1. AUTOMATIZACIÓN
EN HEMATOLOGÍA

2. AUTOMATIZACION
Mecanizar todo o la mayoría de los
pasos manuales en un proceso o en
todo el procedimiento
“Es una solución que combina varios procesos en un solo
sistema eficiente que elimina el riesgo de error asociado a la
operatividad humana. Las tareas intensivas en trabajo :
etiquetado, manejo, preparación y almacenamiento de las
muestras, que se realizan utilizando numeroso personal, cada
uno de los cuales pueden introducir errores u otros
problemas, pueden ser fácilmente automatizables” 1
1 JAMES,David “Selecting appropiate automation for the lab” IDVT Sep. 2007

3. PROCESO
Es un conjunto de actividades
que utiliza recursos para
transformar elementos de
entrada en bienes o servicios
capaces de satisfacer las
expectativas de distintas partes
interesadas: clientes externos,
clientes internos, accionistas,
comunidad, etcétera.

4. PROCESO
PRINCIPALES RECURSOS
 MANO DE OBRA: Protagonista de todo
proceso, por lo tanto sus actividades y
aptitudes influyen directamente en los
resultados o salidas del proceso.
 MÉTODOS: Políticas, procedimientos,
normas e instrucciones que se emplean para
ejecutar un determinado trabajo.
 MAQUINARIA O EQUIPO: Viene a ser el
elemento que complementa el esfuerzo del
personal en la agregación de valor. Su
adecuada calibración, correcto
mantenimiento y oportuno reemplazo
definirán apropiados niveles de precisión y
exactitud.

5. PROCESO
PRINCIPALES RECURSOS
 MATERIALES O SUMINISTROS:
Entradas que serán
transformadas por un proceso
(materiales, partes en proceso y
la información).
 MEDIO AMBIENTE: Condiciones
en las cuales se desarrolla un
trabajo: espacio, ventilación,
seguridad, iluminación, etcétera.
 MEDIOS DE CONTROL:
Instrumentos o recursos utilizados
para evaluar el cumplimiento de
los requisitos establecidos.

6. ENFOQUE BASADO EN PROCESOS

7. DIVISIONES DEL PROCESO
DE ANALISIS
TOMA DE
MUESTRA
TRANSPORTE
DE LA
MUESTRA
RECEPCION
POR EL
LABORATORIO
MUESTRA PARA
ANALISIS
MUESTRA PARA
ALMACENAMIENTO
ANALISIS
CONTROL DE
CALIDAD
EMISION
DE RESULTADOS
EVALUACION DE
LOS RESULTADOS
MANTENIMIENTO
Y/O REPARACION
DEL ANALIZADOR
ORDEN DE
ANALISIS
PREPARACION
DE LA
MUESTRA
FASE
PREANALITICA
FASE
ANALITICA
FASE
POSTANALITICA

8. CRITERIOS PARA EVALUAR LA
AUTOMATIZACIÓN
 Complejidad del nivel hospitalario
 Volumen de trabajo ( Rutina y Especiales )
 Visión de futuro ( Perspectivas )
 Infraestructura
 Recursos Económicos
 Soporte Técnico Garantizado

9. ¿PORQUÉ AUTOMATIZAR?
Reducir costos operativos
Obtener mayor eficiencia
Aumentar la productividad
Competir en un ambiente globalizado
Sobrevivir en el mercado

10. ¿QUÉ BUSCAN LOS
LABORATORIOS HOY?
Mejor productividad y mejor calidad
Flujo de muestras mas rápido y eficiente
Reducción de costos

11. AUTOMATIZACIÓN
VENTAJAS
 Incremento del número de pruebas realizado por
una persona en un período de tiempo
 Minimiza las variaciones en los resultados
 Minimiza errores de la parte manual (e.g.
pipeteo)
 Usa menos muestra y reactivo por cada prueba

12. AUTOMATIZACIÓN
LIMITACIONES
Metodología varía con el tipo de instrumento
Costo del equipo, mantenimiento, CC
Personal debe conocer operatividad y
cuidados de rutina

13. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
Sangre total con anticoagulante EDTA K2 (K3)en
tubo al vacío

14. ELEMENTOS CELULARES

15. PRINCIPIOS BÁSICOS
Impedancia electrónica
Radiofrecuencia
Dispersión óptica

16. IMPEDANCIA ELECTRÓNICA
(PRINCIPIO COULTER)
Electrodo interno
Electrodo
externo
Flujo del diluyente
Vacío regulado
Cubeta
de conteo
Micro orificio
Diámetro apertura aprox. 4mm
1 pulso =
1 partícula

17. DISCRIMINACION DE PULSOS
a = Ruido Eléctrico
b = Discriminador bajo
c = Separación de
células grandes y
pequeñas
a
b
c
Señal células grandes
Señal células
pequeñas

18. 60 70 80 90 100 110 120 fl
 Pilas: Células son
agrupadas con similar tamaño
de pulso.
 La Pila con el mayor número
de células es el 100% de altura
relativa.
 Eje X = tamaño celular
 Eje Y= número de células
HISTOGRAMAS

19. RADIOFRECUENCIA
( impedance)
Conductividad (RF) – proporcional
a la densidad interior de la célula
(gránulos y núcleo)

20. DISPERSIÓN ÓPTICA
Desvía la luz
•Cel. en solución corren a través de una
celda de cuarzo
•Enfoque hidrodinámico (líquido
envolvente, “flujo laminar”)
•Enfoque del láser
•Análisis por computadora de los grupos
(citogramas)

21. ABBOTT - MAPSS
(MULTI ANGLE POLARIZED SCATTER
SEPARATION)
Numeración
Tamaño
Complejidad del núcleo
Láser ARGON
7°
0°
90°, Polarizado
PMT2
Complejidad
del citoplasma
Granulaciones
Eosinófilos
90° ,Depolarizado
PMT1

22. Parte Inf.
(fija)
Pipeta
VÁLVULA DE
SEGMENTACIÓN
Parte Int.
(movible)
Parte sup.
(fija)

23. VÁLVULA DE
SEGMENTACIÓN
Parte sup.
(fija)
Parte Inf.
(fija)
Pipeta
Parte Int.
(movible)

24. Parte Int.
(movible)
Parte sup.
(fija)
Parte Inf.
(fija)
Pipeta
VÁLVULA DE
SEGMENTACIÓN

25. SEPARACIÓN DE LA
MUESTRA
12µl (WBC) 4 µl (RBC)
6 µl (Hb)

26. DILUCIÓN - RBC
Bomba del diluyente
Cámara de mezcla
4 µl (RBC)

27. DILUCIÓN WBC - HGB
12µl (WBC)
6 µl (HGB)
Bomba del Diluyente
Bomba de HGB
Canal WBC
Celda HGB

28. Stromatolyser-3WP
Sulfolyser
Mixing-
Chamber
1:500
SampleRotorValve
(SRV)
RBC Channel
1:25.000
40 µl
2,0 ml
Cellpack

29. Stromatolyser-3WP
Sulfolyser
Mixing-
Chamber
1:500
SampleRotorValve
(SRV)
WBC Channel
1:250
1,0 ml
0,5 ml
6 µl
Cellpack

30. Stromatolyser-3WP
Sulfolyser
Mixing-
Chamber
1:500
SampleRotorValve
(SRV)
Hgb Photometer
1:500
3 µl
1,0 ml
0,5 ml
Cellpack

31. HISTOGRAMA WBC
Discriminadores
posicionados en el
pico y valle para
separar las células
Células clasificadas
como: Neutrofilos,
Linfocitos y Mixtas
(M, E y B)
Alturarelativa
LD T1 T2 UD
Células mixtas
(Monos, Eos y
Basos)
Células grandes
(neutrófilos)
Células pequeñas
(linfocitos)

32. MEDICIÓN DE LA HEMOGLOBINA
• RBC son lisados (amonio cuaternario, ferricianuro, etc.), permite la
liberación de Hb CianMetHb
• Una parte de la dilución de los WBC pasa a una cubeta
espectrofotométrica para la medición a 540 nm
• Existen otros métodos libres de cianuro, donde ocurre lísis de los
RBCs seguido de la formación de un complejo imidazol-hemoglobina
que posee un pico de absorción a 540 nm.
Fuente luminosa LED
C. de
medición
Filtro
Foto-detector

33. • Aglutininas frías:
• Bajos contajes de RBC y altos MCV pueden ser causados
por las aglutininas de los hematíes. Si están presentes,
también el hematocrito y los MCHCs pueden ser también
incorrectos.
• Pueden presentarse en la mononucleosis infecciosas y en las
infecciones por mycoplasma (neumonía).
• Si se observan RBC aglutinados en el frotis de sangre
periféricas, calentar la muestra a 37°C, mezclarla y analizarla
mientras esté caliente.
FUENTES DE ERROR

34. • RBC fragmentados o microcíticos:
• Pueden causar conteos bajos de RBC y pueden dar
un aviso en el conteo de las plaquetas puesto que se
vuelven muy cercanas al tamaño de las plaquetas y
pueden originar un histograma plaquetario anormal.

35. • Acúmulo de plaquetas y satelitosis:
• Esto causa un conteo falsamente disminuido de las
plaquetas y se puede confirmar revisando el frotis.
Siempre tratar de examinar el borde del frotis cuand
se tienen contajes bajos de plaquetas.

36. • Plaquetas gigantes:
• Se aproximan al tamaño de un hematíe.
Pueden causar que la cola derecha del
histograma permanezca elevada y pueda
verse a la izquierda del histograma de los
RBC.

37. RBC Nucleados:
Estos pueden interferir con los WBC en
algunos instrumentos y ser contados como
leucocitos(linfocitos)

38. • Cualquier elemento que pueda causar turbidez
e interferir con el método espectrofotométrico.
• Como ejemplos: Alto contaje de WBC, lipemia y
hemoglobinas resistentes a la lisis (Hb S y C)
FUENTES DE ERROR EN LA MEDICIÓN DE
LA HEMOGLOBINA

39. • HISTOGRAMA RBC
– Histograma normal de 36- 360 fl
– (24- 36 fl ) Aviso puede deberse:
1- RBC fragmentos
2- WBC fragmentos
3- Plaquetas gigantes
4- Microcitos
– Desviación a la derecha:
- Leucemia
- Anemia Macrocítica
- A. Megaloblastica
– Desviación a la izquierda:
- Anemia microcítica
– Bimodal
- Aglutininas frías
- Anemia Megaloblástica con transfusión.
- A. Sideroblástica.
– Trimodal
- Anemia con transfusión.

40. • HISTOGRAMA PLAQUETAS
– Histograma normal de 2-20 fl.
• 0-2 fL
– Burbujas de aire
– Polvo
– Ruido eléctrico
• > 20 fL
– Microcitos
– Scishtocitos
– Fragmentos WBC
– Plaquetas gigantes
– Aglutinación

41. Luz dispersada frontal
( Volumen Celular )
Luz dispersada lateral
(Estructura celular interna)
WBC
Canal WBC/Baso
Baso
Side scatter
Forwardscatter
RBC ghost
Mono
Canal Diff
Side scatter
Lymph
Neut + Baso
RBC ghost
Fluorescence
Eo

42. Canal DIFF
DISPERSIÓN LATERAL
(Estructura Celular Interna)
FLUORESCENCIA
(informacióndelRNA/DNA)

43. LINFOCITOS
MARCAJE DE CD4/CD8

44. BECKMAN COULTER
• Principios de Medición
– Medición directa:
• RBC – Impedancia
• WBC - Impedancia, enfoque
hidrodinámico
• Plaq. – Impedancia (2-20 fl)
• Hb – Cianometamoglobina modificado
(525 nm)
• MCV – media del volumen de RBC
(histograma)
– Medición indirecta:
• Hct, MCHC, y MCH (calculados)
– RDW y MPV (CV de sus respectivos
histogramas)
– WBC Diferencial
• VCS – volumen, conductividad,
dispersión
– Reticulocitos
• Coloración Supravital (nuevo azul de
metileno)
• VCS

45. SYSMEX
• Principios de Medición
– Medición directa:
• RBC – Impedancia, enfoque
hidrodinámico
• WBC – Impedancia, enfoque
hidrodinamico
• Platelets –Impedancia, enfoque
hidrodinamico
• Hb – SLS-Hb (555 nm)
(oxihemoglobina + sodio lauril sulfato)
• Ht – Detección de pulsos acumulativos
– Medición indirecta:
• MCV, MCHC y MCH (calculados)
– RDW y MPV(CV de sus respectivos
histogramas)
– WBC Diferencial
• Detección con DC/RF
• Emplea lísis diferencial
– Reticulocitos
• Colorante Supravital (Aramina O)
• Detección Fluorescente

46. ABBOTT
• Principios de Medición
– Medición directa:
• RBC – Impedancia
• WBC – Dispersión óptica (primaria),
Impedancia (secondaria)
• Plaquetas – Impedancia (2-30 fl)
• Hb – Cianomethemoglobina
modificada (540 nm)
• MCV – volumen medio de RBC
(histograma)
– Medición Indirecta:
• Hct, MCHC y MCH (calculados)
– RDW (valor relativo equivalente al CV)
– WBC Diferencial
• MAPSS
– Reticulocitos
• Coloración proprietaria
• Dispersión Multiángulo
• Detección Fluorescente

47. SIEMENS
• Principios de Medición
– Medición directa:
• RBC – Enfoque hjdrodinámico, láser de bajo
y alto ángulo
• WBC - Enfoque hjdrodinámico, dispersión
óptica y absorpción
• Platequetas – Enfoque hidrodinámico, láser
de ángulo bajo y alto(1-60 fL)
• H¡b – Cianomethemoglobina modificada
(546 nm)
• MCV – volumen medio de RBC (histograma)
– Medición indirecta:
• Ht, MCHC y MCH (calculados)
– RDW y MPV (CV de sus respectivos
histogramas)
– WBC Diferential
• VCS – volumen, conductividad, dispersión
– Reticulocitos
• Coloración Supravital (Oxazina 750)
• Dispersión óptica de bajo y alto ángulo

48. Pentra 120 Retic Horiba-ABX
Sysmex XT-4100i
CELL-DYN RUBY
Abbott Laboratories
LH 780
Beckman Coulter
CELL-DYN 3700
ADVIA 2120
SIEMENS

49. LH 1500 Series Automation Beckman Coulter
CELL-DYN WorkCell Abbott Laboratories

50. MANTENIMIENTO
• Limpieza diaria
• Conteo del lecturas de fondo
• Chequeos electrónicos
• Comparar los modos abierto y cerrado
(usando muestra normal)
• Correr controles (dentro de lo límites
especificados)

51. ASEGURAR FUNCIONAMIENTO
ADECUADO
1. Chequear los contenedores de reactivo:
 Verificar cantidad suficiente
 Verificar fecha de vencimiento
 No deben visualizarse precipitados, ni
turbidez ni mostrar un color inusual
 Conecciones adecuadas entre el
instrumento y los contendedores

52. 2. Chequear contenedor de desecho:
 Capacidad suficiente
 Conecciones adecuadas
3. Realizar inicio diario
4. Verificar que exista una aceptable:
 Reproducibilidad
 Arrastre
 Resultados de control
ASEGURAR FUNCIONAMIENTO
ADECUADO

53. AUTOMATIZACIÓN
EN HEMOSTASIA

54. HEMOSTASIA = BALANCE
plaquetas
Coagulación Fibrinólisis
Organismo
HemorragiaTrombosis

55. FASES DE LA HEMOSTASIA
• Hemostasia primaria
formación de un trombo plaquetario
• Coagulación o hemostasia secundaria
formación de un trombo de fibrina
• Fibrinólisis
rotura del coagulo de fibrina

56. Factores procoagulantes Factores anticoagulantesFXI
I
FXIIa FXI
FXIa
FIX
FIXa
FIXa
FXa
FVIIIa
FX
FVa
FII TROMBINA
Fibrinógeno Fibrina
FT
FVIIa
AT
PCa
PS
TFPI
Si hay déficit, HEMORRAGIA Si hay déficit, TROMBOSIS
CASCADA DE LA COAGULACIÓN

57. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
Plasma con anticoagulante citrato trisódico
Na3C6H5O7 . 2H20 al 0.109 mol/L (3.2%)
Sangre venosa recolectada en un tubo
con citrato de sodio a una proporción de 1:10
( 1 parte de citrato y 9 partes de sangre).
Tiempo de compresión no mayor a 60 seg. Un
tiempo mayor puede elevar los valores de
fibrinógeno.

58. ALMACENAMIENTO DE LAS
MUESTRAS
Las muestras deben mantenerse a temperatura
ambiente (18 – 25°C). El almacenamiento en hielo
o en la nevera puede provocar la activación de los
factores VII y XII.
Estabilidad de las muestras (18 – 25°C) :
TP : 8 horas
APTT : 4 horas (terapia con heparina 2 horas)
Factores : 4 a 8 horas

59. CONGELAMIENTO DE LAS
MUESTRAS
Los plasmas libres de plaquetas se pueden
alicuotar y congelar.
El congelamiento se debe realizar tan pronto
como sea posible, de preferencia a –80°C;
es suficiente a –20°C si es por un período
corto ( 6 meses PT y APTT; 3 meses TT y
Factores).
Las muestras se deben descongelar a 37° C
por 15 minutos y sólo una vez.

60. PRUEBAS DE LABORATORIO
RUTINA
PT
APTT
T. TROMBINA
FIBRINÓGENO
ESPECIALES
FACTORES
TROMBOSIS
LA – AC. ANTICARDIOLIPINA
PROTEÍNA C
PROTEÍNA S
APC – R
ANTITROMBINA
FIBRINÓLISIS
DÍMERO D
PLASMINÓGENO
TPA (Activ.Plasm.Tisular)
PAI – 1 (Inhib.Act. Plasm.)

61. MÉTODOS DE DETECCIÓN

62. MÉTODO MANUAL
Detección por aparición del coágulo

63. MÉTODO MECÁNICO
Método del garfio de Koller

64. MÉTODO MECÁNICO
Método KC Amelung
Billa de metal estacionaria

65. MÉTODO
FOTOMÉTRICO

66. SISTEMA DE DETECCIÓN BASADO
EN LA VISCOSIDAD

67. La detección está basada en el incremento de la viscosidad del
plasma analizado.
El incremento de la viscosidad es medido a través del movimiento
de la billa de metal

68. Cuando se añade el reactivo,
inmediatamente se inicia la detección.

69. El cronómetro inicia la medición cuando la
billa inicia la oscilación de derecha a izquierda.

70. Cuando el coágulo aparece, la viscosidad se incrementa
y la amplitud disminuye.

71. MÉTODO
Coagulométrico: formación de fibrina
Fibrinógeno ----------------> Fibrina
Tiempo de Coagulación : Tiempo empleado
para detectar la formación de fibrina.
TROMBINA
turbidimetría

72. ANÁLISIS CENTRÍFUGO
 Pipeteo automático de
muestra + reactivo.
 Mezcla por centrifugación
 Nefelometría hasta 1200
lecturas por cada
determinación (ej. TP)

73. Sistema Centrífugo
Reactivo
Muestra
Rotor

74. MÉTODO
• Cromogénico: incremento de color
Peptido-pNa ---------------> Peptido + pNa
ENZIMA
Color
(Sust. Cromogénico)

75. Sustratos Cromogénicos
Luz transmitida
Cubeta de reacciónFuente de luz
405 nm
Detector180º

76. MÉTODO
• Inmunológico: incremento de la turbidez
Plasma + reactivo de látex--> aglutinación
Reacción del antígeno presente en el plasma
con anticuerpo (unido a las partículas de
látex) específico al analito a estudiar.
turbidimetría

77. Reacción inmunológica
Luz transmitida
Cubeta de reacciónFuente de luz
671/405 nm
Detector180º

78. Partículas de Latex con
anticuerpo sensible al
Dímero-D
Las partículas de látex se aglutinan, la
suspensión tiene mas absorbancia
INMUNOTURBIDIMETRIA
INMUNOENSAYO TURBIDIMÉTRICO

79. Dímero-D ▬ Dímero-D +

80. Tiempo
CURVA DE REACCIÓN
INMUNOTURBIDIMÉTRICA
Delta
Medida de la turbidez inicial y de la turbidez final
producida por la aglutinación de las partículas de
latex
Turbidez
(mAbs)
Inicial
Final

81. SIEMENS BCS XP

82. STA – COMPACT

83. STA – COMPACT

84. STA – COMPACT

85. ACL ELITE PRO

86. Fluídrica
• Botella de 1 L de solución de
lavado/referencia con sensor nivel y
medición de líquido en tiempo real.
• 2 dilutores de pistón para dispensado
y aspiración de muestras/reactivos.

87. Inlet
T- Line
Centrifuga
Destapador
Outlet
Conexiones
Hematología
Stockyard

88. ¡MUCHAS GRACIAS !
jcaceres1@terra.com.pe
jcacerestorres@yahoo.com