos
mineralizados (huesos, dientes) y
esporádicamente en biopsias con
calcificaciones que impidan su correcto
procesamiento y observación microscópica.
• Para decalcificar se emplean principalmente
ácidos fuertes o débiles, empleados
aisladamente o en conjunto con otros
componentes como líquidos fijadores.

35. • 6.1. Soluciones decalcificantes más usuales.
– Solución acuosa de ClH: no es tan rápido como el ácido nítrico
pero produce menor agresión tisular y no precisa lavado post-
decalcificación.
– Solución acuosa de ácido nítrico.
• Ácido nítrico concentrado: 5 ml
• Agua destilada: 95 ml
• El caso de que la solución sea alcohólica la proporción de ácido
nítrico debe ser del 7.5%.
• El tiempo medio de decalcificación para un bloque óseo de 5mm de
espesor es de 12 a 24 horas.
– Ventajas:
• 1. Provoca rápida decalcificación.
• 2. Causa baja retracción tisular.
• 3. Mejor coloración de los núcleos que la solución de formol y
nítrico.
• 4. No es necesario neutralizar el agente decalcificante sino que
puede pasar directamente el tejido a etanol de 70º para iniciar la
deshidratación.
– Inconvenientes:
• La prolongación excesiva del tiempo de decalcificación suele anular
la fijación previa y alterar progresivamente el tejido.

36. – Formol – ácido nítrico.
• Formalina: 10 ml.
• Ácido nítrico concentrado: 10 ml.
• Agua destilada: 80 ml.
• Tiempo medio de decalcificación para un bloque de tejido
óseo de 5 mm de espesor de 1 a 3 días.
– Ventajas:
• 1. Es de acción relativamente rápida.
• 2. Provoca menos alteraciones titulares que la solución
acuosa de ácido nítrico.
• 3. Por su facilidad de manejo es la solución decalcificante
más utilizada para técnicas histológicas de rutina.
– Inconvenientes:
• 1. Dificulta la tinción nuclear.
• 2. Antes de su procesamiento los tejidos requieren
neutralización en sulfato sódico al 5% y un lavado posterior
en agua corriente al menos durante 2 horas.

37. – Solución acuosa de ácido fórmico.
• Acido fórmico al 90%: 5−10 ml.
• Agua destilada: 90−95 ml.
• Tiempo medio para un bloque óseo de 5 mm de espesor es
de 3 a 7 días.
– Ventajas:
• 1. Fija y descalcifica simultáneamente.
• 2. No dificulta demasiado la coloración nuclear.
• 3. Está especialmente recomendado para decalcificar bien.
– Inconvenientes:
• 1. Acción muy lenta.
• 2. Requiere neutralización previa a la inclusión en sulfato
sódico al 5%.
• 3. Lavado en agua posteriormente durante 18 horas.
• El ácido fórmico es muy tóxico por contacto, inhalación e
ingestión.

38. • 6.2. Normas genéricas para la utilización de
decalcificantes:
– La fijación debe haberse completado para disminuir en lo
posible los efectos alterativos del decalcificador.
– La concentración del agente decalcificador debe ser óptima.
– El decalcificador debe encontrarse en un volumen muy elevado
(aproximadamente 20 veces el volumen que ocupe la pieza a
decalcificar) y debe ser renovado frecuentemente.
– No deben dejarse los bloques suspendidos en el fondo del
envase, ya que en él se acumulan las sales cálcicas solubles.
– Temperatura ideal: 25ºC.
– Después de la decalcificación hay que lavar la pieza con
líquidos neutralizantes.
– Existen diversas formas de acelerar en mayor o menor medida
el proceso:
• Aumentar la temperatura por encima de 25ºC, pero sin superar los
60ºC.
• Aplicar una agitación manual o mecánica.
• Añadir alguna resina de intercambio iónico, porque atrapa los iones
de Ca liberados por el decalcificador químico.
• Mediante ultrasonidos. Este método se desaconseja por la
destrucción de las estructuras celulares.

39. 7. Artefactos
• Existen dos grandes grupos de artefactos: los
causados en la técnica quirúrgica y los
causados en el procesamiento de la muestra en
el laboratorio.
– Causados por la técnica quirúrgica:
• Aplastamiento del tejido.
• Fisuras.
• Fragmentaciones.
• Pseudoquistes.
• Hemorragias.
• Inflamación aguda.
• Material quirúrgico que dañe el tejido o no permita su estudio
(grapas, hilos de sutura, etc.).
• Artefactos naturales (heces, líquido biliar, etc.).

40. – Causados durante el procesamiento de la muestra en
el laboratorio:
• Fijación. Una mala fijación puede distorsionar la forma, el
color o el aspecto de la muestra-
• Tallado. No hay que dejar secar demasiado las muestras
para evitar el deterioro de la estructura tisular y dañar las
células.
• Procesado. Una mala deshidratación no dejará penetrar la
parafina, dificultando el corte y el diagnóstico. Un error de
orientación puede llevar a perder la lesión a estudiar.
• Coloración. Un exceso o defecto de tinción no permitirá ver
correctamente las estructuras tisulares y dificultará el
diagnóstico.
• Reactivos de tinción mal elaborados, conservados,
utilizados o caducados. Pueden provocar precipitados y
depósitos de productos sobre los tejidos.
• Montaje. Pueden ocasionarse cortes y arañazos en los
cortes, perdiendo parte de la muestra. Además, pueden
provocarse burbujas de aire entre el cubre y el portaobjetos
que dificulten el diagnóstico a través del microscopio.

41. • 7.1. Descripción macroscópica y tallados de las
muestras.
– Consiste en la inspección del material y su descripción lo más
semejante a la realidad, indicando los siguientes aspectos:
• Muestras de pequeño tamaño:
– Tamaño.
– Color.
– Consistencia.
– Hallazgos.
• En órganos parenquimatosos:
– Tamaño, color, forma y superficie externa.
– Peso.
– Consistencia.
– Hallazgos.
– Superficie de corte.
• En órganos huecos:
– Tamaño, forma y serosa (tapiza las cavidades corporales y recubre los
órganos).
– Peso.
– Pared (espesor, consistencia y hallazgos).
– Mucosa (color, pliegues, aspecto y hallazgos).
– Luz.

42. – Importante:
• Existen protocolos de
descripción macroscópica
tipo, dependiendo del
órgano y de la patología a
estudiar.
• Si la muestra a estudiar es
una biopsia de pequeño
tamaño se incluirá entera.
• Si la muestra es de gran
tamaño siempre se incluirán,
como mínimo, los márgenes
de resección quirúrgica, una
muestra de lo que
macroscópicamente
consideremos patológico y
una de lo que consideremos
normal.
Tallado de pieza de prostatectomía total

43. 8. Registro y conservación de muestras
• El registro debe hacerse siempre al recibir las piezas en el laboratorio.
• Una vez hecho el registro detallado de las biopsias, éstas pasan a ser
talladas y a iniciar al proceso para el diagnóstico final.
• Las muestras deben estar siempre acompañadas de un volante de petición
de estudio debidamente cumplimentado que comprendrá:
– Datos del paciente.
– Datos del servicio y médico que ha tomado la biopsia y es responsable de recibir
el diagnóstico de la muestra (servicio, nombre del médico, número de colegiado,
teléfono de contacto, fecha, etc.).
– Origen anatómico de la biopsia.
– Resumen de la historia química que pueda ayudar al diagnóstico.
– Posible diagnóstico por el que se remite la muestra para ser estudiada.
• Las biopsias que no se incluyan enteramente para su estudio
anatomopatológico han de ser guardadas en un archivo temporal.
• Los fragmentos que no sean de interés en un principio tienen que ser
conservados en el envase en el que llevaron al laboratorio. Todos los
envases se ordenarán y colocarán en un archivo adecuado para su
posterior localización. El tiempo de archivo vendrá dado por el tamaño del
almacén, pero nunca podrá ser inferior al tiempo necesario para realizar un
diagnóstico definitivo.