Este manual proporciona recomendaciones para estandarizar métodos de muestreo en el estudio de pesquerías. Recomienda tomar muestras representativas de las capturas y medir aspectos como la longitud, peso, sexo, madurez y fecundidad de los peces de manera estandarizada. Además, detalla métodos específicos para determinar la edad de los peces a través del análisis de otolitos, escamas y vértebras.

1. MANUAL PARA ESTANDARIZAR METODOS DE MUESTREO
A MODO DE INTRODUCCION
La variedad de aspectos involucrados en el estudio de una pesquería, requiere del
Biólogo el conocimiento de una serie de técnicas para recabar la información
básica necesaria para el manejo adecuado de los recursos.
Este manual pretende unificar y entregar recomendaciones generales a manera de
una herramienta para el trabajo del Biólogo, lo cual permitirá comparar estudios
independientemente de la o las personas que lo realicen y además estandarizar la
forma de presentación de dichos estudios, de acuerdo con criterios universalmente
utilizados.
Mirado bajo ese punto de vista, este manual es una guía para orientar como se
deben hacer los estudios y como tal es que debe ser utilizado, ya que esa fue la
intención al confeccionarlo.
Francisco Orellana Touzery

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Contenido
páginas
1.- Muestreo de la Captura 1
2.- Medíciones de Longitud 4
3.- Determinación del peso 5
4.- Determinación del sexo, madurez y fecundidad 6
_______
4.1.- Teleósteos 6
4.2.- Elasmobranquios 7
4.3.- Estados de madurez 7
4.4. Escala de madurez 8
5.- Alimentaclón 11
6.- Muestreo para determinar edades 12
6.l.- Otolitos 12
6.2.- Escamas 13
6.3.- Vértebras 13
7.- Uso de claves 15
8.- Figuras 16

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1.- Muestreo de la Captura
La captura en ningún caso representa el stock existente, y a menudo representa
una selección producida por la selectividad del arte utilizado. Más aún, debemos
estar concientes acerca del hecho de que el azar juega un papel importante en el
muestreo, lo cual limita el significado de la muestra. Todas las características de la
captura, en especial las medibles o calculables, son afectadas por un cierto error
con relación a las verdaderas pero desconocidas características del stock. El
tamaño de este error es determinado por las leyes del azar y por lo tanto los
resultados obtenidos de este modo deben ser chequeados estadísticamente antes
de emitir alguna conclusión de ellos.
Cada captura que se pretende muestrear debe tener su hoja de datos en la cual
se especifique la fecha de captura, lugar, profundidad, duración de la operación de
colecta, arte de pesca empleado, captura total en Kg. y por especie, etc., junto
con algunas informaciones adicionales como temperatura del agua, dirección y
fuerza del viento, tipo de fondo, etc. Si es posible toda la captura debe ser
analizada, si esto no se puede, una parte deberá ser removida y su relación con el
total de la captura debe establecerse en términos de peso o número. Es
recomendable analizar por separado las especies raras o particularmente grandes,
para proceder a extraer una muestra de ella.
El muestrear a bordo de embarcaciones comerciales presenta grandes dificultades
por la selección de especies con alto valor comercial que realiza la tripulación, en
esos casos se recomienda tomar una canasta de la captura antes de que la
tripulación realice ninguna selección de ella. El muestreo en embarcaciones
comerciales que no sean arrastreras debe realizarse en forma similar tratando de
muestrear el máximo posible de ejemplares.
Para el caso de hacer un muestreo en un barco de investigaciones el panorama es
diferente dado que la tripulación obedece las instrucciones del científico. Se
recomienda que la muestra no sea inferior a 1/5 o 1/6 de la captura total,
expresada en las unidades de medida del barco (cajas, canastas, etc.). Tenga
presente al llenar los contenedores que normalmente existe la tendencia a tomar

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primero los ejemplares de mayor talla, por lo que se recomienda tener especial
cuidado en este aspecto a fin de evitar cualquier sesgo.
2.- Mediciones de Longitud
Una de las técnicas más utilizadas en biología pesquera es la medición de las
dimensiones totales de los peces, vale decir su longitud, la cual está relacionada a
muchos otros factores tales como el peso, la edad y la madurez sexual de manera
tal que a partir del largo del pez cualquiera de las otras características puede ser
fácilmente determinada mediante la relación longitud versus el factor en cuestión.
La elección del tipo de dimensión linear a medir es arbitraria pero la mayoría de
los biólogos pesqueros utilizan ya sea el "largo de horquilla” o el “largo total”, pero
ninguno de los dos es utilizado como estándar, pues dependerá de la especie a
medir la longitud utilizada, aunque es ampliamente aceptado el medir con la
misma unidad todos los ejemplares de un mismo stock.
La medida más utilizada es el largo total que va desde el extremo anterior de la
boca (o cabeza) hasta la punta de la aleta caudal la cual se pliega hacia la línea
central, esta medida es utilizada casi universalmente para la mayoría de las
especies a excepción de atunes, salmónidos, júreles y pámpanos; en las cuales la
medida utilizada es el "largo horquilla” el cual va desde el extremo anterior de la
boca hasta el centro del ángulo que forman los 2 lóbulos caudales. Otra medida
que rara vez se utiliza en pesquerías sino más bien en sistemática es el "largo
estándar, el cual va del extremo de la boca hasta el último hueso de la columna
(urostilo) (Fig. N° 1).
En todo caso, al realizar los reportes se debe especificar la medida utilizada (largo
total, horquilla, estándar) y la forma como fue tomada, existiendo actualmente
algunas normas establecidas como universales, como por ejemplo:
a).- El pez debe yacer sobre su costado derecho y la cabeza hacia la izquierda.

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b).- La boca debe estar cerrada y se debe apoyar en el ictiómetro la sínfisis
maxilar, en caso que la mandíbula se proyecte muy por delante de la maxila
se apoya la sínfisis mandibular (siempre con la boca cerrada) (Fig. No. 2)
c).- El pez debe medirse mientras está fresco y húmedo, estirando el cuerpo y la
aleta caudal en el sentido de la línea media, peces en “rigor mortis" con el
cuerpo doblado deben ser previamente estirados y suavizados.
d).- Rayas y otros peces aplanados dorsoventralmente se miden yaciendo
ventralmente.
La lectura de la longitud en el ictiómetro debe hacerse al centímetro inferior y al
calcular la talla media se le agrega 0.5 cm a su valor. Peces menores de 20 cm se
miden en intervalos de 0.5 cm siempre realizando la lectura al 1/2 cm inferior y se
suma 0,25 cm a la media. Esta corrección a la media puede subsanarse
agregando al ictiómetro un bloque de madera de 0.5 cm de espesor (Fig. No. 3).
1 --
Peces demasiados grandes (tiburones, atunes) se dejan yacer sobre el costado
derecho en el suelo (cubierta) y se marca su proyección perpendicular en el
extremo del hocico y en el extremo de la cola (u horquilla), procediéndose luego a
medir en el suelo y en línea recta dicha proyección; peces muy gordos deben
medirse con compás de espesor.
Aquellos peces que presentan la cola dañada pueden descartarse siempre y
cuando no sean muchos o pertenezcan a una talla determinada (por ejemplo solo
peces grandes presentan cola dañada), en caso contrario se compara sus
proporciones corporales con un pez de dimensiones similares y se estima su
longitud.
3.- Determinación del Peso
Mediciones precisas del peso a bordo presentan enormes dificultades dado a que
el movimiento de la embarcación crea perturbaciones, sin embargo en días calmos
o en embarcaciones de gran tamaño se pueden obtener pesajes aceptables con
balanzas apropiadas (de resortes o de brazo), pero en tierra cualquier tipo de

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balanza con la escala apropiada es utilizable.
En general es suficiente una precisión de 1 gramo para peces pequeños y entre 5
y 10 gramos para peces grandes, debido a que las condiciones de humedad del
pez hacen que una exactitud mayor sea de poco significado. En algunas
ocasiones es necesario pesar por separado algunas partes del pez, dependiendo
del motivo de estudio, tales como gónadas, hígado, contenido estomacal, etc.
4.- Determinación del sexo, madurez y fecundidad
La determinación de la proporción sexual y de la secuencia de estados de
madurez durante el año son de considerable importancia para conformar un sólido
conocimiento sobre la biología de las especies en estudio y es parte integral en los
programas de evaluación de stocks.
Los machos y hembras de algunas especies tienen tales diferencias en las tasas
de crecimiento que deben ser considerados como poblaciones diferentes, también
las tasas de mortalidad pueden diferir entre los sexos.
La información recabada a través de estas observaciones nos indicará la edad y el
tamaño en el cual el pez alcanza su madurez sexual, la época y el lugar de
desove, la duración del ciclo reproductivo. La información sobre fecundidad nos
daría una idea sobre el tamaño del stock y su potencial reproductivo.
Como los dos grupos principales de peces, teleósteos y elasmobranquios difieren
demasiado en su biología reproductiva, serán tratados por separado.
4.1.- Teleósteos
La determinación del sexo en teleósteos no presenta grandes dificultades, en
algunas especies es posible hacerlo en base a los caracteres externos cuando se
presenta dimorfismo sexual como es el caso de los salmones o el dorado de
altamar, a través de la coloración nupcial o bien por la presencia de gonopodios
en los machos (Poecillidae) o papilas genitales (Gobiidae).

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El sexo de los peces que ya están por desovar es determinado fácilmente
presionando la cloaca lo que causa la salida de semen o huevos al exterior.
En los lenguados es posible determinar el sexo colocándolos hacia la luz, lo que
permitirá visualizar la cavidad abdominal, la cual es más grande en la hembra que
en el macho. Pero todas éstas son excepciones y lo más normal para determinar
el sexo es abrir el abdomen y observar las gónadas y aún así puede presentarse
alguna dificultad con individuos virginales, haciéndose necesario la observación
microscópica en tales casos. Para individuos que ya han superado la etapa virgen
el sexo es fácilmente determinado por observación macroscópica; los ovarios son
tubulares, rosados y granulosos mientras que los testículos son aplanados
(acintados) blanquecinos y generalmente su borde ventral es ondulado. En
individuos maduros la diferencia entre machos y hembras es más fácil de
determinar por el aspecto granuloso del ovario y su color amarillo naranja mientras
que los testículos son blanquecinos o pálidos
4.2.- Elasmobranquios
La determinación del sexo en elasmobranquios se realiza por medio de caracteres
externos debido a que los machos presentan órganos copulares asociados a las
aletas pélvicas denominados pterigopodios, mixopterigios o claspers. La hembra
no los presenta.
4.3.- Estados de madurez
El término madurez se refiere al grado de maduración que presentan los ovarios y
testículos del pez y hablamos de primera madurez cuando un pez desova por
primera vez. Chequeos rutinarios sobre el grado de madurez de una especie se
realizan normalmente por medio de una escala, en la cual se asignan diferentes
estados a ciertas características que pueden ser diferenciadas “a ojo”, dado que
una diferenciación más refinada utilizando cortes histológicos tomaría mucho
tiempo y no sería recomendable para muestreos rutinarios corno los realizados en
análisis de pesquerías. Un gran número de escalas de madurez han sido

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confeccionadas y descritas en la literatura, muchas de ellas demasiado refinadas
y con estados difícilmente perceptibles a simple vista y como el examen “a ojo"
implica juicios subjetivos, tal refinamiento resulta innecesario. Una escala de
madurez para que sea de utilidad debe contemplar ciertos requisitos básicos, a
saber:
1) Debe distinguir entre los estados virginales que empiezan a madurar y
aquellos que ya han desovado previamente.
2).- Debe definir claramente cuando el período de desove está en progreso y
cuando está concluido.
3).- Ser capaz de determinar rápidamente la madurez sin utilización de equipo
especial permitiendo el análisis de muestras de gran tamaño en condiciones
de campo.
Vistas estas consideraciones, propongo una escala de 6 puntos la cual se adapta
a la mayoría de los casos, lo cual no significa que deba seguirse
“dogmáticamente” sino que es la base para iniciar los estudios y puede ser
adaptada de acuerdo a la especie en observación.
4.4.- Escala de madurez
Estado 1.- Juveniles virginales
Machos : Testículos muy pequeños, situados cerca de la columna vertebral,
delgados, transparentes, en sección transversal presentan forma
triangular.
Hembras: Ovarios transparentes, ligeramente rosados, en sección transversal
presentan forma ovoidal.

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Estado II.- Reposo
Machos : Testículos rosados, sin zonas blancas, presentan un borde posterior
Iiso unido al mesenterío y un borde anterior acintado que forman
repliegues en forma de “S”
Hembras: Ovarios no presentan ovocitos visibles a simple vista, membrana
ovárica de color amarillo claro o rosado pálido con presencia de
algunos vasos sanguíneos.
Estado III.- Madurando
Machos : Testículos desarrollados, presentan zonas turgentes de color blanco o
grisáceos, vasos sanguíneos visibles, al presionarlos no liberan
semen.
Hembras : Ovarios aumentan de diámetro, se presentan turgentes, de color
anaranjado, ovocitos opacos visibles a la observación macroscópica,
abundante red sanguínea.
Estado IV.- Maduración Total (Desovando)
Machos: Testículos desarrollados, color blanco amarillento; aspecto suave,
cremoso. Al presionarlos liberan semen.
Hembras Ovarios muy grandes membrana ovárica transparente lo cual permite
ver los óvulos traslúcidos, estos se hallan aglomerados sin dejar
espacios libres, al presionar el ovario son liberados al exterior.
Estado V.- Recién Desovado (vacíos)
Machos : Testículos vacíos de gran tamaño, muy vascularizado, no sale semen
al presionarlos, flácidos.

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Hembras : Ovarios algo flácidos, de color rojizo sin óvulos traslúcidos, al
cortarlos transversalmente, se observa un lumen amplio con sangre
coagulada.
Estado V-II.- Reversión
Machos : Testículos se reducen de tamaño; retorna la coloración rosada poco a
poco
Hembras : Ovarios flácidos y aplanados, se reducen en longitud, color anaranjado
violáceo y aspecto hemorrágico.
En los elasmobranquios es más difícil la determinación de los estados y solo se
acostumbra a diferenciar entre inmaduros, madurando y maduros y para el caso
de hembras ovovivíparas o vivíparas, es posible determinar la presencia de
embriones en el útero mediante observación interna previa disección.
Para los machos, el estado de los pterigopodios es índice del grado de madurez;
en los ejemplares inmaduros los pterigopodios son pequeños y flácidos, no
alcanzan el borde posterior de la aleta pélvica. En los ejemplares en maduración,
los pterigopodios son más grandes y se extienden hasta el borde posterior de la
aleta pélvica, la estructura interna del pterigopodio es visible pero no está
osificada. En los ejemplares maduros, los pterigopodios se extienden bastante
mas allá del borde de la aleta pélvica (Fig. N° 4).
La madurez de las hembras se determina por examen interno. El sistema
reproductivo de las hembras está compuesto de:
a).- Ovarios (generalmente dos pero en algunos casos uno)
b).- Glándula de la concha
c).- Oviductos
d.- Cloaca
En las hembras inmaduras el ovario se distingue por no contener huevos, la
glándula de la concha es pequeña y los oviductos son blancos y de paredes
gruesas.

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Cuando están madurando, es posible observar huevos de color blanco en el
ovario pero el resto del sistema reproductivo permanece similar al de la hembra
inmadura. En la hembra madura, los ovarios contienen huevos amarillos (excepto
inmediatamente después de la ovulación en especies ovíparas). La glándula de la
concha aumenta de tamaño, los oviductos se presentan distendidos y en las
especies vivíparas flácidos y altamente vascularizados. En las especies vivíparas
también es posible asociar la madurez de las hembras con el tamaño de la cloaca
(Fig No. 5).
5. - Alimentación
El tipo de nutrición de una especie es de importancia con relación a la tasa de
crecimiento y porque nos indica su posición en la cadena alimenticia y es por eso
que al analizar cualquier stock, debemos prestar cierta atención al contenido
estomacal de los peces.
Existen diversas metodologías para este tipo de análisis siendo dos las
básicamente empleadas:
1.- Determinación del grado de repleción del estómago mediante la siguiente
escala
o Estómago vacío
1 Estómago con 1/3 de contenido
2 Estómago con la mitad de contenido
3 Estómago lleno
4 Estómago lleno y distendido
5 Estómago regurgitado
2.- Determinación del porcentaje de ocurrencia de los principales grupos de
alimento presentes en el contenido estomacal, lo cual se realiza ya sea en
observación directa en el campo indicando el grupo dominante o preservando
los estómagos en una solución fuerte de formalina (1: 5) para posterior análisis
en el laboratorio. Cuando se trabaja con la primera posibilidad conviene
establecer características generales tales como: consumidores de plancton, de
peces, de crustáceos, de moluscos, etc, y tratando de identificar lo mas

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cercanamente posible al alimento dominante. Los estudios de laboratorio
son más precisos y los datos pueden representarse como porcentaje de
ocurrencia, volumen porcentual, peso porcentual (peso seco) o asignando
puntos a cada ítem, dependiendo el puntaje si el organismo es muy común
(alto puntaje) o muy raro (bajo puntaje) en el contenido, y si es de talla grande
(alto puntaje) o de talla pequeña (bajo puntaje).
6.- Muestreo para determinar edades
El conocimiento exacto de la edad de un pez es uno los elementos importantes en
el estudio de la dinámica de una población, dado que constituye la base de los
cálculos tendientes a conocer el crecimiento, la mortalidad, el reclutamiento y el
rendimiento entre otros.
La determinación de la edad se basa en las discontinuidades que se producen en
las estructuras esqueléticas como resultados de cambios en el ambiente
(temperatura, lluvias) o de cambios fisiológicos (disponibilidad de alimento,
desove). Prácticamente casi todas las estructuras esqueléticas han sido utilizadas
para la determinación de la edad siendo los otolitos y las escamas los más
empleados pero también se emplean vértebras, espinas y huesos operculares.
Estas estructuras esqueléticas crecen al mismo tiempo que el pez por la adición
de sustancias, originándose un patrón anular.
6.1.- Otolitos
Los otolitos más utilizados son los "sagitta” por ser de mayor tamaño. Se
encuentran ubicados en el sáculo del oído interno y para extraerlo se requiere
hacer un corte en el cráneo para luego extraerlos con pinzas. El tipo de corte y la
profundidad de él, dependen de la especie estudiada y requiere de cierta práctica
antes de dominar la técnica; una vez extraídos los otolitos se limpian sobre el
dorso de la mano y se almacenan en bolsas de papel anotando los siguientes
datos: especie, número de muestra, número de ejemplar, fecha, lugar de captura,

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sexo, longitud y peso. La observación puede realizarse posteriormente
colocando el otolito en un medio refrigerante (agua destilada o xilol) iluminándolo
desde arriba y provisto de fondo oscuro. Debe evitarse el preservar los otolitos en
formalina. Algunos otolitos son observados mas claramente si se preservan en
líquido (en especial los de pequeño tamaño) para lo cual se recomienda una
mezcla de alcohol glicerina (3 : 1 ).
6.2.- Escamas
Las escamas están situadas en bolsillos que posee la piel de los peces y están
divididas en dos áreas por una línea horizontal. El área sumergida en el bolsillo
está cubierta de estrías y anillos concéntricos mientras que el área expuesta al
medio carece de estrías. Las escamas mejor utilizadas para lectura de edad son
las del hombro o sea las ubicadas entre la cabeza y la aleta dorsal, por sobre la
línea lateral. (Fig. N° 6).
Previamente a extraer escamas el pez debe ser lavado y luego pasar la mano en
sentido antero posterior para remover escamas sueltas, luego con una pinza se
procede a sacar 3-4 escamas, las cuales deben ofrecer algo de resistencia al ser
jaladas con la pinza, caso contrario deben descartarse. Para almacenarlas se
puede utilizar dos métodos:
a).- Montarlas directamente en portaobjetos del mismo modo como son extraídas
(lado externo hacia arriba).
b).- Almacenarlas en bolsas de papel.
Eh ambos casos debe anotarse la misma información que para otolitos. Escamas
guardadas largo tiempo en bolsas de papel deben ser lavadas en hidróxido de
amonio (NH4OH) al 1 % previo a su observación.
6.3.- Vértebras
Para el caso de los peces cartilaginosos (tiburones, rayas) en que sus otolitos son

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dispersos se utilizan otras estructuras esqueléticas tales como espinas
(Squalidae) y vértebras.
La desventaja de esta técnica es que requiere de mucho tiempo y dedicación,
además del empleo de reactivos difíciles de conseguir o peligrosos en su
manipulación. Las vértebras empleadas para edad deben ser normales o sea
evitar aquellas modificadas por su función (atlas, axis, etc.), lo más recomendable
es sacar 4 o 5 vértebras entre la vértebra 3 y la 10 (vértebras dorsales) con el
cuidado de eliminar la mayor cantidad posible de carne. Se recomienda hervir las
vértebras en una solución de hidróxido de sodio (NaOH) al 1 % para remover la
carne y luego almacenarlas en metanol puro para su posterior tratamiento; de no
ser esto posible se puede congelar la muestra hasta su preparación. En caso de
no poder cumplir ninguna de las dos recomendaciones anteriores, aún es posible
fijar la muestra en formalina neutralizada al 4 % por un período no mayor de 36-40
horas. Después de removida la carne los pasos a seguir son los siguientes:
1.- Deshidratación en acetona anhidra o alcohol absoluto, agitando
vigorosamente y cambiando la solución inmediatamente que esta se torne
lechosa (1 minuto más o menos), repetir hasta que ningún cambio de color
ocurra.
2~. Deje caer la vértebra en xileno o terpinol y retire inmediatamente
3-- Incube por 30 minutos en 70 % parafina líquida (o carbowax MV 1000) en
horno a 52° C.
4.- Incube por 45 minutos en 90 % parafina líquida en horno a 52° C.
5-- Incube por 60 minutos en 100 % parafina líquida en horno a 52° C.
6.- Clarifique en xileno o terpinol por un lapso de tiempo que va de 1/2 hora a 5
horas.
7.- Examine bajo xileno en estereoscopio con poco aumento.

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La deshidratación es uno de los pasos más importantes y se debe tener cuidado
ya que la sobre deshidratación disolverá el anillo situado en el borde de la vértebra
y por el contrario, insuficiente deshidratación oscurecerá el xileno y los anillos se
tornarán oscuros. El método requiere una cierta práctica para poder dar resultados
y es necesario una serie de pruebas para ajustarlo a la especie que se desea
estudiar.
7.- Uso de Claves
La taxonomía es la ciencia de la clasificación biológica y trata de reflejar relaciones
naturales y el curso por medio del cual, organismos relacionados evolucionaron.
Las claves son bastante empíricas; son producidas solamente para permitir al
biólogo identificar las especies enfrente de él, en general las claves tienden a
expresar relaciones naturales pero lo mejor es que sean confiables y fáciles de
usar. La clave más común en uso es la “directa dicotómica” en la cual se hace
una pregunta que solo posee dos claras respuestas como por ejemplo, la
presencia o ausencia de un carácter, etc. Cada respuesta conduce a otra
pregunta, hasta que la familia, el género o la especie es definido. Debido a que las
claves son esencialmente artificiales, no existen reglas rígidas al respecto, por
ejemplo, no hay razón para que una pregunta ocasional no pudiera tener tres
respuestas posibles, siempre y cuando estas respuestas sean completamente
distintas. Es normal tratar de separar primero los taxa superiores antes que hacer
preguntas que conduzcan a especie por un lado y a super familia por el otro.

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8.- Figuras
Fig. N° 1 Mediciones de longitud
Fig. N° 2 Mediciones de longitud en ictiómetro
Fig. N° 3 Mediciones de longitud en ictiómetro

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Fig. N° 4 Estados de madurez en elasmobránqueos (macho)
Fig. N° 5 Estados de madurez en elasmobránqueos (hembra)

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Fig. N° 6 Zona de muestreo de escamas