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Manual de Coleta de Material biologico

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  1. 1. Manual para Coleta de Materiais Biológicos nos Hospitais Privados Versão IX, 2010 Autor: Enfª Priscila Rosseto de Toledo. Data: 15/02/2010 Aprovado por: Drª Elisa Junko Ura. Data: 22/03/2010. CONTROLADA
  2. 2. OBJETIVO Garantir a execução de procedimentos de coleta de acordo com a padronização existente no SIG, assim como a qualidade da amostra e principalmente a segurança do paciente.
  3. 3. CAPÍTULO I: PROCESSO LABORATORIAL CAPÍTULO II: A FASE PRÉ-ANALÍTICA CAPÍTULO III: COLETA DE SANGUE CAPÍTULO IV: MICROBIOLOGIA CAPÍTULO V: COLETAS DIVERSAS REFERENCIAL TEÓRICO ANEXOS PROCESSO LABORATORIAL ÍNDICE
  4. 4. O processo de realização de exames laboratoriais tem início com o médico solicitante, quando preenche um pedido médico para realização de exames laboratoriais e termina quando este profissional recebe e interpreta os resultados obtidos. Entre estes dois pontos, o laboratório deve realizar o cadastro do paciente e dos exames solicitados, a coleta de amostras, o transporte até o laboratório, o preparo das amostras, a realização dos testes, a análise dos resultados obtidos, a liberação dos resultados, a entrega dos laudos e o auxílio na interpretação dos resultados. Este processo pode ser dividido em 3 principais fases: FASE PRÉ - ANALÍTICA • Solicitação Médica • Cadastro dos dados do paciente e dos exames no sistema informatizado • Identificação dos pré-requisitos necessários para realização dos testes • Identificação das medicações em uso • Coleta dos materiais necessários • Identificação das amostras • Armazenamento das amostras para transporte • Encaminhamento das amostras ao laboratório • Preparo das amostras para análise FASE ANALÍTICA • Calibração dos equipamentos • Manutenção preventiva dos equipamentos • Preparo dos reagentes necessários • Realização dos exames FASE PÓS - ANALÍTICA • Análise dos resultados obtidos (incluindo a análise da evolução dos resultados do paciente) • Liberação dos resultados • Entrega dos laudos • Auxílio na interpretação dos resultados PROCESSO LABORATORIAL CAPÍTULO I: PROCESSO LABORATORIAL
  5. 5. Os programas de Controle de Qualidade utilizados no laboratório têm um foco importante no controle da precisão e acurácia dos testes.
  6. 6. Definição É a fase que compõe o atendimento do cliente quanto as: Requisições médicas; Informações prestadas para coletas domiciliares; Informações sobre preparo de exames; Cadastramento no sistema informatizado; Identificação dos pré-requisitos e medicações em uso; Coleta do material biológico; Armazenamento da amostra; Transporte para o laboratório de apoio; Preparo e/ou triagem da amostra para análise. Erros Pré-analíticos Erros pré-analíticos são os erros cometidos no período anterior a análise da amostra, os quais podem influenciar a qualidade dos resultados finais medidos e comprometer o diagnóstico e tratamento do paciente. Procedimentos Básicos para Minimizar Ocorrências de Erro Segundo SBPC 2010) o coletador deve se assegurar de que a amostra será colhida do paciente especificado na requisição de exames.  Para pacientes adultos e conscientes • Pedir que forneça nome completo, número da identidade, ou data de nascimento. • Comparar estas informações com as constantes na requisição de exames.  Para pacientes internados • Em geral, os hospitais disponibilizam etiquetas pré-impressas com os dados de identificação necessários. Mesmo assim, o coltador deve verificar a identificação no bracelete ou a identificação postada na entrada do quarto, quando disponível. O número do leito nunca deve ser utilizado como critério de identificação. Em unidades fechadas, como Centro de Terapia Intensiva ou Unidades Intermediárias, o coletador PROCESSO LABORATORIAL CAPÍTULO II: A FASE PRÉ-ANALÍTICA
  7. 7. deve, em caso de dúvidas na identificação, buscar ajuda dos profissionais daquele setor com o propósito de assegurar a adequada identificação do paciente. • Relatar ao supervisor do laboratório qualquer discrepância de informação.  Para pacientes muito jovens ou com algum tipo de dificuldade de comunicação • O coletador deve valer-se de informações de algum acompanhante ou da enfermagem. • Pacientes atendidos no pronto-socorro ou em salas de emergência podem ser identificados pelo seu nome e número de entrada no cadastro da unidade de emergência. É indispensável que a identificação possa ser rastreada a qualquer instante do processo. O material colhido deve ser identificado na presença do paciente. Nos sistemas manuais, isto pode ser feito pela colocação, nos tubos de coleta, de etiquetas com o nome do paciente, a data da coleta e o número sequencial de atendimento. Este número deve constar em todos os documentos, amostras, mapas de trabalho, relatórios e laudo final. Variáveis Pré-analíticas São variáveis que podem alterar os valores basais/normais dos indivíduos, são elas: Cronobiológica; Gênero; Idade; Posição do cliente no momento da coleta; Atividade física; Altitude (local geográfica); Trauma ou dor; Hipertermia; Estado emocional; Jejum prolongado; Garroteamento prolongado. Em ambientes hospitalares temos: Procedimentos terapêuticos ou diagnósticos (Hemotransfusão; Infusão de soluções entre outros).
  8. 8. Abordagem do cliente para o procedimento de coleta. O procedimento de coleta de material biológico causa sempre insegurança ao cliente, pois a espera deste resultado pode trazer consigo a idéia de alívio, medo, novos procedimentos diagnósticos e etc, por este motivo é importante que neste momento o coletador esteja seguro e confiante para que possa tranqüilizar o cliente. Se paciente não apresenta alteração do nível de consciência, é importante que o procedimento de coleta seja explicado em linguagem clara, mesmo em caso de crianças. Isto facilita a colaboração do paciente no procedimento. Quando o mesmo não está apto a compreender as informações, estas são passadas ao acompanhante caso este esteja presente. Nunca diga “não vai doer nada”, pois o paciente perderá a confiança caso você venha a realizar outro procedimento. Caso o paciente pergunte “para que serve determinado exame” diga o nome do exame, e que somente o médico (a) ou enfermeiro (a) poderão explicar a finalidade do teste. Eficiência e descrição são extremamente importantes É de vital importância que o profissional esteja adequadamente vestido, para isto é necessário: Avental ou uniforme limpo e bem passado; Sapatos fechados e limpos, e que o material de fabricação do mesmo seja resistente, não é permitido o uso de tênis de tecido ou sapatilhas de pano. Cabelos devem estar limpos, e quando forem compridos devem estar presos com fivelas e redinhas, conforme padronização. Unhas devem estar sempre curtas e limpas, dê preferência com esmaltes claros, para que a sujidade subungueal seja percebida e eliminada. Os adornos devem ser usados com moderação, já que a NR32/2008 prevê que os mesmos não devam ser utilizados no dia-a-dia durante a manipulação de material biológico, assim como no contato direto com pacientes. Os brincos devem ser curtos e o uso de alianças é permitido.
  9. 9. Interferentes na obtenção da amostra - atuação direta da coleta Evaporação do álcool → Hemólise Seqüência de tubos → Contaminação de anticoagulante / Alteração de resultado Homogeneização → Coágulo Acondicionamento inadequado → Alteração de resultado / Estabilidade das amostras.
  10. 10. Tipos de amostras sanguíneas  Soro É a parte líquida do sangue obtido quando coletado em TUBO SEM ADITIVO + CENTRIFUGAÇÃO.  Plasma É a parte líquida do sangue obtido quando coletado em TUBO COM ANTICOAGULANTE + CENTRIFUGAÇÃO.  Sangue Total Neste estado o sangue permanece nas suas características próximas a normalidade, obtido quando coletado em TUBO COM ANTICOAGULANTE, não sofre o processo de centrifugação. PROCESSO LABORATORIAL CAPÍTULO III: COLETA DE SANGUE
  11. 11. Materiais utilizados para coleta de sangue  Tipos de Tubos Os tubos para coleta variam em tamanho e podem ou não conter aditivos. Os aditivos atuam na coagulação ou preservam algum componente sanguíneo a ser analisado, quando mantida a proporção sangue/aditivo correta. É por este motivo que é vital que se obedeça ao volume nominal indicado em cada tubo de coleta, assim como a ordem para coleta dos mesmos. Gel separador Permite a separação completa entre o soro e o coágulo, permitindo que a estabilidade da amostra seja prolongada; Diminuição de interferentes no armazenamento e transporte; Rendimento maior do soro. Tubo plástico sem gel separador Possui em sua composição sílica, um ativador natural de coágulo; Utilizado para obtenção de soro. Citrato de Sódio tamponado 3,2% Utilizado para obtenção de plasma; È utilizado para inibir a formação da cascata de coagulação.
  12. 12. EDTA K3 Utilizado para obtenção de sangue total e plasma (se centrifugado); Inibe a coagulação quelando o cálcio. Fluoreto de Sódio + EDTAK2 Utilizado para obtenção plasma (se centrifugado); Inibe glicólise. Heparina Sódica ou Lítica Usado para obtenção de plasma; Inibe o processo de coagulação; Plasma límpido e livre de células; EDTAK2 + Gel Separador Diminuição alterações durante armazenamento e transporte; Usado para obtenção de plasma; Alta performance para obtenção de plasma. EDTAK2 com ou sem aditivo Livre de Metais Livre de metais e aditivos; Usado para obtenção de soro. ACD (Ácido cítrico, citrato de sódio e dextrose) Preserva células sanguíneas por até 21 dias (1° à 6° C).
  13. 13. Citrato de Sódio tamponado 3,8% Utilizado para VHS (Velocidade de hemossedimentação). Seringa preparada com Heparina Lítica com cálcio balanceado Utilizado para dosagem de gases sanguíneos e outras provas de terapia intensiva. Portifólio de produtos – Volume nominal (Adultos) Portifólio de produtos – Volume nominal (Pediátricos e Neonatais) LEGENDA SARSTEDT ® 1. Tubo EDTA K- Volume 500 μl. TAMPA ROXA 2. Tubo Soro Gel - Volume 500 μl TAMPA AMARELA 3. Tubo de Heparina Lítica- Volume 500 μl TAMPA VERDE
  14. 14. LEGENDA GBO ® 1. Tubos Fluoreto de Sódio – Volume 250 500 μl. TAMPA CINZA 2. Tubo Soro Gel - Volume 500 μl TAMPA AMARELA 3. Tubo EDTA K- Volume 500 μl. TAMPA ROXA 4. Tubo de Citrato de Sódio- Volume 500 μl ou 1000 μl TAMPA AZUL  Volume mínimo necessário para coleta de sangue Lembramos que o volume mínimo a ser coletado depende da quantidade de testes solicitados naquela amostra TUBOS BD ®: Tubo Soro Gel Separador 3,5 ml (Rolha Amarela) : 1,5 ml Tubo Soro Gel Separador 5,0 ml (Rolha Amarela) : 2,5 ml, Tubo EDTA 4,0 ml (Rolha Roxa): 2,0 ml Tubo EDTA 2,0 ml (Rolha Roxa): 1,0 ml Tubo PPT 5,0 ml (Rolha Branca): 3,0 ml Tubo Heparina 5,0 ml (Rolha Verde): 3,0 ml Tubo Metais com Ativador de Coágulo sem Gel 6,0 ml (Rolha Azul Marinho): 4,0 ml Tubo Metais com EDTA 6,0 ml (Rolha Azul Marinho): 4,0 ml Tubo Citrato 2,7 ml (Rolha Azul): 2,7 ml (volume total do tubo) Tubo Citrato 1,8 ml (Rolha Azul): 1,8 ml (volume total do tubo) Tubo Fluoreto 2,0 (Rolha Cinza): 2,0 ml (volume total do tubo) Tubo ACD 8,5 ml (Rolha Amarela Clara) : 6,0 ml TUBOS GBO ®: Tubo Soro Gel Separador 5,0 ml (Rolha Vermelha com Aro Amarelo): 2,5 ml Tubo Soro Gel Separador 4,0 ml (Rolha Vermelha com Aro Amarelo): 2,0 ml Tubo Citrato 3,5 ml (Rolha Azul) com aro branco) : 3,5 ml (volume total do tubo) Tubo Citrato 2,0 ml (Rolha Azul) com aro branco): 2,0 ml (volume total do tubo) Tubo EDTA 4,0 ml (Rolha Roxa):: 2,0 ml Tubo EDTA 2,0 ml (Rolha Roxa com aro branco): 1,0 ml Tubo Heparina 4,0 ml (Rolha Verde): 2,0 ml Tubo Fluoreto 4,0 (Rolha Cinza): 4,0 ml (volume total do tubo) Tubo Fluoreto 2,0 (Rolha Cinza com aro branco): 2,0 ml (volume total do tubo) Tubo com Ativador de Coágulo sem Gel 4,0 ml (Rolha Vermelha): 2,0 ml Tubo Metais com Heparina 6,0 ml (Rolha Azul Marinho): 3,0 ml Tubo Citrato de Sódio para VHS 1,6 ml (Rolha Preta): 1 ,6 ml (volume total do tubo)
  15. 15.  Seqüência para Coleta dos Tubos Segundo CLSI Clinical and Laboratory Standards Institute (2009):
  16. 16. Sistemas para Coleta  Sistema Fechado Conhecido como sistema à vácuo, utiliza um adaptador para agulha e agulha a vácuo. Esse sistema deve ser priorizado por: Facilidade de manuseio. Coleta exata do volume de sangue devido existência de vácuo calibrado. Conforto do paciente devido à possibilidade de se coletar vários tubos com uma única punção. Segurança do profissional, uma vez que a coleta a vácuo é um sistema fechado.  Sistema Aberto Pode ser realizado através do uso de seringas em conjunto com: agulha, scalp ou diretamente de cateter. Este tipo de coleta deve ser realizada apenas em situações excepcionais como: Clientes com acesso venoso muito difícil. Cliente com fragilidade capilar. Crianças muito pequenas.  Sistema Aberto através de Cateteres O laboratório não aconselha a punção através de jelco, angiocath ou insyte devido ao risco de hemólise, caso o mesmo seja indispensável deve- se utilizar um adaptador específico para este fim.
  17. 17. Fontes para obtenção da amostra As amostras sanguíneas podem ser obtidas de diversos locais em nosso corpo, dentre estes locais vale ressaltar: Venosa; Arterial; Capilar; Cateter; Punção Venosa Definição É um método invasivo, onde a rede venosa é acessada para infusão de fármacos e/ou soluções, assim como a coleta de sangue para exames laboratoriais. Técnicas para visualização da veia Pedir para o cliente abaixar o braço e fazer movimentos de abrir e fechar a mão. Massagear delicadamente o braço do paciente (do punho para o cotovelo). Fixação da veia com os dedos nos casos de flacidez. Aplicação de calor local com o auxílio de uma bolsa de água quente. • Observação de veias calibrosas. Palpação: realizada com o dedo indicador do coletador. Não utilizar o dedo polegar devido à baixa sensibilidade da percepção da pulsação. Esse procedimento auxilia na distinção entre veias e artérias pela presença de pulsação, devido à maior elasticidade e à maior espessura das paredes dos vasos arteriais. Transiluminação: procedimento pelo qual o coletador utiliza uma ou duas fontes primárias de luz: a primeira, de alta intensidade; a segunda usa LED. O equipamento transiluminador cutâneo é de grande auxílio à localização de veias, por meio de feixes de luz emitidos no interior do tecido subcutâneo do paciente. O usuário deve fixar o garrote da maneira usual, deslizando o transiluminador pela pele, sempre aderindo a superfície para não haver dispersão de luz. As veias serão vistas como linhas escuras. Uma vez definido qual o melhor local para punção, o transiluminador é fixado na região escolhida, cuidando-se para que não atrapalhe o fluxo sanguíneo. Há introdução da agulha, completando o procedimento como de costume. O transiluminador é particularmente útil em: neonatos, pacientes
  18. 18. pediátricos, pacientes idosos, pacientes obesos, pacientes com hipotensão, cuja localização das veias é difícil. Aplicação do garrote/torniquete Posicioná-lo a cerca de 8 cm ou 4 dedos acima do local da punção; Não deve ser utilizado por mais de 1 minuto; Não apertar intensamente, o pulso deve permanecer palpável; Caso o cliente seja alérgico ao látex, não utilizar este material para garroteamento. Palpação; Ordenha; Aplicação de calor. OBS: Não dar tapinhas no local a ser puncionado, principalmente em idosos, pois caso possuam ateromas, estes poderão se deslocar trazendo graves consequências. Locais de escolha para a punção venosa Diversos locais podem ser escolhidos para realizar a punção venosa. Dar preferência para realizar a punção na veia mediana do braço, devido ser uma veia de boa visualização e bom fluxo venoso. As demais veias do braço (Basílica e Cefálica) bem como as das regiões das mãos ou dos pés, podem ser puncionadas, mais deve ser tomado um cuidado especial durante a coleta pois as mesmas são mais susceptíveis a formação de hematoma (principalmente a Basílica - Veia lateral interna do braço).
  19. 19. Sistema Venoso Locais para punção venosa
  20. 20. Locais que devem ser evitados para a punção venosa Locais com cicatrizes ou queimaduras; Áreas com terapia de hidratação intravenosa; Nos casos em que isto não for possível, coletar SEMPRE ABAIXO da infusão, o mais longe possível, e avisar ao laboratório das condições de coleta. Membro próximo a mastectomia, cateterismo ou qualquer procedimento cirúrgico; Veias previamente trombosadas (entumecidas). Procedimento de coleta de sangue venoso em sistema fechado Informar ao cliente sobre o procedimento a ser realizado Posicionar o braço do cliente no suporte (inclinado para baixo a partir da altura do ombro) Higienizar as mãos. Calçar as luvas de procedimento. Garrotear o braço/antebraço do cliente Selecionar a veia a ser puncionada, soltar o garrote. Dar preferência para realizar a punção na veia Mediana do braço. As demais veias do braço (Basílica e Cefálica) bem como as das regiões das mãos ou dos pés, podem ser puncionadas, mais deve ser tomado um cuidado especial durante a coleta pois as mesmas são mais susceptíveis a formação de hematoma (principalmente a Basílica - Veia lateral interna do braço). Preparar o material adequado para a punção: agulha múltipla 21 ou 22G dependendo do calibre da veia, holder e tubos para coleta. Abrir a agulha na frente do cliente informando que a mesma é descartável. Conectar a mesma no holder. Garrotear novamente o membro escolhido. Fazer antissepsia do local da punção com álcool 70%. Deixar secar a umidade do álcool. Retirar a proteção da agulha múltipla Puncionar a veia. Penetrar a agulha na pele com bisel voltado para cima, num ângulo de 30º. Com o auxílio da outra mão, esticar a pele abaixo do local da punção Firmar com uma das mãos o holder, impedindo que a agulha se movimente.
  21. 21. Inserir o primeiro tubo para coleta a vácuo e soltar, se possível, o garrote no momento em que o sangue entrar no tubo (seguir a ordem padronizada no item Sequência para coleta dos tubos a vácuo). Homogeneizar os tubos cerca de 5 a 8 vezes, observando que é necessário coletar o volume de sangue especificado em cada tudo, devido a proporção anticoagulante/sangue. Retirar a agulha da veia Comprimir com algodão o local da punção por no mínimo 1 a 2 minutos. Solicitar o auxílio do cliente, quando possível, nos primeiros segundos da compressão, para realizar o descarte da agulha no coletor de material pérfuro cortante. Colocar o curativo adesivo. Quando possível, pedir que o cliente mantenha a compressão por 3 à 5 minutos evitando dobrar o antebraço neste período (caso a coleta tenha sido realizada neste local). Caso a punção seja na mão, pedir para o cliente ficar com a mão erguida discretamente para cima por 5 minutos. Recomendar ao cliente para não carregar peso ou bolsa com o membro cuja veia foi puncionada por no mínimo 1 hora. Encaminhar o material para a confirmação de coleta. Procedimento de coleta de sangue em sistema aberto Informar ao cliente sobre o procedimento a ser realizado Posicionar o braço do cliente no suporte (inclinado para baixo a partir da altura do ombro). Higienizar as mãos. Calçar as luvas de procedimento. Garrotear o braço/antebraço do cliente. Selecionar a veia a ser puncionada, soltar o garrote. Dar preferência para realizar a punção na veia Mediana do braço. As demais veias do braço (Basílica e Cefálica) bem como as das regiões das mãos ou dos pés, podem ser puncionadas, mais deve ser tomado um cuidado especial durante a coleta pois as mesmas são mais susceptíveis a formação de hematoma (principalmente a Basílica - Veia lateral interna do braço). Preparar o material adequado para a punção de acordo com o calibre do vaso: agulha hipodérmica, scalp e seringa. Abrir os materiais na frente do cliente informando que os mesmos são descartáveis.
  22. 22. Garrotear novamente o membro escolhido. Fazer antissepsia do local da punção com álcool 70%. Deixar secar a umidade do álcool. Conectar a agulha ou o scalp na seringa. Puncionar a veia. Penetrar a agulha na pele com bisel voltado para cima, num ângulo de 30º. Com o auxílio da outra mão, esticar a pele abaixo do local da punção Soltar, se possível, o garrote no momento em que o sangue entrar no tubo Aspirar devagar o volume de sangue necessário de acordo com a quantidade de sangue solicitada para cada tubo. Retirar a agulha Comprimir com algodão o local da punção por no mínimo 1 a 2 minutos. Solicitar o auxílio do cliente, quando possível, nos primeiros segundos da compressão, para realizar o descarte da agulha no coletor de material pérfuro cortante. Abrir a tampa do tubo e transferir o sangue lentamente deixando que o mesmo escorra pela parede do tubo a fim de evitar hemólise. Realizar o mesmo procedimento até completar a coleta de todos os tubos, (Seguir a ordem padronizada no item Sequência para coleta dos tubos com seringa). Homogeneizar os tubos cerca de 5 a 8 vezes, observando que é necessário transferir o volume de sangue especificado em cada tudo, devido a proporção anticoagulante/sangue. Colocar o curativo adesivo. Quando possível, pedir que o cliente mantenha a compressão por 3 à 5 minutos evitando dobrar o antebraço neste período (caso a coleta tenha sido realizada neste local). Caso a punção seja na mão, pedir para o cliente ficar com a mão erguida discretamente para cima por 5 minutos. Recomendar ao cliente para não carregar peso ou bolsa com o membro cuja veia foi puncionada por no mínimo 1 hora. Importante Em coletas com sistema aberto, certificar-se que não há formação de bolhas. Não puxar o êmbolo da seringa com muita força, nem realizar o movimento de "vai-e-vem", pois a pressão pode causar lise das hemácias. Se no pedido médico houver também a solicitação de gasometria venosa ou arterial, acoplar a seringa de gasometria no scalp, fazer a coleta deste exame, trocar a seringa e coletar os demais exames.
  23. 23. Hipóteses para o insucesso: Pode ser que o bísel da agulha não tenha penetrado totalmente na veia. A punção deverá ser continuada até que a agulha penetre adequadamente. A agulha foi introduzida profundamente e transfixou a veia. Retroceder com a agulha até que o sangue flua. A agulha penetrou ao lado da veia. Palpar a veia com a mão esquerda e corrigir a trajetória da agulha. Caso haja colabamento pelo sistema a vácuo, retirar o tubo e acoplá-lo novamente, de modo a restabelecer o fluxo sanguíneo. Em veias pouco calibrosas, recomenda-se utilizar scalp fino (Ex:25G comum ou a vácuo). Punção Arterial Definição É um método invasivo que utiliza a rede arterial para onde é realizado uma punção medir as concentrações de oxigênio, a ventilação e o estado ácido-básico do paciente crítico, realizar medições gasométricas ou coletar exames específicos. Escolha do local da punção Diversas artérias podem ser escolhidos para realizar a punção arterial, porém a artéria radial é a única artéria que pode ser puncionada pelos coletadores do laboratório.
  24. 24. Exigências para a punção Os locais de punção arterial devem satisfazer as seguintes exigências: Fluxo sanguíneo colateral disponível (teste de Allen); Localização superficial ou facilmente acessível; Integridade tecidual; Teste de Allen Modificado Aplicar uma pressão no pulso radial e ulnar com os dedos para bloquear o fluxo arterial; Pedir que o cliente feche a mão fortemente (ou pedir auxílio de outra pessoa para o procedimento em caso de paciente inconsciente) para forçar o sangue originado da mão. Quando a mão do cliente ficar pálida, a pressão sobre a artéria ulnar deve ser liberada; Observa-se a região palmar e os dedos, caso a mão fique avermelhada dentro de segundos, isto indica que está presente a perfusão total através da artéria ulnar confirmando que é seguro puncionar a artéria radial.
  25. 25. Teste de Allen modificado negativo (sem perfusão da artéria ulnar) é indicativo de comprometimento de circulação colateral, neste caso a artéria radial não poderá ser acessada; Contra-indicações • Alteração de hemostasia; • Punção percutânea de qualquer artéria mais profunda que a artéria radial (que teoricamente aumente as chances de complicações); Compressão Local A compressão local por 5 minutos,é fundamental para que hematomas e/ou isquemia sejam descartados. Para tanto a fixação com fita microporosa deve seguir o protocolo institucional.
  26. 26. Potenciais complicações da punção Trombose da artéria puncionada; Embolia; Infecção; Dor local Gasometria arterial A artéria radial é a única artéria que deve ser puncionada pelos coletadores das unidades, e as artérias braquiais e dorsal do pé devem ser puncionadas pelo enfermeiro ou médico da unidade e/ou hospital. Indicações de coleta de gasometria A análise dos gases no sangue arterial é fundamental no tratamento de pacientes críticos, pois fornece de maneira rápida e segura o diagnóstico de insuficiência respiratória, bem como seu acompanhamento em relação a oxigenação, estado ácido-básico e ventilação alveolar. Contra-indicações Alterações de hemostasia. Artéria Radial
  27. 27. Ausência de pulso central. Materiais Seringa heparinizada (preferencialmente heparina lítica balanceada); Scalp ou Agulha Swab de álcool Gaze estéril Fita microporosa Procedimento para coleta de gasometria arterial Orientar o cliente quanto ao procedimento a ser realizado. Higienizar as mãos. Abrir o invólucro da seringa de gasometria e remover a tampa alaranjada do cone luer (bico da seringa). Não desprezar esta tampa. Encaixar a agulha ou scalp comum no calibre necessário (recomendado em adultos: agulha 25x8 / scalp 21G e recomendado em crianças: agulha 25x7 / scalp 23G) no cone luer (bico) da seringa. Higienizar as mãos. Calçar as luvas de procedimento. Palpar a pulsação da Artéria com o dedo indicador e médio. Fazer a antissepsia do local a ser puncionado com álcool a 70%. Puncionar a artéria. Coletar 2,0 ml de sangue arterial. Nos casos de crianças, pode-se coletar no mínimo 0,5 ml.
  28. 28. Retirar as bolhas de ar existentes, empurrando cuidadosamente o êmbolo da seringa para cima com a proteção de uma gaze ou algodão. Colocar a tampa alaranjada para vedar o tubo, evitando assim a entrada de ar. Homogeneizar a seringa de 3 a 4 vezes. Atenção: Não homogeneizar antes da retirada de bolhas de ar. Fazer compressão intensa do local puncionada por no mínimo 3 minutos. Realizar curativo compressivo com o esparadrapo ou de acordo com a padronização do hospital. Identificar a seringa com a etiqueta código de barras. Colocar e transportar o material coletado no gelo. Encaminhar o material para análise imediatamente após a coleta. Nas unidades hospitalares com sistema pneumático, não é necessário colocar o material no gelo, devido o mesmo ser encaminhado rapidamente ao setor técnico. Erros pré-analíticos mais comuns • Hemólise; • Bolhas de ar; • Mistura de sangue arterial e venoso; • Armazenamento em temperatura ambiente, por tempo prolongado; • Mistura inadequada da amostra antes da análise; • Falha na remoção de coágulos da ponta da seringa. Estabilização das condições respiratórias
  29. 29. Para se obter um quadro real das condições respiratórias do paciente, ele deve estar num estado de ventilação estável: • deve estar em repouso por 5 min; • parâmetros de ventilação inalterados por 20 min. A dor e o estado de pânico pela punção arterial podem influenciar a estabilização do estado respiratório e por isso devem ser minimizados. Mistura de sangue arterial e venoso Quando se punciona uma artéria a que se ter cuidado para não se obter, acidentalmente, o sangue arterial misturado com sangue venoso. Isto pode acontecer, por exemplo, se uma veia for alcançada antes da artéria. Mesmo uma pequena quantidade de sangue venoso, pode alterar significativamente os resultados, isto é especificamente verdadeiro para pO2 e sO2, mas outros parâmetros também poderão ser afetados. Nas artérias haverá, normalmente, pressão suficiente para encher uma seringa, caso isto não ocorra, pode ser porque uma veia foi atingida. Neste caso uma nova amostra deve ser tomada. Contaminação por bolha de ar
  30. 30. A bolha de ar deve ser expelida, assim que possível, após a coleta com o auxílio de algodão, para que se evite acidentes, e não haja contaminação de O2. Armazenamento Devido a natureza volátil dos gases e ao metabolismo, o tempo de armazenagem deve ser mínimo - a temperatura ambiente, menos de 10 minutos. Caso a amostra seja armazenada por mais de 10 minutos, ela deve ser resfriada (0-4 °C), para diminuir o metabolismo. Coleta de cateter Todo procedimento de coleta através de cateter, seja ele de qual tipo, deve ser realizado pela equipe de enfermagem do hospital, ou pela enfermeira habilitada do laboratório, seguindo a padronização (protocolo interno) do mesmo Protocolo para coleta de cateter Segundo protocolo do CLSI (Clinical and Laboratory Standards Institute) deverá ser desprezado duas vezes o volume da extensão do cateter, para tanto foi realizado uma avaliação dos cateteres usualmente utilizados para coleta de sangue e temos. A Sociedade Brasileira de Patologia Clínica (SBPC) não recomenda que as amostrasara testes de coagulação sejam coletadas em cateteres previamente heparinizados. Cateteres Dúplo Lúmen, Hickman, Permcath, Porth a cath e PICC) Cateteres Pediátricos = serão desprezados 3 ml de sangue/fluídos antes da coleta de sangue para o laboratório; Cateteres Adultos = serão desprezados 5 ml de sangue/fluídos antes da coleta de sangue para o laboratório; Exceto: Cateter Porth a cath Abdominal Cateteres Adultos = serão desprezados 6 ml de sangue/fluídos antes da coleta de sangue para o laboratório; Cateteres Pediátricos = serão desprezados 4 ml de sangue/fluídos antes da coleta de sangue para o laboratório; Procedimentos de Coleta – Cateter Venoso Periférico
  31. 31. Higienizar as mãos; Colocar máscara; Calçar as luvas de procedimento; Fazer assepsia com swab de álcool 70% na extensão e conexão do dispositivo venoso; Conectar a seringa na conexão do cateter, aspirar o volume preconizado pelo Laboratório (baseado no CLSI/2008) e desprezar; Com outra seringa, conectar no cateter e aspirar a quantidade necessária de sangue para a realização dos exames; Desconectar a seringa e transferir o sangue coletado para o tubo; Desprezar a seringa utilizada; Preparar uma seringa contendo 20ml de soro fisiológico 0,9%, conectar e injetar no acesso venoso periférico. Caso o acesso venoso periférico for mantido, deverá ser realizada a heparinização deste acesso, conforme protocolo institucional. Procedimentos de Coleta – Cateter Venoso Central Higienizar as mãos; Colocar máscara; Calçar as luvas de procedimento; Fazer assepsia com swab de álcool 70% na extensão e conexão do dispositivo venoso central; Conectar uma seringa na conexão do cateter e abrir o clamp; Aspirar o volume preconizado pelo Laboratório (baseado no CLSI/2008) e desprezar; Conectar outra seringa, abrir o clamp e aspirar a quantidade necessária de sangue para a realização dos exames;
  32. 32. Fechar o clamp, desconectar a seringa e transferir o sangue coletado para o tubo; Desprezar a seringa utilizada; Conectar uma seringa contendo 20 ml de Soro Fisiológico 0,9%, abrir o clamp e injetar no cateter venoso central; Fechar o clamp, retirar a seringa conectada ao cateter. Procedimentos de Coleta – Cateter Arterial Central Higienizar as mãos; Colocar máscara; Calçar as luvas de procedimento; Fazer assepsia com swab de álcool 70% na extensão e conexão do dispositivo do cateter com o equipo de PAM; Conectar uma seringa na conexão do cateter, aspirar o volume preconizado pelo Laboratório (baseado no CLSI/2008) e desprezar; Com outra seringa, aspirar a quantidade necessária de sangue para a realização dos exames; Desconectar a seringa e transferir o sangue coletado para os tubos; Desprezar a seringa descartável utilizada; Reinstalar o equipo de PAM. Coleta Capilar Definição A coleta capilar é feita quando é preciso colher uma pequena amostra de sangue de maneira fácil, rápida e segura, utilizado principalmente em neonatos. Procedimento Escolher o local adequado conforme figura abaixo para a punção. Realizar o aquecimento do local a ser puncionado com a bolsa térmica ou luva de procedimento com água aquecida. Realizar a antissepsia com álcool e secar com gaze. Realizar a punção com a lanceta padronizada (automática). Eliminar a primeira gota de sangue com uma gaze, pois contém excesso de fluído tissular. Deixar o local puncionado sempre abaixo do coração e pressionar delicadamente o tecido adjacente a fim de aumentar o fluxo sanguíneo.
  33. 33. Cada gota de sangue que se forma no local deve ser tocada com o tubo de coleta, a gota flui para o tubo por capilaridade. Não "raspar" a gota de sangue com a borda do tubo, isso promove a coagulação. Não pressionar forte, "ordenhando" o local, isso causa hemólise e aumento da quantidade de fluído tissular na amostra coletada, produzindo resultados errôneos. Coletar primeiro o tubo com anticoagulante (tampa roxa), depois o tubo seco ou com gel separador (tampa amarela). O tubo com anticoagulante deve ser invertido cerca de 8 vezes realizando o movimento tipo "abaixando a temperatura do termômetro", para remover o excesso de sangue das bordas e tampa. Após a coleta elevar o local puncionado e pressionar com gaze até parar o sangramento. Fica a critério do funcionário e do cliente a utilização do curativo no local puncionado. Locais de punção Face lateral da superfície plantar do calcanhar; Superfície palmar da falange distal do dedos; Em crianças menores de 1 ano geralmente se utiliza o calcanhar; Em crianças maiores e adultos, o local mais utilizado é a falange (dedo) da mão; Não puncionar o dedo mínimo e área central da planta do pé; Em crianças pequenas não se deve puncionar os dedos das mãos, pois a distância da pele até a superfície óssea da falange distal é muito pequena. Exemplos de material mal coletados
  34. 34. Procedimentos em paciente sentado • Pedir ao paciente que se sente confortavelmente em uma cadeira própria para coleta de sangue. Recomenda-se que a cadeira tenha apoio para os braços e previna quedas, caso o paciente venha a perder a consciência. Cadeiras sem braços não fornecem o apoio adequado para o braço, nem protegem pacientes em casos de desfalecimento. • Recomenda-se que, no descanso da cadeira, a posição do braço do paciente seja inclinada levemente para baixo e estendida, formando uma linha direta do ombro para o pulso. O braço deve estar apoiado firmemente pelo descanso e o cotovelo não deve estar dobrado. Uma leve curva pode ser importante para evitar hiperextensão do braço. Procedimento em paciente em leito • Pedir ao paciente que se coloque em uma posição confortável. • Caso esteja em posição supina e um apoio adicional for necessário, coloque um travesseiro debaixo do braço em que a amostra será colhida. • Posicione o braço do paciente inclinado levemente para baixo e estendido, formando uma linha direta do ombro para o pulso. • Caso esteja em posição semissentada, o posicionamento do braço para coleta torna- se relativamente mais fácil.
  35. 35. Avaliação do trabalho realizado Para que uma amostra de plasma, sangue total ou soro seja de "boa qualidade", ou seja, produza os melhores resultados, ela não deve conter: Hemólise Lise anormal de eritrócitos com liberação de substâncias, principalmente Hemoglobina. Ela é reconhecida pela aparência avermelhada do soro ou plasma, após centrifugação ou sedimentação. A hemólise interfere ativamente em alguns exames, causando aumento na atividade plasmática de enzimas, como aldolase, aspartato aminotransferase, fosfatase alcalina, desidrogenase láctica dosagens de K, Mg e P. Boas práticas para prevenção de hemólise  Pré-coleta Deixar o álcool secar antes de iniciar a punção. Evitar usar agulhas de menor calibre. Usar esse tipo de material somente quando a veia do paciente for fina ou em casos especiais. Evitar colher o sangue de área com hematoma. Em coletas a vácuo, puncionar a veia do paciente com o bisel voltado para cima. Perfure a veia com a agulha a um ângulo oblíquo de inserção de 30 graus ou menos. Assim, evita-se que o sangue se choque com força na parede do tubo, hemolisando a amostra, e previne-se também o refluxo do sangue do tubo para a veia do paciente. Tubos com volume de sangue insuficiente ou em excesso alteram a proporção correta de sangue/aditivo, levando à hemólise e a resultados incorretos.
  36. 36. Em coletas com seringa e agulha, verificar se a agulha está bem adaptada à seringa, para evitar a formação de espuma. Não puxar o êmbolo da seringa com muita força. Ainda em coletas com seringa, descartar a agulha e passar o sangue deslizando- o cuidadosamente pela parede do tubo, cuidando para que não haja contaminação da extremidade da seringa com o anticoagulante ou com o ativador de coágulo contido no tubo. Não executar o procedimento de espetar a agulha na tampa de borracha do tubo para a transferência do sangue da seringa para o tubo, pois poderá criar uma pressão positiva, o que provoca, além da hemólise, o deslocamento da rolha do tubo, levando à quebra da probe de equipamentos.  Pré-coleta • Homogeneizar a amostra suavemente por inversão de 5 a 10 vezes, de acordo com as instruções do fabricante; não chacoalhar o tubo. • Não deixar o sangue em contato direto com gelo, quando o analito a ser dosado necessitar desta conservação. • Embalar e transportar o material de acordo com as determinações da Vigilância Sanitária local, das instruções de uso do fabricante de tubos e do fabricante do conjunto diagnóstico a ser analisado. • Usar, de preferência, um tubo primário; evitar a transferência de um tubo para outro. • Não deixar o sangue armazenado por muito tempo refrigerado antes de fazer os exames. Verificar as recomendações do fabricante do kit do teste. • Não centrifugar a amostra de sangue em tubo para obtenção de soro antes do término da retração do coágulo, pois a formação do coágulo ainda não está completa, o que pode levar à ruptura celular. • Não usar o freio da centrífuga com o intuito de interromper a centrifugação dos tubos. Essa brusca interrupção pode provocar hemólise. Coágulo Ao detectar a presença de coágulos na amostra cujo material seja sangue total ou plasma devemos:
  37. 37. Segregar a amostra e solicitar que um enfermeiro ou especialista faça a análise da amostra, e confirmando a presença de cóagulos esta amostra deve ser desprezada e uma nova coleta solicitada. Devemos evitar a formação de fibrina, para que a amostra seja fiel a realidade clínica do cliente. Coletas especiais Verificar se a Regional realiza estes testes e seus referenciais.  Tempo de Sangramento (TS) Procedimento: Massagear o lóbulo da orelha por 30 segundos. Realizar a antissepsia do lóbulo da orelha com álcool 70%. Esperar secar bem o local. Puncionar com a lanceta o lóbulo da orelha na região mais inferior. Acionar imediatamente o cronômetro ou utilizar relógio. Secar o sangue a cada 30 segundos com papel filtro, encostando na gota delicadamente (não esfregar). Continuar até o sangramento cessar.  Tempo de Coagulação (TC) Procedimento: Deixar o cronômetro “pendurado” no pescoço. Realizar o procedimento de punção venosa. O tubo para realizar o TC deve ser o último tubo a ser coletado. Coletar aproximadamente 2,5 ml de sangue (metade do tubo). Disparar o cronômetro no momento em que o primeira gota de sangue entrar no tubo. Não homogenizar o tubo. Colocar o tubo no banho maria a 37ºC mais ou menos 0,5º. Realizar a primeira verificação no 3º minuto ou 4º minuto para regional PR. Após 3 ou 4 minutos, observar a cada 30 segundos a presença do coágulo, invertendo o tubo delicadamente.
  38. 38.  Coagulograma Verificar o perfil do teste de acordo com a Regional. Procedimento: 1° Tempo de Sangramento 2° Realizar a punção venosa, coletando primeiro um tubo seco (gel separador - rolha amarela ou sem aditivo - rolha vermelha). Soltar o garrote. 3° Coletar o Tubo de Citrato (Rolha Azul). 4° Coletar o Tubo de Citrato de Sódio 3, 8% (Rolha Preta) quando houver solicitação de VHS. 5° Coletar o Tubo de EDTA (Rolha Roxa). 6° Coletar o Tubo Sem Aditivo (Rolha Vermelha). Realizar o Tempo de Coagulação. Termobloco e cronometro. Cuidados Utilizar os tubos pediátricos de EDTA e Citrato nas coletas com acesso venoso difícil. Evitar garroteamento prolongado. Homogeneizar o tubo (5 a 8 vezes) imediatamente e adequadamente após a coleta. Não puxar com força o êmbolo da seringa durante o procedimento de coleta. Não injetar o sangue no tubo com o auxílio do scalp. Não coletar no mesmo membro que estiver recebendo infusão venosa  Prova do Laço
  39. 39. Verificar se o cliente apresenta qualquer tipo de lesão no antebraço e dorso da mão que possa ser confundido com petéquias (ex: sardas). Verificar a pressão arterial do cliente. Calcular a pressão média do seguinte modo: Pressão Média = pressão máxima + pressão mínima 2 Exemplo: 100 + 70 = 85 mmHg 2  Manter o esfigmomanômetro no braço do cliente na pressão média durante 5 minutos, controlando sempre o pulso que deve ser palpável.  Orientar o cliente que pode ocorrer dormência, formigamento e cianose do membro.  Após os 5 minutos, retirar o aparelho e verificar imediatamente e novamente após 5 minutos, se houve o aparecimento de petéquias (pontos avermelhados na pele).  Verificar a presença das petéquias em uma área de aproximadamente 5 cm X 5 cm, logo abaixo da prega do cotovelo.  O resultado deve ser anotado na ordem de execução e depois deverá ser digitado no Sistema Informatizado. OBS : Clientes mastectomizadas, com cateterismo, extração de uma veia ou artéria para ponte de safena e sem a opção no outro braço, a Prova do Laço não deverá ser realizada; devemos entrar em contato com o médico do cliente. Quando o cliente possui somente um braço, realizar primeiramente a Prova do Laço, aguardar 15 minutos e depois realizar a punção. Clientes hipertensos cuja pressão média for maior que 100 mm Hg, colocar o aparelho somente em 100 mmhg.
  40. 40. Hemocultura Material Para coleta de hemocultura são utilizados frascos/meios de cultura com aspiração à vácuo. Verificar o volume a ser coletado diretamente no frasco, lembrando que este é um requisito primordial para execução dos testes. 1 2 3 4 Hemocultura Bact/Alert®. 1. Bact Alert Aeróbico/ Leveduras 2. Bact Alert Anaeróbico 3. Bact Alert Pediátrico 4. Basct Alert Myco/Fungos PROCESSO LABORATORIAL CAPÍTULO IV: MICROBIOLOGIA
  41. 41. 1 2 3 4 Hemocultura BD®. 1. BD Aeróbico/ Leveduras 2. BD Anaeróbico 3. BD Pediátrico 4. BD Myco/Fungos Procedimento Higienizar as mãos. Desinfectar a tampa do meio de cultura com álcool 70%, deixando aí o algodão até o momento do uso. Escolher a veia adequada. Calçar as luvas de procedimento. Fazer a antissepsia do local da punção com gaze estéril e Clorexidina Alcoólica 0,5%, em movimentos circulares. Essa antissepsia deverá ser realizada através de movimentos circulares, iniciando no ponto de inserção da agulha e ampliando em movimentos circulares para as bordas, até atingir aproximadamente 2cm acima e 2cm abaixo do local da inserção. Deixar a região secar por aproximadamente 30 segundos. Garrotear o braço do cliente. Puncionar a veia com agulha ou escalpe (não esquecer que não podemos mais encostar no braço). Aspirar o volume necessário de acordo com cada meio. Introduzir a agulha (a mesma que foi utilizada para puncionar) no meio, onde o sangue será aspirado por vácuo. Homogeneizar o frasco com movimentos circulares (não agitar fortemente).
  42. 42. Procedimento de assepsia para coleta de hemocultura. Cuidados Gerais Em todo frasco de Hemocultura é obrigatório anotar o acesso que foi utilizado para a coleta, PERIFÉRICO - ARTERIAL - CATETER - PORT-A-CATH. Coletar o volume especificado pelo fabricante. Anotar no frasco o horário da coleta. Anotar a temperatura do paciente (se apresentar pico febril). Quando solicitado mais de uma amostra, anotar o número da amostra e coletar em sítios com intervalo de no mínimo 15 minutos Cada coleta deverá ser em veias (locais) diferentes. A coleta de hemocultura deverá ser realizada, quando possível, antes de iniciar o tratamento com antibiótico. Quando o médico não especifica coleta no pico febril, a coleta pode ser realizada a qualquer hora do dia. Culturas de secreção  Cultura Aeróbica e de Fungos Material
  43. 43. Ilustração do Meio de Aymes. Ilustração do Meio de Aymes haste fina. Procedimento Calçar as luvas de procedimento. Antes de iniciar a coleta da região solicitada, realizar a limpeza do local a ser coletado com gaze estéril e soro fisiológico para retirar a secreção em excesso. Abrir o invólucro do meio de cultura retirar o swab. Coletar a secreção do local solicitado. Realizar a coleta do “leito” da lesão. Após a coleta da secreção, inserir o swab dentro do tubo de transporte emergindo- o dentro do gel  Cultura anaeróbica Material Ilustração do meio de Tioglicolato. Procedimento
  44. 44. Calçar as luvas de procedimento. Antes de iniciar a coleta da região solicitada, realizar a limpeza do local a ser coletado com gaze estéril e soro fisiológico para retirar a secreção em excesso. Abrir o invólucro do swab. Abri a tampa domeio de cultura. Coletar a secreção do local solicitado. Realizar a coleta do “leito” da lesão. Após a coleta da secreção, inserir o swab dentro do tubo de transporte imergindo- o dentro do gel, e quebrando a raste. Fechar a tampa. Este material também pode ser utilizado para cultura de tecidos. OBS: O material adequado para cultura de anaeróbio é o material coletado por punção aspirativa, através de agulha e seringa, após antissepsia cuidadosa da pele com álcool e Clorexidina Alcoólica 0,5%. Cultura Quantitativa Secreção traqueal ou lavado brônquio-alveolar Material Ilustração do frasco coletor de mucosidades. Procedimento Procedimento realizado em unidades hospitalares para pacientes internados. Material coletado através de aspiração (sonda de aspiração),deverá ser realizado por fisioterapeutas e/ou enfermeiros. Vestir a máscara facial e se necessário, o protetor ocular; Higienizar as mãos Calçar luvas estéreis;
  45. 45. Realizar aspiração traqueal, com técnica asséptica e desprezar este primeiro aspirado; Utilizar nova sonda para a aspiração do material a ser coletado; Transferir o material com técnica asséptica para o frasco estéril, com o auxílio da aspiração. Higienizar as mãos Encaminhar imediatamente ao laboratório Cultura de ponta de cateter Material Ilustração do tubo Falcon ®. Procedimento Calçar as luvas de procedimento. Fazer a antissepsia do local da inserção do cateter com o swab de álcool isopropílico 70, em movimentos circulares. Refazer a antissepsia com gaze estéril e Clorexidina Alcoólica 0,5%, em movimentos circulares. Realizar a antissepsia realizando movimentos circulares, iniciando no ponto de inserção co cateter e ampliando em movimentos circulares para as bordas, até atingir aproximadamente 2cm acima e 2cm abaixo do local da inserção. Deixar a região secar por aproximadamente 30 segundos. Retirar o cateter e cortar com tesoura estéril aproximadamente 2cm do cateter, em seu terço distal, colocar no frasco e fechar a tampa. Encaminhar o material imediatamente ao laboratório.
  46. 46. Cultura de secreção coletada em seringa Ilustração do procedimento correto e o errado para coleta de secreção em seringa. • Materiais orgânicos provenientes de aspiração (líquidos cavitários, urina e etc), podem ser encaminhados ao laboratório na própria seringa em que foi realizada a coleta, porém NUNCA enviar em conjunto com a agulha como tampa, para que não ocorram ACIDENTES COM PÉRFURO-CORTANTE durante o transporte e manuseio na área técnica. Cultura de fezes Material Ilustração do meio de Cary- Blair Procedimento Calçar as luvas de procedimento. Abrir o invólucro do meio de cultura retirar o swab. Mergulhar o mesmo nas fezes coletas e deixar por 2 min. Após a coleta das fezes, inserir o swab dentro do tubo de transporte imergindo-o dentro do gel. Bacterioscópico Material Lâmica fosca Swab de algodão estéril
  47. 47. Materiais para coleta de bacterioscópico. Procedimento para fazer esfregaço. Procedimento Identificar o recipiente de transporte de lâminas com a etiqueta código de barras. Anotar manualmente na etiqueta o local/região a ser coletado quando necessário. Identificar com lápis a borda fosca da lâmina com o nº da FAP. Higienizar as mãos. Calçar as luvas de procedimento. Coletar com swab haste plástica estéril ou de haste fina estéril a secreção solicitada e semear de (forma circular) em 1 lâmina (para cada região solicitada). Colocar no recipiente de transporte de lâminas.
  48. 48. Urocultura Material Frascos para coleta de urina 1 e Urocultura Procedimento em Mulheres Orientar que será realizado o exame de cultura de urina. Mostrar o material a ser utilizado (1 kit coletor de urina de tampa vermelha + 1 sachê de lenços umedecidos). Orientar a cliente que ela deve ir até o banheiro. Deve inicialmente lavar bem as mãos com água e sabão e secar com o papel toalha. Deve sentar-se no vaso sanitário, afastar as pernas o máximo possível e iniciar a higiene da região genital. Realizar a higiene da parte externa (grandes lábios) utilizando os lenços umedecidos, com movimentos únicos sempre de frente para trás. Desprezar os lenços. Abrir o kit coletor de urina, segurar o copo coletor somente pela parte externa (não colocar a mão dentro do copo). Iniciar a micção desprezando o primeiro jato da urina no vaso. Aproximar o copo coletor do orifício uretral (não encostar) e coletar o jato médio no mesmo. Se necessário, desprezar o jato final no vaso. Transferir a urina coletada para o tubo cônico de tampa vermelha, preenchendo- o até a marca de 12 ml. Tampar bem o tubo e entregar o mesmo no local indicado.
  49. 49. OBS: O funcionário que receber o material deve utilizar luva e deve identificar o tubo com a etiqueta código de barras na frente do cliente. ATENÇÃO: nos casos de clientes com déficit motor ou qualquer outro tipo de anormalidade que impeça o cliente de realizar a higiene de maneira eficiente, o próprio funcionário deve realizar a assepsia. Devemos colocar a cliente na posição ginecológica, realizar a assepsia da região genital e proceder a coleta no frasco como indicado acima. Procedimento em Homens Encaminhar o cliente ao banheiro. Orientar para Higienizar as mãos com água e sabão e secar com o papel toalha. Deve fazer higiene da glande com os lenços umedecidos, retraindo o prepúcio e desprezar os lenços. Abrir o kit coletor de urina, segurar o copo coletor somente pela parte externa (não colocar a mão dentro do copo). Aproximar o copo coletor do orifício uretral (não encostar) e coletar o jato médio no mesmo. Se necessário, desprezar o jato final no vaso. Transferir a urina coletada para o tubo cônico de tampa vermelha, preenchendo-o até a marca de 12 ml. Tampar bem o tubo e entregar o mesmo no local indicado. OBS: O funcionário que receber o material deve utilizar luva e deve identificar o tubo com a etiqueta código de barras na frente do cliente Procedimento em crianças – sexo feminino Orientar os pais ou responsável quanto a coleta do material. Higienizar as mãos. Calçar as luvas de procedimento.
  50. 50. Solicitar à mãe ou responsável que ajude na contenção da criança, segurando- lhe as pernas flexionadas e expondo a região genital. Cobrir com o lençol. Realizar assepsia da região genital utilizando lenços umedecidos com sabão neutro (fornecido pelo próprio laboratório) , iniciando pelos grandes lábios, pequenos lábios, meato uretral, introito vaginal e ânus. Utilizar um lado dos lenços para cada região. Sempre proceder a higiene num sentido único, da frente para trás. Realizar quantas vezes for necessário. Adaptar o coletor na região genital. Verificar se não ficou algum pertuito entre o adesivo e a pele, por onde possa vazar a urina. Proceder a troca de coletor a cada 1 hora, repetindo sempre a assepsia, até coletar a urina; não ultrapassando 4 trocas. Observar sempre a existência de irritação na pele da criança. Anotar no impresso próprio, a hora que o coletor foi colocado. Após a coleta, transferir a urina para o tubo cônico de tampa vermelha, atentando-se para não contaminá-la. Identificar o tubo com a etiqueta código de barras na frente do clinte. Orientar a mãe que, como a pele da criança é sensível, o adesivo pode irritar a pele e até causar assaduras (dependendo do número de trocas do coletor). Orientar a mãe o modo correto de segurar a criança no colo, para não descolar o coletor e não perder a urina. OBS: Podemos considerar criança para uso de coletor, indivíduos com idade de 0 a 3 anos ou crianças acima desta idade que não tenham micção espontânea. Todas as crianças de 0 a 12 anos do sexo feminino, o próprio profissional da coleta deve realizar a assepsia prévia. Caso a criança evacue durante a coleta da urina a amostra deve ser desprezada, devendo iniciar todo o processo de assepsia novamente.
  51. 51. Em crianças é comum o uso de pomadas para assaduras, estas devem ser retiradas em sua totalidade antes da coleta da urina, observando a presença de irritação na pele da criança. Caso a pele já esteja irritada, sugerir a mãe que retorne outro dia, e não utilize a pomada desde de a véspera do exame. Procedimento em crianças – sexo masculino Orientar os pais ou o responsável sobre a coleta do material. Higienizar as mãos. Calçar as luvas de procedimento. Solicitar à mãe ou responsável que auxilie na contenção da criança. Retrair o prepúcio e fazer assepsia da glande e do meato urinário com os lenços umedecidos com sabão neutro (fornecido pelo próprio laboratório). A higiene deve ser rigorosa. Voltar com o prepúcio no lugar e fazer assepsia do pênis e bolsa escrotal. Colocar o coletor e verificar se ficou bem adaptado. Proceder à troca de coletor a cada 1 hora, repetindo sempre a assepsia, até coletar a urina; não ultrapassando 4 trocas. Anotar no impresso próprio o horário que foi colocado o coletor. Após a coleta, transferir a urina para o tubo cônico de tampa vermelha, atentando- se para não contaminá-la. Identificar o tubo com a etiqueta código de barras na frente do cliente. Não esquecer que na presença de fimose, solicitar a inclusão desta observação na FAP. OBS: Podemos considerar criança para uso do coletor, indivíduos com idade de 0 a 3 anos ou crianças acima desta idade que n ão tenham micção espontânea. Tod as as crianças de 0 a 12 anos, o próprio profissional da coleta deve realizar a assepsia prévia, em casos excepcionais, principalmente em crianças maiores do sexo masculino, podemos orientar o familiar a realizar a assepsia e coletar no banheiro.
  52. 52. Caso a criança evacue durante a coleta da urina a amostra deve ser desprezada, devendo iniciar todo o processo de assepsia novamente. Em crianças é comum o uso de pomadas para assaduras, estas devem ser retiradas em sua totalidade antes da coleta da urina, observando a presença de irritação na pele da criança. Caso a pele já esteja irritada, sugerir a mãe que retorne outro dia, e não utilize a pomada desde de a véspera do exame. 60: Coletor infantil
  53. 53. Urina tipo I Material Frascos para coleta de urina 1 e Urocultura Coletor infantil PROCESSO LABORATORIAL CAPÍTULO V: COLETAS DIVERSAS
  54. 54. Procedimento Entregar ao cliente o kit de coleta de urina dentro do pote de transporte. Orientar ao cliente que ao chegar ao banheiro deve Higienizar as mãos. Realizar a assepsia da região genital com os lenços umedecidos. Desprezar o primeiro jato da urina e coletar o jato médio no copo coletor. Transferir o conteúdo da urina para o tubo cônico de tampa amarela até atingir a marca de 12 ml e tampar bem. O volume mínimo necessário para a realização do exame é de 10 ml. Em casos excepcionais podemos aceitar volumes menores, desde que autorizado pelo setor técnico. Urina de jato médio Seguir as mesmas orientações acima, orientando o cliente a coletar somente o primeiro jato da urina. O volume a ser coletado no primeiro jato é de aproximadamente 10 ml. Em alguns casos, conforme o exame a ser coletado, o recipiente deve ser o pote plástico estéril e não o kit coletor de urina. Observação Existem casos onde o médico solicita a coleta de urina de primeiro, segundo e terceiro. Nestes casos, devem os solicitar ao cliente que colete cada jato em um recipiente, identificando-os corretamente na ordem. Coleta em crianças – sexo feminino Orientar os pais ou responsável quanto a coleta do material. Higienizar as mãos Calçar as luvas de procedimento. Solicitar à mãe ou responsável que ajude na contenção da criança, segurando-lhe as pernas flexionadas e expondo a região genital. Cobrir com o lençol. Fazer assepsia da região genital com lenços umedecidos com sabão neutro (fornecido pelo próprio laboratório), iniciando pelos grandes lábios, pequenos lábios, meato uretral, introito vaginal e ânus. Utilizar um lado dos lenços para cada região. Sempre proceder a higiene num sentido único, da frente para trás. Realizar quantas vezes for necessário. Adaptar o coletor na região genital.
  55. 55. Verificar se não ficou algum pertuito entre o adesivo e a pele, por onde possa vazar a urina. Proceder a troca de coletor a cada 60 minutos, repetindo sempre a assepsia, até coletar a urina, não ultrapassando 4 trocas. Observar a existência de irritação na pele da criança. Anotar no impresso Coleta de Urina Infantil - Controle de Coletores, a hora que o coletor foi colocado e os demais horários de trocas. Após a coleta da urina, transferir a urina para o tubo cônico de urina de tampa amarela. Identificar o tubo com a etiqueta código de barras na frente do cliente. Orientar a mãe que, como a pele da criança é sensível, o adesivo pode irritar a pele e até causar assaduras (dependendo do número de trocas do coletor). Orientar a mãe o modo correto de segurar a criança no colo, para não descolar o coletor e não perder a urina. O volume mínimo necessário para a realização do exame é de 10 ml. Em casos excepcionais podemos aceitar volumes menores, desde que autorizado pelo setor técnico. OBS: Podemos considerar criança para uso do coletor, indivíduos com idade de 0 a 3 anos ou crianças acima desta idade que não tenham micção espontânea. Todas as crianças de 0 a 12 anos, o próprio profissional da coleta deve realizar a assepsia prévia. Caso a criança evacue durante a coleta da urina a amostra deve ser desprezada, devendo iniciar todo o processo de assepsia novamente. Em crianças é comum o uso de pomadas para assaduras, estas devem ser retiradas em sua totalidade antes da coleta da urina, observando a presença de irritação na pele da criança. Caso a pele já esteja irritada, sugerir a mãe que retorne outro dia, e não utilize a pomada desde de a véspera do exame. Coleta em crianças – sexo masculino Orientar os pais ou o responsável sobre a coleta do material. Higienizar as mãos. Calçar as luvas de procedimento. Solicitar à mãe ou responsável que auxilie na contenção da criança.
  56. 56. Retrair o prepúcio e fazer assepsia da glande e do meato urinário com lenços umedecidos com sabão neutro (fornecido pelo próprio laboratório). A higiene deve ser rigorosa. Voltar com o prepúcio no lugar e fazer assepsia do pênis e bolsa escrotal. Colocar o coletor e verificar se ficou bem adaptado. Proceder à troca de coletor a cada 60 minutos, repetindo sempre a assepsia, até coletar a urina.Anotar no impresso Coleta de Urina Infantil - Controle de Coletores, a hora que o coletor foi colocado e os demais horários de trocas. Após a coleta, fechar bem o coletor e acondicionar dentro do pote estéril. Identificar com a etiqueta código de barras na frente do cliente. Não esquecer que na presença de fimose, solicitar a inclusão desta observação na FAP. O volume mínimo necessário para a realização do exame é de 10 ml. Em casos excepcionais podemos aceitar volumes menores, desde que autorizado pelo setor técnico. OBS: Podemos considerar criança para uso do coletor, indivíduos com idade de 0 a 3 anos ou crianças acima desta idade que não tenham micção espontânea. Todas as crianças de 0 a 12, anos o próprio profissional da coleta deve realizar a assepsia prévia. Caso a criança evacue durante a coleta da urina a amostra deve Caso a pele já esteja irritada, sugerir a mãe que retorne outro dia, e não utilize a pomada desde de a véspera do exame. Urina de 24 horas Material Coletor de urina de 24 hs.
  57. 57. Procedimento A urina de 24hs deve ser coletada em frasco próprio. O cliente deve ser orientado a retirar o frasco e a instrução/orientação de coleta no laboratório. Para cada exame de urina de 24hs existe um frasco específico com ou sem conservante. O Sistema Informatizado e a tabela de urina de 24hs, fornecem os dados necessários para a escolha do frasco e algumas observações necessárias para a coleta. Os frascos para coleta, estão identificados com etiquetas que contém informações a respeito do tipo de conservante, cuidados específicos com a solução contida no frasco, a data que foi produzido e o tempo de validade. Fezes Material Coletor de fezes com e sem conservante Procedimento Existem vários tipos de exames, cujo material solicitado é fezes. Todos os exames estão descritos (pré-requisitos, forma de coleta, acondicionamento do material, prazo de entrega, dieta e considerações gerais) no Sistema Informatizado ou nas Orientações de Coleta. OBS: Alguns exames de fezes necessitam de uma dieta prévia: Coprológico funcional, Dosagem de Gordura nas Fezes e Sangue Oculto.
  58. 58. I. BONINI, P. Erros in laboratory Medicine, 2001; II. CLINICAL CHEMISTRY, 48:5 691-698,2002; III. CLINICAL CHEMISTRY,43: 1348-1351, 2007; IV. CLSI. Clinical and laboratory Standards Institute, disponível em < http://www.clsi.org/ >; V. GUDER, W.G. , NARAYANAN, S. , WISSER, H. , ZAWTA, B. Samples: From the patient to the laboratory, 1996; VI. INMETRO. Boas Práticas de Laboratórios Clínicos BPLC. Editora Qualitymark, 1998; VII. PLEBANI, M. HEMOLYSED, K. Specimens : A reason for rejection or a clinical challenge?, 2003 VIII. ROTH, E. Como Implantar a Qualidade em Laboratório Clínico - O Caminho das Pedras. Editora Hinsdale,1998; IX. SIG: Sistema Integrado de Gestão, na versão atual; X. TESUTO, M. Manual of Clinical Microbiology, 9° Edição, 2007; XI. WITTE, D. E. Mistakes, blunders, outliers, or unacceptable results: how many? Clinical Chemistry (1997) 43: 1352 -1356; XII. WATSON, D. Wrong Biochemistry results. BMJ, 324-422, 2002. XIII. SBPC, Recomendações da SBPC Coleta de Sangue Venoso, 2009 PROCESSO LABORATORIAL REFERENCIAL TEÓRICO
  59. 59. INTERFERENTES PRÉ-ANALÍTICOS NOS EXAMES DO LABORATÓRIO DE URGÊNCIA Etapa do processo Possíveis origens de erros Ação preventiva Solicitação Médica Falhas na comunicação da informação desejada Erros na sinonímia dos exames solicitados, falta de informações detalhadas como hora desejada para coleta, necessidade de urgência, falhas na comunicação verbal ou escrita (letra do solicitante) Pedido Médico padronizado, Pedido Médico informatizado Cadastro dos dados do paciente e dos exames no sistema informatizado Falhas na transcrição das informações recebidas Erros nos dados cadastrais do paciente ou dos exames solicitados. Resultados que são calculados baseando-se no peso e altura dos pacientes (exemplo Clearance de creatinina) ou que necessitam da informação da data hora da última dose da medicação (dosagem de drogas terapêuticas). Interface eletrônica entre o LIS do laboratório e o LIS do hospital. Pedido médico eletrônico com campos de preenchimento obrigatório. Identificação dos pré- requisitos necessários para realização dos testes Sexo, Idade, Raça, Ciclo Menstrual. As influencias intrínsecas como sexo, idade e raça podem alterar a concentração de alguns analitos no sangue e urina. As alterações fisiológicas da gestação - aumento no volume plasmático, aumento da filtração glomerular e aumento na concentração plasmática das proteínas transportadoras modificam os valores de normalidade para vários parâmetros bioquímicos. Valores de referencia adequados para sexo, idade, fases do ciclo menstrual e estado gestacional. Jejum A ingesta de alimentos ou líquidos pode alterar os valores obtidos nas dosagens plasmáticas de alguns analitos, especialmente a glicose, o colesterol e as Certificar-se que os pré-requisitos necessários para o PROCESSO LABORATORIAL ANEXOS
  60. 60. triglicérides. As dosagens urinárias devem sempre ser avaliadas como quantidade por dia e não quantidade por litro, com o objetivo de minimizar as variações decorrentes da ingesta hídrica. exame foram corretamente definidos, orientados e cumpridos. Exercício As alterações agudas produzidas pelo exercício ocorrem em decorrência das alterações nas concentrações hormonais (aumento nas concentrações de epinefrina, norepinefrina, glucagon, cortisol, ACTH e diminuição nas concentrações de insulina), perda de volume pelo suor e mudanças nos compartimentos intra e extravascular. Estas alterações hormonais podem, por exemplo, elevar os leucócitos em até 2500/mm3. Durante períodos de treinamento, o aumento da capacidade aeróbia é decorrente do aumento do número de mitocôndrias, aumentando assim a capacidade do músculo metabolizar a glicose, os ácidos graxos e corpos cetônicos. Estes indivíduos têm assim um aumento proporcional da fração MB da creatinofosfoquinase, chegando até 10%. Certificar-se que os pré-requisitos necessários para o exame foram corretamente definidos, orientados e cumpridos. Identificação das medicações em uso Medicamentos A interferência pode ser biológica ou química. Biológica por exemplo quando a droga aumenta os níveis de proteínas plasmáticas, resultando, portanto num aumento nas dosagens séricas dos analitos ligados a estas proteínas. A interferência química ocorre in vitro, do mesmo modo que nas amostras hemolisadas ou ictéricas. A lista de interferentes é grande e complexa. Existindo suspeita investigar todas as possibilidades conhecidas. Identificar os principais medicamentos em uso pelo corpo clínico e divulgar os principais testes que sofrem
  61. 61. alterações com estas medicações. Identificar as condições clínicas Febre causa hemoconcentração, alterando as contagens celulares, eleva a creatinina, o cortisol e ácido úrico. A presença de dor intensa ou poli-traumas elevam as concentrações séricas de alguns hormônios como insulina, cortisol, renina e hormônio do crescimento. A permanência prolongada no leito proporciona uma hemodiluição e reduz as concentrações de potássio,albumina e proteína, por reabsorção óssea aumenta o cálcio ionizado. Pacientes que são admitidos no OS após a realização de exercícios intensos podem apresentar valores de lactato e CK elevados e hipoglicemia. Coleta dos materiais necessários Hora da coleta As influencias do momento da coleta nos resultados de exames podem ser devido ao ritmo circadiano (por exemplo, o cortisol, a renina e alguns marcadores tumorais) às variações sazonais (por exemplo, aumento do 25-OH colecalciferol no verão) ou às variações biológicas (por exemplo, a aldosterona no ciclo menstrual). Certificar-se que os pré-requisitos necessários para o exame foram corretamente definidos, orientados e cumpridos. Outros procedimentos terapêuticos ou diagnósticos A contaminação de amostras por soluções de infusão ministradas ao paciente é a principal causa de interferência pré-analítica no laboratório. Nunca se deve coletar amostras para o laboratório em veias próximas a locais de infusão de medicamentos. Se as amostras serão coletadas de cateteres intravenosos ou intraarteriais, deve-se lavar a cânula com soro fisiológico, com duas vezes o volume do cateter. A seguir, aspirar 5 ml de sangue e desprezar. Só então a amostra do laboratório deve ser coletada. Para testes de coagulação deve ser desprezado um volume igual a 2 vezes o volume do cateter, coletar o sangue necessário para realização dos outros exames solicitados e só então coletar a amostra para os testes de coagulação. Coletas devem ser realizadas no membro oposto ao da infusão endovenosa. Coletas de cateteres devem seguir rigorosamente as instruções ao lado.
  62. 62. A infusão de drogas, contrastes, e radiação ionizante agem de maneira muitas vezes desconhecida nas concentrações séricas de alguns analitos. Os contrastes radiológicos alteram a densidade urinária. A hiper hidratação para realização de US promove a diluição urinária. Se possível, após a injeção de contrastes endovenosos aguardar pelo menos 24 horas antes de realizar outros exames. Transfusões de sangue Quanto maior o volume de sangue transfundido, maior as possibilidades de alterações: Hemólise com conseqüente aumento do potássio e do DHL. Após transfusão aguardar cerca de 6 horas para coleta de exames Postura Na posição ereta, aumenta a pressão de filtração reduzindo o volume plasmático em até 12 % nos indivíduos normais e, portanto concentrando células, macromoléculas e pequenas moléculas ligadas a proteínas. As alterações mais evidentes ocorrem nas concentrações séricas de Aldosterona, renina, epinefrina e norepinefrina. Seguir as orientações pré- analíticas de repouso prévio a coleta de alguns exames. Garroteamento O torniquete é aplicado para facilitar ao profissional de enfermagem a visualização do vaso que será utilizado para coleta de sangue. O bloqueio do retorno venoso que é provocado com esta ação faz com que a pressão capilar aumente, fazendo com que líquidos e pequenas moléculas sejam transferidos para o espaço intersticial. As células sanguíneas e macromoléculas que não conseguem atravessar a parede capilar ficam então no vaso com volume reduzido e tem, portanto sua concentração aumentada. Os principais analitos que se alteram com o garroteamento prolongado são: CK, DHL, GGT, TGO, TGP, bilirrubina. Manter garroteamento breve (inferior a 1 minuto) para coleta de sangue. Para coleta de gasometria, lactato e amônia o ideal é coletar sem garroteamento. Local de coleta As diferenças nas concentrações séricas no sangue arterial / venoso ou capilar podem ser significantes (>10%) para alguns analitos como o lactato, o pO 2 e o bicarbonato. A coleta capilar sofre grande influencia da técnica utilizada, podendo apresentar diferenças importantes nas contagens de leucócitos e plaquetas e dosagens de hemoglobina e potássio. Quando esta Identificar no laudo as coletas arteriais e capilares.
  63. 63. técnica é aplicada deve-se registrar no laudo o local de punção. Proporção sangue / anticoagulante Deve-se coletar pelo menos 2 vezes a quantidade necessária para análise e nunca o volume total do tubo, pois isso pode prejudicar a homogeneização do material. Respeitar as proporções sangue- anticoagulante recomendadas. Identificação do paciente Deve-se conferir cuidadosamente que o material está sendo coletado do paciente correto, principalmente em setores fechados onde existe mais de um leito por quarto. Confirmar o nome completo, identificar os pacientes internados com pulseira com código de barras. Homogeneização do material (amostra x conservante) A adequada mistura de sangue e anticoagulante é essencial para evitar a formação de coágulos Homogeneizar adequadamente o material logo após a coleta. Armazenamento das amostras para transporte Tempo e condições de transporte Quando o laboratório de urgência está localizado dentro do hospital este aspecto não representa um problema. Os exames do menu de urgência mais influenciados pelo intervalo de tempo entre coleta e processamento são as gasometrias e as dosagens de amônia e lactato. A estocagem de amostras, entretanto deve ser realizada de maneira padronizada, de modo que havendo necessidade de re-analise a interferência da luz, evaporação, reações químicas e metabolismo celular sejam minimizadas. De modo geral, após o processamento, as amostras de soro e plasma devem ser mantidas no refrigerador, com exceção dos testes de coagulação, que como as amostras de sangue total devem ser mantidos à temperatura ambiente. Armazenar e transportar as amostras conforme respeitando o tempo, temperatura e condições preconizadas. Preparo das amostras Preparo da amostra
  64. 64. para análise Centrifugação Deve ser realizada após o sangue coagular (cerca de 30 minutos após a coleta), na velocidade / tempo preconizada. Casos de centrifugação insuficiente das amostras podem levar a resultados alterados, principalmente nos testes de coagulação. Aguardar 30 minutos para o sangue coagular e então centrifugar as amostras por 10 a 15 minutos a 2500-3000 rpm. Identificação de interferentes analíticos Lipemia As amostras de soro e plasma podem apresentar variados graus de turvação devido ao aumento do conteúdo de lipoproteínas. A presença desta lipemia é sempre sinal de anormalidade e deve ser relatada no laudo do exame. A distribuição de água nas amostras é alterada, interferindo nos resultados de eletrólitos e metabólitos. A turvação do material interfere em todas as dosagens colorimétricas (principalmente creatinina, ácido úrico, CK, proteína e glicose). Relatar no laudo que a dosagem foi prejudicada pela presença de lipemia na amostra. Ictericia A presença de bilirrubina na amostra afeta a dosagem de vários testes colorimétricos, especialmente as dosagens de creatinina na maioria das metodologias / equipamentos Relatar no laudo que a dosagem foi prejudicada pela presença de bilirrubina na amostra. Anticorpos endógenos As aglutininas frias afetam as contagens celulares de eritrócitos, leucócitos e plaquetas. Os anticorpos EDTA dependentes reduzem falsamente as contagens plaquetárias (pseudoplaquetopenia). As macroenzimas (enzimas formando complexos com imunoglobulinas) tem sido demonstradas para praticamente todas as enzimas relevantes. O exemplo mais freqüente deste processo é a macro CK, promovendo elevações nas dosagens de CKMB. Os autoanticorpos contra hormônios tireodianos são bastante conhecidos na prática clínica e os anticorpos antifosfolípides podem elevar os resultados de TTPA. Suspeitando-se de crioaglutininas, colocar o tubo em banho-maria a 37 por 15 minutos e processar novamente a amostra.
  65. 65. Hemólise É o resultado da lise de hemáceas, liberando seu conteúdo no soro / plasma, que se torna então avermelhado. Os efeitos deste processo nas dosagens bioquímicas envolvem a liberação de constituintes celulares no soro (elevando as concentrações séricas de potássio e DHL). A interferência óptica devido a cor avermelhada do soro interfere em todas as dosagens colorimétricas. Evitar durante a coleta os seguintes procedimentos: - Garroteamento prolongado - Aspiração rápida ou com muita pressão. - Infusão vigorosa do sangue no tubo. - Infusão do sangue no tubo através da agulha PARTICULARIDADES DOS TESTES DE COAGULAÇÃO Para a maioria dos testes de coagulação é utilizado um tubo com anticoagulante. Utiliza-se universalmente o citrato de sódio a 3,2%, numa proporção de 1 parte de anticoagulante para 9 partes de sangue. Se for coletado um volume menor que o preconizado, a concentração do anticoagulante aumenta e os valores de TTPA são falsamente prolongados. Em pacientes com hematócrito maior que 55%, o volume de plasma é reduzido e a proporção anticoagulante - plasma também é afetada. Este fator aumenta falsamente os valores de TP e TTPA. A presença de hemólise pode ativar os fatores de coagulação e a lipemia e icterícia da amostra pode alterar as mensurações nos equipamentos foto-opticos. Durante o transporte das amostras de coagulação deve-se manter os recipientes em temperatura ambiente já que o gelo pode ativar o fator VII e reduzir o TP. Nas coletas difíceis a coagulação é ativada antes de colocarmos o sangue no recipiente com anticoagulante, alterando portanto os resultados. Na dúvida, deve-se repetir a coleta. PARTICULARIDADES DOS TESTES DE HEMATOLOGIA Para a análise das células do sangue o anticoagulante recomendado é o EDTA dipotássico e recomenda-se o processamento das amostras nos contadores automáticos de células em até 24 horas após a coleta. Logo após a coleta o tubo deve ser invertido algumas vezes para promover a adequada homogeneização da amostra, evitando assim a formação de coágulos.Para uma adequada homogeneização deve-se deixar cerca de 20% do tubo vazio. O EDTA tem uma grande influencia na estabilidade dos leucócitos, especialmente dos neutrófilos e monócitos. Após algumas horas a degeneração dos neutrófilos é evidente, com desaparecimento das pontes entre lóbulos e da granulação citoplasmática. Quando é coletada uma amostra com volume inferior ao preconizado, o relativo aumento na concentração do EDTA produz alterações evidentes na morfologia dos neutrófilos e diminui o volume dos eritrócitos (reduz VCM e Htc). A pseudoplaquetopenia é evento bastante conhecido, que ocorre devido a aglutinação ou aderência das plaquetas aos neutrófilos (satelismo). Pacientes que demonstram Satelismo plaquetário induzido por EDTA devem ter seus exames coletados em Citrato e não EDTA.
  66. 66. PARTICULARIDADES DOS TESTES DE BIOQUÍMICA Os interferentes bioquímicos são métodos e equipamentos específicos. Assim os resultados obtidos em um sistema analítico não podem ser sempre diretamente comparados a outro. Algumas vezes os interferentes de um sistema não afetam outra metodologia. É marcante a freqüente interferência dos medicamentos nas dosagens de creatinina, especialmente os antibióticos (Cefalosporinas). Suspeitando-se de interferente medicamentoso deve-se coletar nova amostra imediatamente antes da próxima dose do medicamento procurando o nível sérico mais baixo para minimizar a interferência nas dosagens bioquímicas. PARTICULARIDADES DOS TESTES DE GASOMETRIA A heparina é o anticoagulante de escolha para as determinações de gases no sangue. A proporção heparina - sangue deve ser mantida e a amostra deve ser coletada em anaerobiose, evitando-se o contato da amostra com o ar ou a presença de bolhas no material (que pode resultar em falsas elevações do pO 2 ). O metabolismo das células do sangue consome O 2 e, portanto o material coletado deve ser analisado em no máximo 30 minutos. Se for necessário transporte da amostra, esta deve ser colocada em gelo e processada em até 2 horas após a coleta. Como a heparina sódica tem um pH muito baixo, altas concentrações deste anticoagulante podem alterar o pH e o pCO 2 da amostra. Além disso, obviamente as amostras coletadas com Heparina sódica não são apropriadas para dosagens de Sódio e Potássio plasmáticos. Atualmente, as seringas com heparina lítica liofilizada permitem maior controle sobre a proporção heparina-sangue, mas a homogeneização destas amostras deve ser rigorosa para evitar a formação de coágulos. PARTICULARIDADES DOS TESTES DE DOSAGENS DE DROGAS TERAPEUTICAS A maioria das dosagens é realizada no soro ou plasma. Após ajustes de doses deve-se aguardar um período de 5 meias-vida da droga para coletar nova amostra para dosagem sérica. Para determinações da concentração basal as amostras devem ser coletadas imediatamente antes da próxima dose (acompanha-se o nível sérico mínimo da droga). Para determinações da concentração de pico, respeitar a farmacocinética de cada droga e via de administração (utilizada para avaliar níveis tóxicos da droga). PARTICULARIDADES DOS TESTES DE IMUNO / HORMONIO A maioria dos testes imunoquímicos são realizados no soro ou plasma heparinizado. Deve-se considerar as alterações nas concentrações hormonais causadas por variações diuturnas e pela postura. Outros hormônios como insulina e peptídeo-C mantêm-se estáveis se mantidos no gelo.

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