Guía micro aplicada

UNIVERSIDAD INCA GARCILASO DE LA VEGA
FACULTAD DE CIENCIAS FARMACÉUTICAS Y BIOQUÍMICA

MANUAL
MANUAL DE PRÁCTICAS DE MICROBIOLOGÍA
APLICADA

Dr. Q.F. HÉCTOR ALEXANDER VILCHEZ CÁCEDA

Mg. EN GERENCIA DE SERVICIOS DE SALUD

LIMA – PERÚ
2010


PROLOGO

La Universidad Inca Garcilaso de la Vega, está empeñada en realizar importantes
innovaciones en la concepción y práctica educativa con el propósito de brindar a sus
alumnos una formación profesional más competitiva, que haga posible su ingreso
con éxito al mundo laboral, desempeñándose con eficacia y eficiencia en las
funciones que les tocará asumir.

El marco referencial está dado por los cambios significativos de la sociedad
contemporánea, expresados en la globalización y los nuevos paradigmas del
conocimiento, de la educación y la pedagogía así como los retos del mundo laboral.

Uno de los medios para el logro de nuestros propósitos lo constituye el MANUAL DE
PRACTICAS DE MICROBIOLOGÍA el cual ha sido concebido como un material
educativo que va ha servir para afianzar conocimientos, desarrollar habilidades y
destrezas, así como orientar la autoeducación permanente. por ello se ubica como
un material de lectura independiente, sirve de información y recreación, desempeña
un papel motivador, se orienta a facilitar la lectura comprensiva, a ampliar
conocimientos en otras fuentes, crear hábitos y actitudes, así como a desarrollar
destrezas para el procesamiento de información, adquisición y generación de
conocimientos.

El presente Manual, constituye material de apoyo al desarrollo de la asignatura y
está organizado en dos unidades: Unidad I: Microbiología Generalidades, Unidad II:
Microbiología Aplicada comprende: Microbiología Clínica, Microbiología Alimentaria,
Microbiología en la Industria Farmacéutica y Cosmética y de un Trabajo de Campo.

Los alumnos deben leer detenidamente cada práctica, antes de su realización, para
una mejor comprensión en la observación del fenómeno biológico de cada
microorganismo en estudio. Además debe realizar diagramas de flujo de lo
observado el cual será revisado por el profesor responsable de cada grupo de
práctica.

El autor agradece anticipadamente la(s) crítica(s) o sugerencia(s) que puedan tener
los lectores que sirvan para mejorar el presente trabajo.

Dr. Q.F. HÉCTOR ALEXANDER VILCHEZ CÁCEDA
DOCENTE DE MICROBIOLOGÍA

1 Mg. Q.F. HÉCTOR VILCHEZ CÁCEDA


INDICE

PRÓLOGO 01

INDICE 02

INTRODUCCIÓN 04

RESULTADO DE ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO 06

UNIDAD II: MICROBIOLOGÍA APLICADA 07

2.1 MICROBIOLOGÍA CLÍNICA 08

PRACTICA N°
07

Aislamiento e Identificación de Staphylococcus y Streptococcus. 08

PRACTICA N°
08

Bacilos Gram Negativos de Importancia Medica 24

PRACTICA N°
09

Hemocultivo y Coprocultivo 36

PRACTICA N°
10

Urocultivo, Recuento de Colonias, Antibiograma. 44

2.2 MICROBIOLOGÍA ALIMENTÁRIA 53

PRACTICA N°
11

Análisis Microbiológico de Productos Lácteos 54

- Preparación y Dilución de las Muestras de Alimentos
- Numeración de Microorganismos Aerobios Mesófilos Viables.
- Identificación de Patógenos.

PRACTICA N°
12

Análisis Microbiológico de una Muestra de Agua 61

- Preparación y Dilución de la Muestra
- Numeración de Coliformes - Determinación del Numero Más Probable (NMP).
- Identificación de Patógenos.



2.3 MICROBIOLOGÍA EN LA INDUSTRIA FARMACÉUTICA Y COSMÉTICA 65

PRACTICA N°
13

Monitoreo de Ambientes Superficies y Personal. 66

PRACTICA N°
14

Control Microbiológico de Crema de Baba de Caracol 70

PRACTICA N°
15

Control Microbiológico de Envases. 73

PRACTICA N°
16

Control Microbiológico de Lápices Labiales 74

REFERENCIA BIBLIOGRÁFICA 77

ANEXO III: ESQUEMA DE RESULTADOS DE MICROBIOLOGÍA APLICADA 79



INTRODUCCIÓN

La Microbiología es la ciencia encargada del estudio de los organismos
microscópicos, deriva de 3 palabras griegas: mikros (pequeño), bios (vida) y logos
(ciencia) que conjuntamente significan el estudio de la vida microscópica. Son
considerados Microbios todos los seres vivos microscópicos consistentes en una
sola célula, es decir unicelulares, así como aquellos que forman agregados celulares
en los cuales todas las células son equivalentes. Los microorganismos pueden ser
Eucariotas (Las células poseen núcleo), tales como los hongos y los protistas, o
Procariotas (células carentes de núcleo), como las Bacterias y los Virus (Aunque los
virus no son considerados seres vivos estrictamente hablando).

El Químico Farmacéutico y Bioquímico, es el profesional universitario de las Ciencias
Médicas con formación científica, tecnológica y humanística, con capacidad
gerencial, ejecutiva y de liderazgo. Así mismo altamente capacitado para poder
ejercer profesionalmente en los campos de la Industria Farmacéutica e Industria
Cosmética siendo Jefe de Control de Calidad, del Laboratorio de Análisis
Clínicos y Bioquímicos ejerciendo la Microbiología Clínica y del Laboratorio de
Bromatología realizando los Controles Microbiológicos a los Alimentos.

Hoy en día el Profesional Químico Farmacéutico y Bioquímico es el profesional
responsable de la producción de los medicamentos y de los cosméticos de calidad,
seguros y eficaces y para lograr este objetivo el control microbiológico se considera
de gran importancia, ya que en estos productos se pueden presentar las condiciones
necesarias para la multiplicación de microorganismos capaces de deteriorar al
producto o, lo que es peor, afectar la salud del consumidor.

El cuidado de los alimentos y la industrialización de los mismos se ha convertido en
una ciencia y cada vez más se estudia e investiga la forma de mejorar la calidad. Día
a día surgen nuevas técnicas, nuevos tipos de envases, nuevos aditivos, nuevos
conservadores, etc. Esto ha llevado al establecimiento de normas, al desarrollo de
métodos y sistemas de control, que aseguren la inocuidad de los mismos. Para
lograr este objetivo el Químico Farmacéutico y Bioquímico, realiza los Controles
Microbiológicos donde cuantifica e identifica los microorganismos presentes en los
alimentos.



Las infecciones intrahospitalarias cada vez más constituyen un serio problema de
salud pública, ya sea por su efecto sobre la salud de los pacientes, como por los
costos que este problema implica. Esto hace, que en el país se estén aunando
esfuerzos para implementar sistemas de vigilancia, prevención y control, orientados
a enfrentar este problema. Por lo que el Medico debe basar su diagnóstico en
evidencias disponibles, como son los aspectos epidemiológicos, y la importante
contribución del Laboratorio de Microbiología, que además de permitir el
diagnóstico etiológico, orienta el manejo clínico terapéutico del paciente.

El estudiante de Microbiología de la Facultad de Ciencias Farmacéuticas y
Bioquímica de la Universidad Inca Garcilaso de la Vega, en el futuro será el
profesional Químico Farmacéutico y Bioquímico, quien con los conocimientos
presentes en este manual estará en la capacidad de poder afrontar y resolver con
criterio los problemas presentados ya sea en la Jefatura de Control de Calidad de
una Industria Farmacéutica ó Cosmética, como en un Laboratorio Clínico
Microbiológico ó un Laboratorio Bromatológico.



RESULTADO DE ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO

Nombre: _______________________ Código: ___________________
Lote: __________________________ Fecha de Análisis: ___________
Fecha de Ingreso: ____________________ N° An álisis: ______________
de

Resultados:
Microorganismos Aeróbios

10-1 10-2 10-3 10-4 10-5
24 Horas
48 Horas
72 Horas

Microorganismos Patógenos

10-1 10-2 10-3 10-4 10-5
24 Horas
48 Horas
72 Horas

Resultado:

Hongos y Levaduras

10-1 10-2 10-3 10-4 10-5
3er Día
5to Día

Resultado:

Observaciones:

Fecha

___________________ ________________________
Analista Jefe de control de Calidad



UNIDAD II: MICROBIOLOGÍA APLICADA



2.1 MICROBIOLOGÍA CLÍNICA

PRACTICA N°07
AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN DE STAPHYLOCOCCUS Y
STREPTOCOCCUS

STAPHYLOCOCCUS

Los estafilococos constituyen un grupo de microorganismos esféricos, Gram
positivos, agrupados en forma de racimos, tetradas o aisladas, inmóviles no
esporulados. El género Staphylococcus pertenece a la familia Micrococcaceae. La
especie patógena del género es Staphylococcus aureus. Este microorganismo
puede formar parte de la flora nasal del hombre y también es causante de diversos
procesos infecciosos tales como impétigo, forunculosis, abscesos, intoxicaciones
alimentarias e infecciosas particularmente graves como bacteriemias. La especie
patógena produce una enzima llamada coagulasa, que puede estar libre (free-
coagulase) o ligada (clumping factor).

Algunas especies de Staphylococcus coagulasa negativas, tales como
Staphylococcus epidermidis y Staphylococcus saprophyticus considerados
hasta hace relativamente poco tiempo como no patógenos, vienen teniendo un papel
relevante en cuadros infecciosos bacteriémicos y urinarios.

MATERIALES

- Placas petri con agar sangre de carnero.
- Placas petri con agar Dnasa.
- Placas petri con agar manitol salado.
- Placas petri con agar tripticasa soya agar.
- Tubos con caldo plasma.
- Asas de platino.
- Juego de colorantes para Gram.
- Láminas portaobjetos simples.
- Caldo nutritivo en tubo.
- H2O2 al 3%.
- Lápiz graso
- Aceite de inmersión.

PROCEDIMIENTO

- Hacer un frotis en las láminas portaobjetos limpios y desengrasados a
partir de la muestra problema, realizar la coloración de Gram.
- Observar con el microscopio utilizando objetivos de inmersión, destacando
la forma de agrupación y la coloración que toma la bacteria.
- Realizar la siembra en estría de la muestra problema en los siguientes
medios de cultivo: Agar sangre de carnero, agar manitol salado y agar
TSA. Llevar a la Incubadora a 37ºC durante 24 – 48 horas.
- Realizar una siembra en forma circular o elíptica en la placa que contiene
agar Dnasa. Llevar a la Incubadora a 37ºC durante 24 – 48 horas.



PRUEBA DE LA CATALASA

Determina la presencia de la enzima catalasa, esta enzima descompone el peróxido
de hidrógeno en agua y oxígeno.

PROCEDIMIENTO

- Con el asa de siembra recoger el centro de una colonia pura de 18 a 24 horas
y colocar sobre un portaobjetos limpio.
- Agregar una gota de H2O2 al 3% usando un gotero o una pipeta pasteur.
- No es necesario mezclar el cultivo con el H2O2.
- Observar una inmediata efervescencia (formación de burbujas) lo que indica
una prueba positiva, de lo contrario se considera la prueba negativa.
- Desechar el portaobjetos colocándolo en un desinfectante.

NOTA: Al coger la colonia con el asa de siembra tener cuidado de no llevar algo del
medio de agar sangre debido a que la catalasa presente en los eritrocitos, puede
dar resultados falsos positivos. No invertir el orden del método porque pueden
producirse resultados de falsos positivos.

PRUEBA DE LA COAGULASA

Se realiza para comprobar la facultad de la bacteria de coagular el plasma por
acción de la enzima coagulasa, la cual aumenta la velocidad de coagulación del
plasma. El resultado final es la formación de un coágulo de fibrina.

- Prueba en lámina (detecta factor de aglutinación o coagulasa ligada).
- Prueba en tubo (detecta coagulasa libre y ligada).

La prueba de coagulasa en tubo es definitiva, y la prueba de coagulasa en lámina
puede ser usada como una técnica de tamizaje rápida para la identificación de S.
aureus. Todas las pruebas negativas en lámina deben repetirse utilizando la
técnica en tubo.

NOTA: El plasma humano no debe ser usado a menos que haya sido
cuidadosamente probado de no contener algún agente infeccioso, capacidad de
coagulación e inhibidores.

PRUEBA EN LÁMINA

La prueba de la coagulasa en lámina es un método únicamente presuntivo. Por esa
razón todos los resultados negativos o retardados (más de 20 segundos) deben ser
confirmados por la prueba en tubo.

PROCEDIMIENTO

- Preparar una suspensión densa de la colonia en agua destilada o
solución fisiológica mezclando bien para homogenizar.



- Si hubiera autoaglutinación no continuar y realizar la prueba en tubo.

- Agregar una gota de plasma y mezclar con movimientos circulares.

- Observar la formación de aglutinación o precipitado dentro de 20
segundos.

- Todas las pruebas negativas y positivas retardadas (20 a 60 segundos)
debe confirmar-se con la prueba en tubo.

NOTA

Es una prueba bastante rápida y económica pero del 10 a 15 % de S. aureus
pueden dar un resultado negativo, por eso, todos los resultados negativos deben
repetirse utilizando la técnica en tubo.

PRUEBA EN TUBO

PROCEDIMIENTO

- Transferir una colonia aislada del agar sangre de carnero a 0,5 mL de
plasma reconstituido (en un tubo de vidrio estéril de 13 x 100).

- Girar el tubo suavemente para lograr la suspensión del organismo. No
agitar.

- Incubar la mezcla a 35 – 37° (en baño maría de p referencia) por 4
C
horas; observar si hay formación de coagulo inclinando lentamente el
tubo.

- Observar cuidadosamente si hay formación de coagulo inclinando
lentamente el tubo (sin agitar) en intervalos hasta 4 horas. Cualquier
grado de coagulación es una prueba positiva.

- La mayoría de los S. aureus formarán coagulo dentro de una hora.

- Si es negativa a las 4 horas seguir incubando hasta el día siguiente a
temperatura ambiente. Esto es recomendado porque un pequeño número
de cepas de S. aureus pueden requerir más de cuatro horas para la
formación del coágulo. Considerar que Staphylococcus produce
fibrinolisina, la cual puede lisar el coagulo.

- Si son estafilococos coagulasa negativos, realizar las pruebas de
resistencia a la polimixina B y novobiocina (disco de 5ug) para tener una
identificación presuntiva. S. saprophyticus es resistente a la novobiocina y
S. epidermidis es resistente a la polimixina B.



STAPHYLOCOCCUS

Aislamiento e identificación: Staphylococcus aureus

COLONIAS:

MEDIOS A. S. A. M. S. T. S. A. DNASA
TAMAÑO
FORMA
PIGMENTO
HEMÓLISIS
MANITOL
DNASA
CATALASA
COAGULASA
GRAM

Aislamiento e identificación: Staphylococcus epidermidis

COLONIAS:

TAMAÑO
FORMA
PIGMENTO
HEMÓLISIS
MANITOL
DNASA
CATALASA
COAGULASA
GRAM

Aislamiento e identificación: Staphylococcus saprophyticus

COLONIAS:

TAMAÑO
FORMA
PIGMENTO
HEMÓLISIS
MANITOL
DNASA
CATALASA
COAGULASA
GRAM



INTERPRETACIÓN

COLORACIÓN GRAM

Gram positivos en racimos
Estructura pared celular Gram positivo

AGAR SANGRE DE CARNERO

Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis

Staphylococcus saprophyticus



AGAR MANITOL SALADO


Staphylococcus saprophyticus (+)

AGAR DNASA





PRUEBA DE LA COAGULASA

Staphylococcus aureus

Staphylococcus epidermidis


PRUEBA DE LA CATALASA

Staphylococcus aureus: catalasa positivo
Staphylococcus epidermidis: catalasa positivo
Staphylococcus saprophyticus: catalasa positivo

Streptococcus: catalasa negativo

Micrococcus: aerobio estricto, presenta colonias amarillas anaranjadas, catalasa
positivo, oxidan, no fermenta. Los micrococos son muy abundantes en la naturaleza,
viéndose aislado más frecuentemente del polvo y agua. A menudo se encuentra en
utensilios y equipos usados en alimentación que no han sido adecuadamente
limpiados e higienizados.



PRINCIPALES CARACTERÍSTICAS FENOTÍPICAS DE LAS ESPECIES DE
STAPHYLOCOCCUS COMÚNMENTE AISLADOS EN INFECCIONES

PIGMENTO DE HEMOLISINA ESTAFILO FACTOR DE
COLONIA (*) COAGULASA AGLUTINACIÓN
S. aureus
Subespecies aureus
+ + + +
S. epidermidis - (d) - -
S. haemolyticus d (+) - -
S. lugdunensis d (+) - (+)
S. saprophyticus
Subespecies d - - -
saprophyticus
S. schleiferi, Schleiferi - (+) - +
S. warmeri d (d) - -

RESISTENCIA A RESISTENCIA A ORNITINA ACIDEZ DE
NOVOBIOCINA POLIMIXINA B DESCARBOXILASA MANITOL
S. aureus
Subespecies aureus
- + - +
S. epidermidis - + (d) -
S. haemolyticus - - - d
S. lugdunensis - d + -
S. saprophyticus
+ - - d
Subespecies saprophyticus
S. schleiferi, Schleiferi - - - -
S. warmeri - - - d

+ 90% o más especies o cepas positivas.
- 90% o más especies o cepas negativas.
d 11% - 89% de especies o cepas positivas
(+) Reacción retardada
(*) En agar sangre de carnero
+ Zona amplia de hemólisis dentro de 24 – 36 horas
(+) Hemólisis retardada, de una zona moderada a amplia dentro de las 48 – 72 Horas
(d) No hay hemólisis o es retardada
- No hay hemólisis o hay una zona muy angosta (≤ 1mm) dentro de las 72 horas.
Algunas de las cepas pueden producir in ligero color verdusco o marrón en agar
sangre de carnero.

CUESTIONARIO

1. ¿Qué factores son los qué condicionan la patogenicidad del
Staphylococcus aureus, en comparación con otras especies de
estafilococos?
2. ¿Qué enfermedades produce el Staphylococcus epidermidis y
Staphylococcus saprophyticus?



STREPTOCOCCUS Y ENTEROCOCCUS

INTRODUCCIÓN

Constituye un grupo de microorganismos esféricos o lanceolados, gram positivos,
inmóviles no esporulados, en cadena cortas o largas. En el género Streptococcus
están comprendidas especies patógenas para el hombre tales como Streptococcus
pyogenes y Streptococcus pneumoniae, existen portadores asintomáticos de ambas
especies.

Streptococcus pyogenes es causante de faringitis, amigdalitis, otitis, escarlatina,
erisipela e impétigo, la fiebre reumática y la glomérulo nefritis pueden ser secuelas
de la infección. En placas de agar sangre produce hemólisis tipo beta y puede ser
identificada mediante su sensibilidad a la bacitracina. La especie Streptococcus
pneumoniae se presenta en forma de diplococo, posee una cápsula nítida asociada
con la virulencia del germen, en medio enriquecido como el agar sangre, las cepas
encapsuladas de neumococos forman colonias mucoides y son virulentas para los
ratones se identifican por su solubilidad en sales biliares, por metabolizar la inulina y
por su sensibilidad a la optoquina. Produce hemólisis tipo alfa, carácter que
comparte con los Streptococcus alfa hemolíticos o Streptococcus viridans.

Son los agentes causales más frecuentes de neumonía lobar, sinusitis y meningitis.
Las especies del género Enterococcus son bacterias que se encuentran en el
intestino y algunas veces pueden producir infecciones fuera del intestino. Se
identifican por su crecimientros en medios de concentración alta de cloruro de sodio.

MATERIALES

- Placas petri con agar sangre de carnero.
- Asas de platino.
- Juego de colorantes para Gram.
- Caldo nutritivo en tubo.
- H2O2 al 3%.
- Lápiz graso
- Aceite de inmersión.
- Bajalengua.
- Hisopos de algodón estéril.

PROCEDIMIENTO

1. Tome un hisopo estéril y un bajalengua.
2. Pida al compañero que se eligió para la práctica que mire hacia arriba, abra la
boca y saque la lengua.
3. Con el bajalengua deprima la lengua para tener una mejor visión de la faringe
4. Con el hisopo, toque a manera de raspado la parte posterior de la faringe, las
amígdalas y el pilar posterior del velo del paladar.
5. Retire el bajalengua y el hisopo con el exudado de la faringe.



6. Con el mechero de Bunsen encendido y respetando el margen de esterilidad
inocule con el hisopo el material del exudado faríngeo en una placa con agar
sangre y siembre con una asa con la técnica de estría múltiple.
7. Queme por la parte de en medio su hisopo para que no sea nuevamente
utilizado
8. Incube a 37ºC durante 24 horas.
9. Transcurrido las 24 horas, saque las cajas de la incubadora y encienda el
mechero
10. Haga un frotis de las colonias que crecieron en el agar sangre
11. Tiña con la técnica de Gram
12. Observe con aceite de inmersión el frotis
13. De acuerdo a lo observado en cada uno de los frotis realice las pruebas
correspondientes.

Para cocos Grampositivos en cadena de acuerdo a la hemólisis

- Tomar la cepa sospechosa de estreptococos e inocular la en una placa de
agar sangre en un cuadro de aproximadamente 1.5 cm por 1.5 cm por
estriación masiva.
- En medio del cuadro estriado con la cepa colocar el disco con la Bacitracina
Incubarlos a 37ºC durante 24 horas.
- En las placas de agar sangre observar las colonias pequeñas y rodeadas de
hemólisis, sin destapar la placa observar al microscopio con objetivo de 5X la
zona de hemólisis tipo beta (destrucción total de los hematíes) y la hemólisis
tipo alfa.

STREPTOCOCCUS PNEUMONIAE (NEUMOCOCO) Y ENTEROCOCCUS

MATERIALES

- Cultivo de neumococos en caldo nutritivo
- Cultivo de neumococo en agar sangre y discos de Optochin
- Cultivo de enterococcus sp. En agar sangre
- Cultivo de enterococcus sp. En caldo con NaCL 6.5%
- Solución de sales biliares al 10%
- Caldo esculina.

PROCEDIMIENTO

- Hacer frotices a partir de las colonias en agar sangre, colorearlos con gram.
- Observar con lentes de inmersión la morfología del diplococo lanceolado gram
positivo, típico del neumococo.
- Observar la discreta y uniforme turbidez en el medio líquido.
- En la placa de agar sangre observar la colonia pequeña aplanada y rodeada de
un color verdoso por la hemólisis alfa.



- En las placas de agar sangre con discos de optoquina, observar halo de
ausencia de desarrollo con el neumococo.
- En el medio con inulina constatar la formación de acidez por metabolismo de
este carbohidrato.
- Observar el aclaramiento ión del cultivo líquido al añadirse sales biliares al
10%.

STREPTOCOCCUS

Aislamiento del estreptococo beta hemolítico del grupo A.

MEDIOS DE CULTIVO AGAR SANGRE
Tamaño
Forma
Hemólisis
gram

Tipificación:

Bacitracina
Hemólisis

STREPTOCOCCUS PNEUMONIAE

Aislamiento

Tamaño
Forma
Hemólisis
gram

Tipificación:

Optoquina
Sales biliares
Inulina
Gram (tinta china)

* Para Enterococcus, interpretar el desarrollo en el caldo con NaCL 6.5%



PRUEBA DE LA ESCULINA EN MEDIO CON BILIS

Para determinar la facultad de un organismo de hidrolizar el glucósido esculina en
esculetina y glucosa, en presencia de bilis.

PROCEDIMIENTO

- Inocular el cultivo en estudio haciendo estrías sobre la superficie del pico de
flauta o de la placa de agar bilis esculina.

- Incubar a 35 – 37° hasta 72 horas.
C

- Se puede controlar periódicamente, y esperar hasta las 72 horas antes de
informar como negativo.

LECTURA

Positivo: En tubo: Ennegrecimiento difuso en el agar inclinado.
En placa: Se observa un halo negro o marrón alrededor de las colonias en la
placa.
Negativo: No se produce ennegrecimiento del medio o ennegrecimiento de
menos de la mitad del tubo después de 72 horas de incubación.

TOLERANCIA AL CLORURO DE SODIO

Para determinar la facultad de un organismo de desarrollar en presencia de una
concentración de 6.5 % de cloruro de sodio.

PROCEDIMIENTO

- Inocular en el caldo TSB con cloruro de sodio un cultivo de 18 - 24 horas de
incubación.
- Incubar a 35 – 37° por 24 horas.
C
- Se puede controlar periódicamente, y esperar hasta las 72 horas antes de
informar como negativo.

LECTURA

Positivo: Hay desarrollo bacteriano
Negativo: No se observa crecimiento en el caldo

Observar el oscurecimiento del agar indicando si hubo hidrólisis de la esculina y el
crecimiento en el caldo con cloruro de sodio. Con estas pruebas tenemos dos
identificaciones presuntivas posibles: así todos los enterococos (95%) son esculina
positivos y crecen en medios con 6.5% de cloruro de sodio produciendo acidez. 5%
– 10% de Streptococcus del grupo viridans son bilis esculina positivos.



INTERPRETACIÓN

COLORACIÓN GRAM

Cocos gram positivos en cadena

AGAR SANGRE

Beta hemólisis Alfa hemólisis

Estreptococo pneumoniae hemólisis parcial

Gama hemólisis no hay cambios



Hisopado de las amígdalas

En la placa se observa beta hemólisis
posible streptococcus pyogenes mezclada
con la alfa normal y gama hemólisis colonias
de los estreptococcus viridans que viven
normalmente en la garganta.

Estreptococo pneumoniae

Estreptococo pyogenes
Sensibilidad a la bacitracina

Estreptococo pneumoniae
Sensibilidad a la optoquina



Enterococo faecalis Caldo S F

Los enterococos en presencia de azida de sodio crecen, fermentan la dextrosa
formando acido el cual vira el indicador de pH de un violeta a un color amarillo
marrón.

Agar Bilis Esculina

Los enterococos crecen en presencia
de sales de bilis. Mientras crecen,
hidrolizan la esculina del medio de
cultivo apreciándose un color negro
en el agar.

Hidrólisis de la esculina
En medio bilis esculina
Caldo con NaCL 6.5%



PRINCIPALES CARACTERÍSTICAS FENOTÍPICAS DE COCOS GRAM
POSITIVOS, EN CADENA CATALASA NEGATIVOS

BILIS CRECIMIENTO
NACL 6.5% HEMÓLISIS
ESCULINA 10°
C 45°
C
Enterococcus + + + + α, β, η
Streptococcus -a -b - V α, β, η
Lactococcus + V + V α, η
Vagococcus + + + V α, η

a De los Streptococcus viridans 5% - 10% son bilis esculina positivas
b Algunos Streptococcus beta hemolíticos crecen en 6,5% de NaCL
n No hemolítico
+ ≥ 95% reacciones positivas
- ≤ 5% reacciones positivas
V Reacciones variables

Hisopado Faríngeo

CUESTIONARIO

1. ¿Recomendaría usted, a un paciente que presenta un cuadro de
faringoamigdalitis se haga un examen de secreción faríngea, con el fin de
descartar la presencia de Streptococcus pyogenes?



PRACTICA N°
08
BACILOS GRAM NEGATIVOS DE IMPORTANCIA MEDICA

Los bacilos Gram negativos conforman un grupo compuesto por múltiples familias
bacterianas entre las que destacan la familia Enterobacteriaceae, Vibrionaceae,
Pseudomonadaceae y otras.

La familia Enterobacteraceae constituye el conjunto mayor y más heterogéneo de
bacilos Gram negativos. Se han descrito al menos 27 géneros y 7 grupos entéricos
con más de 110 especies. Estos géneros se han clasificado en función de la
homología del ADN, propiedades bioquímicas, reacciones serológicas,
susceptibilidad a bacteriófagos específicos y patrones de sensibilidad a los
antibióticos. Son bacilos Gram negativos, facultativos que fermentan glucosa, son
oxidasa negativos, reducen nitratos a nitritos y no requieren ni su desarrollo se
acrecienta con NaCl. Pueden ser móviles o inmóviles, estas características sirven
para diferenciar miembros de esta familia de otros bacilos Gram negativos
facultativos fermentadores de glucosa pertenecientes a la familia Vibrionaceae.

Son organismos ubicuos de distribución mundial, se encuentran en el suelo, agua,
vegetación y formando parte de la microbiota normal del intestino de casi todos los
animales incluyendo al humano. Las Enterobacterias pueden dar cuenta del 80% de
los aislamientos clínicamente significativos de bacilos Gram negativos en
laboratorios de microbiología clínica y del 50% de todos los aislamientos
clínicamente significativos, así mismo pueden causar aproximadamente de un 60 a
70% de enteritis bacteriana aguda.

Si bien muchas Enterobacterias han sido implicadas en caso de diarrea solo se han
establecido claramente como patógenos entéricos miembros de los géneros
Escherichia, Salmonella, Shigella y Yersinia. Excepto las especies de Shigella, que
rara vez causan infecciones fuera del tracto gastrointestinal, la mayoría de las
Enterobacterias son capaces de producir una variedad de infecciones
extraintestinales. Sin embargo, un pequeño número de especies incluyendo
Enterobacter aerógenes, Enterobacter cloacae, Escherichia coli, Klebsiella
pneumoneae, Proteus mirabilis y Serratia marcescens dan cuenta de la gran
mayoría de las infecciones.

Las infecciones del tracto urinario (mas del 70%) principalmente cistitis son las más
comunes, heridas por infecciones respiratorias, de heridas, del torrente sanguíneo y
del SNC.

MATERIALES

Placas con Agar Mac Conkey Tubos con TSI
Placas con Agar EMB Tubos con LIA
Placas con Agar XLD Tubos con Caldo Triptófano
Placas con SSAgar Tubos con MIO, MR-VP
Placas con TCBS Reactivo de Kovacs
Tubos con caldo Selenito Reactivos para tinción de Gram
Tubos con citrato de Simmons Asas y aro de siembra



AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN DE ENTEROBACTERIAS

GÉNEROS ESCHERICHIA, KLEBSIELLA ENTEROBACTER, CITROBACTER,
SALMONELLA, SHIGUELLA, YERSINIA, PROTEUS

INTRODUCCIÓN

Las enterobacterias son bacilos gram negativos no esporulados, aeróbicos y
anaeróbicos facultativos que habitan en el tracto intestinal. Algunos géneros de esta
familia son patógenos para el hombre, en cambio otros condicionan su
patogenicidad al hábitat que colonizan. La identificación de las diferentes especies
de enterobacterias se realizan estudiando la actividad metabólica del
microorganismo sobre los diversos sustratos (carbohidratos, proteínas, etc) en la
practica se estudiarán las especies de mayor importancia medica.

Comprenden muchos géneros entre ellos: Escherichia que se encuentra en la flora
normal intestinal; en ocasiones puede ser agente de diarreas (E. Coli
enteropatógenos, toxigénicos, enteroinvasivo, enterohemorrágico, etc.) y en otras,
agente de infecciones en el tracto urinario y genital. Así mismo los géneros
Klebsiella y Citrobacter se encuentran como flora normal y son patógenos
condicionales.

IDENTIFICACIÓN BIOQUÍMICA

El reconocimiento de las diversas especies de enterobacterias se realiza observando
las reacciones metabólicas, por los cambios de color del medio sobre los substratos
contenidos en dichos medios diferenciales.

SALMONELLA, SHIGELLA, YERSINIA

El género Salmonella constituye un amplio grupo de bacterias patógenas como por
ejemplo: Salmonella typhi, Salmonella paratyphi A y B, que producen la fiebre
tifoidea y fiebres paratíficas: Salmonella enteritidis que se encuentra en los
animales, al infectar al hombre produce gastroenterocolitis.

El género Shigella produce disentería bacilar que se caracteriza por diarrea con
moco y sangre. Esta bacteria sólo afecta al hombre. En el género Yersinia, una
especie importante es Yersinia enterocolítica que es causante de adenitis aguda e
ileítis terminal (simulando apendicitis), y diarrea en niños. Por una enterotoxina
termoestable se cree que es la causa de la diarrea; el reservorio de este género son
los roedores y el ganado porcino.

Estos tres géneros tienen la misma característica morfológica (bacilos Gram
negativos) la Shigella carece de flagelos por lo cual es inmóvil en cambio la
Salmonella presenta flagelos lo mismo que la Yersinia.

Los tres géneros son anaerobios facultativos, desarrollan en medios como en el agar
Mac Conkey, y SSagar a una temperatura de 37° exc epto la Yersinia que
C,
desarrolla mejor a 28°
C.



Yersinia pestis es la causa de la peste bubónica que es primariamente una
enfermedad de los roedores. El hombre se infecta al ser picado por la pulga de los
roedores infectados, desarrollándose una infección primaria ganglionar y hay una
forma neumónica más grave porque el contagio es directo de persona a persona.
Esta bacteria es de forma coco bacilar, desarrolla a 30° en la fase lisa produce
C,
una cápsula y forma colonias viscosas.

PROCEDIMIENTO

- Hacer un frotis en las láminas portaobjetos limpios y desengrasados a
partir de la muestra problema, realizar la coloración de Gram.
- Observar con el microscopio utilizando objetivos de inmersión, destacando
la forma de agrupación y la coloración que toma la bacteria.
- Realizar la siembra en estría de la muestra problema en los siguientes
medios de cultivo: Agar Mac Conkey, SSAgar, EMB, XLD. Llevar a la
Incubadora a 37ºC durante 24 – 48 horas.
- Realizar la siembra en tubos de diferenciación bioquímica: Agar citrato,
TSI, LIA, Indol, Movilidad, Medio MR – VP. Llevar a la Incubadora a 37ºC
durante 24 – 48 horas.

DIFERENCIACIÓN BIOQUÍMICA



INTERPRETACIÓN

COLORACIÓN GRAM

Gram negativos bacilos Estructura pared celular Gram negativo

Flagelos en peritrico propio del Proteus

Flagelos en peritrico propio de la
Salmonella.

Proteus mirabilis swarming
TSI
1 2 3 4 5 6

1 Sin inocular
2 Pseudomona aeruginosa
3 Shiguella sonnei
4 Salmonella typhi
5 Escherichia coli
6 Proteus mirabilis



MANERA DE REALIZAR LA LECTURA EN LAS PLACAS Y TUBOS



AGAR XLD

Escherichia coli Enterobacter cloacae Klebsiella pneumoniae

Salmonella enteritidis Shiguella sp. Proteus vulgaris.

AGAR MAC CONKEY

Escherichia coli Klebsiella pneumoniae Enterobacter cloacae

Salmonella typhi Shiguella sonnei Proteus vulgaris



AGAR EMB

Escherichia coli Enterobacter cloacae Klebsiella pneumoniae

Salmonella typhi Shiguella sonnei Proteus vulgaris

SALMONELLA SHIGUELLA AGAR

Yersinia enterocolítica Salmonella Escherichia coli

Proteus vulgaris TSA



TSI
CITRATO
SIM
VP
UREA

Proteus mirabilis Proteus vulgaris

Salmonella paratyphi - A Salmonella typhimurium



Shiguella sonnei Klebsiella pneumoniae

AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN DE VIBRIONES

INTRODUCCIÓN

Los vibriones tienen las siguientes características: bacilos curvos o rectos. Gram
negativos, son móviles por la presencia de flagelos polares y pueden crecer en los
medios para las enterobacterias, son oxidasa positivos y anaeróbios facultativos. En
este género la especie Vibrio cholerae es causante del cólera epidémico en el
hombre. La enfermedad más devastadora de todos los tiempos por el cuadro de
diarreas potencialmente muy severa que produce. En la séptima pandemia se
considera al Vibrio cholerae, biotipo El tor, principalmente el serotipo Ogawa. En la
octava pandemia se considera al Vibrio cholerae 0139, como el agente causal.
Otras especies de Vibrio pueden causar también diarrea y son: Vibrio
parahaemolyticus, Vibrio fluviales. Las especies asociadas a infecciones
extraintestinales como Vibrio alginolyticus.

En la práctica estudiaremos al Vibrio cholerae, agente del cólera, que se adquiere
por la ingesta de alimentos y aguas contaminadas. La mortalidad es elevada si no se
restablece de inmediato el equilibrio hidroelectrolítico. Para su aislamiento se utiliza
muestras de heces o hisopados rectales.

Las muestras que llegan al laboratorio deben sembrarse de inmediato. Los
hisopados rectales pueden incluirse en el medio de transporte de Cary Blair. El
cultivo directo en el Agar TCBS (tiosulfato, citrato sales biliares y sacarosa) y como
enriquecimiento en el medio agua peptonada alcalina. Después de la incubación por
24 horas las colonias de Vibrio cholerae son circulares de borde entero, de color
amarillo (sacarosa positivas) en el agar TCBS.

La identificación bioquímica de Vibrio cholerae se realiza por las siguientes
características: en el medio TSI pico de flauta ácido en el fondo sin gas, sin H2S,
lisina positivo, indol positivo, rojo de metilo positivo, voges proskauer negativo.
Citrato positivo y ureasa negativa. Desarrolla en caldo peptonado con 0% de NaCL.



INTERPRETACIÓN

Vibrio cholerae

Gram Negativo

Detección de especies de Vibrios potencialmente patógenas al camarón

Vibrio cholerae
Vibrio Vibrio
Agar TCBS alginolyticus parahaemolyticus

Vibrios en
TCBS Agar



AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN DE BACTERIAS NO FERMENTADORES

PSEUDOMONAS

Este género comprende bacilos rectos Gram negativos con flagelo polar, no
formadores de esporas, carente de cápsula y aerobios. De las numerosas especies
de este género, las más importantes han sido relacionadas a infecciones en el
hombre, como patógenos oportunistas en huéspedes comprometidos; son
Pseudomona aeruginosa, Pseudomona mallei, Pseudomona pseudomallei,
Pseudomona cetácea y Pseudomona maltophilia. De éstas, la primera es la
especie más frecuente, se asocia con enfermedades neoplásicas o en quemaduras
severas. También pueden ser causa de infecciones oculares, osteomielitis, sepsis
post quemaduras, infecciones en vías urinarias y respiratorias.

La mayoría de cepas de Pseudomonas aeruginosa son identificadas en base a su
olor característico, morfología colonial, producción de piocianina y fluoresceína,
desarrolla fácilmente en medios como Agar Nutritivo, Agar Mac Conkey y muchas
cepas desarrollan fácilmente en medios selectivos conteniendo cloruro de
hexadeciltrimetilamonio (Agar Cetrimida).

Examen macroscópico:

Observar las características de la colonia de Pseudomona aeruginosa en Agar Mac
Conkey y Agar Nutritivo, percibir el olor y el color.

Examen microscópico:

Coloración Gram, visualizar su tamaño, forma y reacción al gram.

Características Bioquímicas:

Observar el desarrollo del microorganismo en el medio TSI, Citrato de Simmons, LIA,
Indol, Movilidad.

Reacción de la oxidasa:

Positivo: Viraje de color hacia el azul -violeta (con el reactivo N, N, N, N, tetrametil-p-
fenilenediamina) o púrpura (con el reactivo N, N, dimetil-p fenilenediamina) después
de 10 - 15 segundos. Negativo: No hay viraje de color (Foto Nº 23) Alternativamente
una solución de reactivo al 0.5% puede ser goteado directamente sobre la colonia.

Demostración del pigmento:

Con una pipeta depositar cloroformo en el tubo con caldo nutritivo con desarrollo
bacteriano, luego agitar y dejar reposar. Observar en el fondo del tubo el pigmento
azul que es soluble en el cloroformo.



INTERPRETACIÓN

Gram Negativo Colonias en TSA

MEDIO HUGH LEIFSON
MEDIO PARA OXIDO
FERMENTACIÓN

E. coli es fermentador
Pseudomonas es oxidador
E. coli Pseudomonas

Agar Cetrimida
Pseudomonas aeruginosa en Agar
Cetrimida Colonias verde-amarillentas,
fluorescentes bajo luz UVA de 366 nm
(linterna MICROKIT VMT050).

Prueba
De la
Oxidasa



PRACTICA N°
09
HEMOCULTIVO Y COPROCULTIVO

HEMOCULTIVO

INTRODUCCIÓN

La sangre de los individuos sanos es estéril. Una afluencia repentina de bacterias es
habitualmente eliminada del torrente circulatorio en un periodo de tiempo corto, de
minutos a horas, excepto cuando existe una infección masiva o está presente un
foco intravascular infectado. Básicamente cuando las bacterias se multiplican a
tasas que exceden la capacidad del sistema reticuloendotelial para eliminarlas se
habla de BACTERIEMIA. El término FUNGEMIA se utiliza para designar la
presencia de hongos en sangre.

La invasión del torrente sanguíneo se produce desde:

- Un foco primario, vía sistema linfático al sistema vascular.
- Entrada directa: por infecciones intravasculares (por ejemplo endocarditis),
o a través de dispositivos médicos contaminados como catéteres y agujas.

Siempre que exista una razón para sospechar una bacteriemia se debe practicar el
cultivo de la sangre, ya que en muchas ocasiones solo se puede establecer el
diagnóstico por este procedimiento. El aislamiento de un microorganismo en los
hemocultivos es trascendente porque establece el diagnóstico etiológico de la
bacteriemia y permite elegir el tratamiento más eficaz.

DIAGNÓSTICO

Es el aislamiento del microorganismo en la sangre mediante el cultivo de esta y
aporta una valiosa información a la hora de elegir el tratamiento antimicrobiano
adecuado.

INDICACIONES

- Fiebre alta, aunque en neonatos y ancianos la bacteriemia puede cursar
con hipotermia y deterioro general.
- Shock no explicado.
- Infecciones localizadas.
- Leucopenia, leucocitosis o trombopenias no relacionadas con procesos
hematológicos.

MÉTODOS

- Cuantitativos, nos daría el número de bacterias por mililitro de sangre.
- Cualitativo, indica simplemente la presencia de bacterias en sangre, es el
que se realiza de forma rutinaria.



OBTENCION DE MUESTRA DE SANGRE PARA CULTIVO

- El momento óptimo de obtención de la muestra para hemocultivo es justo antes
del pico mas alto de fiebre, sin embargo esta situación ideal no es frecuente.
Alternativamente las muestras pueden obtenerse de acuerdo con el caso. Por Ej.
- BACTEREMIAS CONTINUAS: En cualquier momento, Ej. Endocarditis.
- BACTEREMIAS INTERMITENTES: Una hora antes del pico febril, Ej.
Brucelosis.

- Guía para la cronología y el número de cultivos de sangre en adultos:

- En sepsis: Se debe tomar dos a tres muestras de lugares diferentes en un
lapso de diez minutos.
- En endocarditis aguda: Obtener tres muestras de tres lugares diferentes
en un lapso de 1 a 2 horas.
- En endocarditis subaguda: Obtener tres muestras de tres lugares
diferentes a intervalos de al menos quince minutos. Si el cultivo es
negativo a las 24 horas, obtener tres muestras más.
- En fiebre de origen desconocido: Obtener dos o tres muestras de lugares
diferentes con diferencia de una hora o más entre una y otra muestra. Si el
cultivo es negativo a las 24 horas, obtener dos a tres muestras más.

- Obtención de muestra de sangre mediante uso de jeringa: ver Practica N° del
01
Manual de Microbiología.

La proporción entre el volumen de sangre obtenida y el volumen del caldo de cultivo
debe estar en una relación de 1:5 - 1:10. El volumen de sangre dependerá de la
edad del paciente; por cada venopunción se recomienda:

- Adultos: 10 - 30 ml
- Niños: 1 - 5 ml
- Lactantes: 1 - 2 ml
- Neonatos: 0.5 - 1 ml

INOCULACIÓN DE LA MUESTRA DE SANGRE AL MEDIO DE CULTIVO

- Utilizar un medio bifásico o monofásico para este procedimiento.
- Desinfectar el diafragma del frasco de hemocultivo con alcohol de 70% ó
alcohol yodado.
- Inocular la muestra de sangre al frasco con medio de cultivo a través de
diafragma. Debe realizarse inmediatamente de obtenida la muestra para
evitar que se coagule.
- Mezclar el contenido del frasco inclinándolo suavemente dos o tres veces. En
caso que se use el medio bifásico, bañar la fase sólida con la sangre.
- Descartar la aguja y la jeringa en un contenedor resistente a las punturas. No
volver a introducir la aguja en su funda.
- Limpiar la tapa del frasco. Etiquetar el frasco apropiadamente indicando
además el número de hemocultivo.



SIEMBRA PRIMARIA DE MUESTRA DE HEMOCULTIVO

OBJETIVO

Describir la técnica de siembra primaria de hemocultivo para el aislamiento de
bacterias causantes de infecciones del torrente sanguíneo.

CAMPO DE APLICACIÓN

Se aplica para el aislamiento bacteriano a partir de hemocultivos en el
diagnóstico bacteriológico de infecciones del torrente sanguíneo.

MATERIALES Y EQUIPOS

a) Estufa de 35 – 37°
C
b) Mechero Bunsen o Cabina de Flujo laminar
c) Jeringa estéril
d) Guantes de látex
e) Alcohol al 70%
f) Contenedor de material contaminado
g) Medios de cultivo

− Medio bifásico Ruiz Castañeda o monofásico
− Agar sangre de carnero (AS).
− Agar Mc Conkey (Mc C)
− Se puede incluir otros medios (Ej. manitol salado)

PROCEDIMIENTO

- Incubar el frasco de hemocultivo a 35 – 37° hast a por 7 días.
C
- Bañar la superficie de agar con el caldo inclinando el frasco suavemente.
- Examinar visualmente y con luz transmitida los frascos de hemocultivo
después de 12 y 24 horas de incubación.
- La observación de turbidez o lisis de los glóbulos rojos es indicativa de
crecimiento bacteriano; entonces se realizará una coloración Gram y un
subcultivo. En los medios bifásicos el desarrollo también se puede evidenciar
en la fase sólida mediante la formación de colonias.
- Si no se observa lisis de los glóbulos rojos o turbidez en el caldo, o colonias
en la fase sólida, continuar observando todos los días para ver si aparecen
signos de crecimiento, hasta siete días después de haber iniciado el
procedimiento.

SUBCULTIVO

- Los subcultivos deben realizarse en cabina o cerca de un mechero Bunsen.
- Realizar subcultivos ciegos dentro de las 12 y 24 horas de incubación.
- Para realizar los subcultivos desinfectar la superficie de la tapa del frasco
con alcohol de 70%.



- Con una jeringa estéril, extraer a través del tapón de jebe la muestra de
sangre.
- Inocular una gota de la muestra del hemocultivo en un extremo de la
superficie de las placas de agar sangre, agar Mac conkey y colocar
cuidadosamente una gota sobre una lámina portaobjetos para hacer un frotis
y coloración Gram.
- Utilizando el asa de siembra y tomando como referencia central el inoculo de
la muestra, realizar la siembra por dispersión agotamiento en los cuatro
cuadrantes de la placa, con el propósito de obtener colonias aisladas.
- Incubar las placas de AS y agar McC a 35 - 37° p or 24 horas.
C
- Observar la lámina coloreada y buscar la presencia de bacterias.
- Si no hay crecimiento a las 24 horas seguir incubando hasta por 48 horas.
- Si no hubiera desarrollo bacteriano, repetir el procedimiento al 5° 7°
y día.

LECTURA DE SUBCULTIVOS

- A las 24 horas observar el crecimiento de colonias. Si no se observa
desarrollo, incubar 24 horas más.
- Cuando se ha confirmado crecimiento bacteriano por subcultivo, se puede
descartar el frasco de hemocultivo siguiendo los procedimientos de
bioseguridad.
- En algunos casos el frasco de hemocultivo debe ser retenido para mayor
estudio.
- En la interpretación de los resultados deben considerarse los datos clínicos
individuales. Staphylococcus coagulasa negativo, corinebacterias y especies
de Bacillus son contaminantes frecuentes y a menudo se aíslan en sólo una
de tres muestras. Si no hay leucocitos y el paciente no tiene factores de
riesgo para bacteriemia por estos gérmenes como inmunosupresión,
prótesis, líneas de acceso vascular e historia de adicción a drogas
intravenosas se puede concluir que la presencia de estos gérmenes se debe
a contaminación.
- Se informará el resultado de cada frasco de hemocultivo individualmente.

Medio Bifásico
Ruiz - Castañeda

Incubar a 37°
C

5 -7 / 21 días

Toma de Muestra Sanguínea Coloración
Gram

Selección del Medio de cultivo
dependiendo de la tinción de Gram



MICROORGANISMOS ASOCIADOS AL ASPECTO MACROSCÓPICO DE
HEMOCULTIVOS
ASPECTO MACROSCÓPICO MICROORGANISMO ASOCIADO
Streptococcus, Staphylococcus, Listeria spp.
Hemólisis
Clostridium, Bacillus spp.
Bacilo gramnegativo aerobio,
Turbidez
Staphylococcus, Bacteroides spp.
Formación de gas Bacilo gramnegativo aerobio, anaerobios
Formación de velo Pseudomonas spp., Bacillus spp., levaduras
Coágulo Staphylococcus aureus
Colonias visibles (puntiformes) Staphylococcus, Streptococcus

MEDIOS DE CULTIVO UTILIZADOS, SEGÚN TINCIÓN DE GRAM
Agar Agar Mac CNA Agar Agar
Gram Brucella
Sangre Chocolate Conkey (*) Anaerobio
Cocos Gram x
x x x
Positivos
Bacilos Gram
x x x x
Positivos
Cocos Gram
x x x x x
Negativos
Bacilos Gram
x x x x
Negativos

(*) CNA: Agar Columbia-Colistin-Ácido Nalidixico.

Frascos de Hemocultivos (Aerobios y
Anaerobios)



COPROCULTIVO

DIAGNOSTICO ETIOLÓGICO DE DIARREAS BACTERIANAS.

La diarrea puede definirse como el proceso que va acompañado del aumento en el
número de evacuaciones o una disminución en la consistencia de las heces, siendo
una de las enfermedades de mayor frecuencia en nuestro país, afectando
principalmente a niños. Los géneros bacterianos que causan diarrea comúnmente
son: Shigella, Salmonella, Escherichia, Campylobacter, Vibrio y otros.

MUESTRAS

La muestra de elección para cultivo de agentes bacterianos productores de
gastroenteritis es una porción de heces diarreicas, nunca heces formes. En el caso
de heces formadas, el tamaño será la que asemeje a la de una aceituna, en heces
líquidas de 10 a 20 mL. La muestra se debe colocar en un frasco limpio, estéril, de
boca ancha y con tapa rosca. Las muestras de heces se procesarán para el cultivo
dentro de las 4 – 6 horas siguientes a su emisión. Si esto no es posible, es
conveniente su conservación en un medio de transporte adecuado como el de Cary -
Blair para evitar la alteración de bacterias patógenas. Para la siembra deben
escogerse las porciones con aspecto purulento, sanguinolento o con moco.

PROCEDIMIENTO

EXAMEN DIRECTO

El examen microscópico directo de las heces persigue la observación de
polimorfonucleares, que sugiere infección por un patógeno invasivo.

- Examen en fresco y/o tinción con azul de metileno
- Tinción de gram permite observar a los polimorfonucleares y flora
predominante

INOCULACIÓN

Examen rutinario: el coprocultivo se realiza mediante la preparación de una emulsión
de 1 – 2 gramos de heces en solución salina fisiológica, a partir de la cual se
inoculan los medios de cultivo.

- Placas de Agar Sangre
- Medios entéricos: Mac Conkey; EMB; Endo.
- Moderadamente selectivos: usar al menos uno de estos medios para
inhibir el crecimiento de la mayoría de las enterobacterias mientras se
permite el crecimiento de Salmonella y Shigella: Hektoen, XLD, SS.
- Medio líquido: utilizar el medio Selenito para inhibir el crecimiento de la
flora normal durante las horas iniciales de incubación. Se resiembran en
medio sólido a partir de las 6 horas. Este medio es fundamental para
portadores asintomáticos.



- Vibrio: medio de enriquecimiento: Agua de Peptona Alcalina a partir de 6
horas, subcultivar en TCBS.
- Medio selectivo: TCBS.
- Salmonella: Verde Brillante, Bismuto Sulfito.
- Escherichia coli: los procedimientos de aislamiento en heces de E. coli,
habitualmente quedan fuera de la practica rutinaria de la mayoría de los
laboratorios. Constituye una excepción la E. coli O157 H7 por las posibles
complicaciones (síndrome hemolítico urémico), por lo que para esta cepa,
por su gravedad, podría estar indicada la utilización de medios especiales
para su detección o la investigación de toxinas fundamentalmente en
heces hemorrágicas.

RESULTADOS

Cultivos negativos de enteropatógenos: se informará ausencia de crecimiento de
salmonella shigella, mencionando todos los microorganismos incluidos en el estudio
realizado.

Cultivos positivos: se informará del aislamiento del agente patógeno y de su
sensibilidad si procede.



COPROCULTIVO

Muestra de Heces Microscopía

Siembra en
Caldo Selenito

Agar Mac
SSAgar Conkey XLD

Medios de
Identificación Bioquímica



PRACTICA N°10
UROCULTIVO Y ANTIBIOGRAMA

INTRODUCCIÓN

El urocultivo es el cultivo de orina para diagnosticar infección sintomática del tracto
urinario o infección asintomática (bacteriuria asintomática) en pacientes con riesgo
de infección. Está basada en la presencia de un número significativo de bacterias
(generalmente ≥ 100.000 bacterias por mililitro)

La piuria junto con la bacteriuria, es un dato muy importante para el diagnóstico de
infección del tracto urinario, ya que prácticamente está presente en todas las
infecciones urinarias. Una excepción es la bacteriuria asintomática en la que la piuria
puede estar ausente.

Agentes etiológicos a investigar rutinariamente

- Escherichia coli
- Klebsiella spp.
- Enterobacter spp.
- Serratia spp.
- Enterococcus spp.
- Proteus spp.
- Pseudomonas spp.
- Acinetobacter spp.
- Cándida spp.
- Staphylococcus spp.
- Streptococcus grupo B (imprescindible en embarazadas)

OBTENCION DE MUESTRA DE ORINA PARA CULTIVO

OBJETIVO

- Describir el procedimiento de obtención de muestras de orina para cultivo,
obtenida del chorro medio.


- El presente procedimiento se aplica en la obtención de muestras de orina
de pacientes para el diagnóstico de infecciones del tracto urinario.

CONDICIONES GENERALES

- La orina es un excelente medio de cultivo para la proliferación bacteriana,
por esta razón, la muestra debe ser procesada dentro de las 2 horas
después de haber sido obtenida o debe refrigerarse a 4° (máximo 24
C
horas) hasta su procesamiento.



- Generalmente el desarrollo de dos o más tipos de colonias (en pacientes
sin sonda vesical) indican que la muestra se ha contaminado por
recolección incorrecta o demora en la siembra.

OBTENCIÓN DE MUESTRA DE ORINA DEL CHORRO MEDIO

PACIENTES MUJERES


a) Guantes de látex estériles.
b) Cinco o más piezas de gasa estéril de tamaño adecuado pudiendo ser de 4”
x 4”
c) Jabón.
d) Agua tibia estéril.
e) Frasco estéril de boca ancha para la muestra de orina.

PROCEDIMIENTO

a) Mantener la privacidad de la paciente.
b) Rotular el frasco con el nombre de la paciente, fecha de obtención de la
muestra, hora y el procedimiento a utilizar para la obtención de la muestra.
c) Lavarse las manos con jabón y abundante agua.
d) Preparar una pieza de gasa para la limpieza de los genitales externos
humedeciéndola con agua y una pequeña cantidad de jabón. Preparar dos
piezas más de gasa para el enjuague con agua tibia.
e) Separar los labios mayores con dos dedos de una mano y limpiar el área
expuesta pasando la gasa de adelante hacia atrás.
f) Descartar la gasa.
g) Con otra gasa humedecida enjuagar el área de adelante hacia atrás. Repetir
el procedimiento con otra gasa.
h) Finalmente secar el área de adelante hacia atrás con un trozo de gasa seca.
i) Mantener separados los labios mayores mientras la paciente empieza a
orinar. Luego del chorro inicial colocar el frasco estéril para colectar el chorro
medio.
j) Al terminar de orinar, inmediatamente tapar el frasco y limpiar la superficie del
mismo.
k) Transportar el frasco con la muestra de orina inmediatamente al laboratorio.

PACIENTES VARONES

MATERIALES

a) Guantes de látex.
b) Cinco o más piezas de Gasa estéril.
c) Jabón.
d) Agua tibia estéril.
e) Frasco estéril de boca ancha para la obtención de la muestra.



PROCEDIMIENTO

a) Mantener la privacidad de la paciente.
b) Rotular el frasco con el nombre de la paciente, fecha de obtención de la
muestra, hora y el procedimiento a utilizar para la obtención de la muestra.
c) Lavarse las manos con jabón y abundante agua.
d) Preparar una pieza de gasa con agua y una pequeña cantidad de jabón.
Preparar dos piezas más de gasa para el enjuague con agua tibia.
e) Realizar la higiene de los genitales. Retraer el prepucio antes de lavar el
glande con la gasa humedecida con jabón. Descartar la gasa.
f) Enjuagar el glande, usando una gasa húmeda. Repetir el procedimiento con
otra gasa.
g) Secar la zona, usando uno o más piezas de gasa seca.
h) Indicar al paciente que mantenga el prepucio retirado e inicie la micción
directamente en un recipiente (orina para descartar).
i) Después del chorro inicial colocar el frasco estéril para colectar la muestra
del chorro medio.
j) Obtenida la muestra, inmediatamente tapar el frasco y limpiar la superficie
del mismo.
k) Transportar el frasco con la muestra de orina inmediatamente al laboratorio.

SIEMBRA PRIMARIA DE MUESTRA DE ORINA

OBJETIVO

Describir el procedimiento para la siembra primaria de muestra de orina


Se aplica para el cultivo de muestra de orina en el diagnóstico bacteriológico de
infecciones del tracto urinario.


a) Asa calibrada de platino o descartable de 0.001mL, 0.01 mL.

b) Estufa de 35 – 37°
C.

c) Mechero Bunsen o Cabina de Flujo laminar.

d) Guantes de látex.

e) Contenedor de material contaminado.

f) Pinza estéril.

g) Propipeta o pipeteador automático.



h) Medios de cultivo

- Placas con agar sangre de carnero (AS).

- Placas con agar Mc Conkey (McC)

PROCEDIMIENTO

a) Mantener las muestras en refrigeración (4° ha sta su procesamiento por
C)
cultivo.
b) Los cultivos deben realizarse en una cabina de bioseguridad o cerca del
mechero Bunsen.
c) Las placas con AS y McC que se utilizarán en el urocultivo deben estar a
temperatura ambiente. Rotular las placas.
d) Si el asa calibrada no es descartable, esterilizar el asa de siembra
flameándola en el mechero Bunsen hasta que se ponga rojo vivo. Dejar
enfriar el asa contando hasta 20.
e) Tomar el frasco con la muestra de orina, abrir la tapa y flamear la boca del
frasco en el mechero Bunsen.
f) Tomar la muestra de orina con el asa de siembra estéril introduciéndola y
sacándola del frasco en forma vertical. Tapar el frasco con la muestra.
g) Inocular en el centro de la placa con AS a partir del cual se extiende la
muestra, hacia delante y hacia atrás.
h) Luego, sin quemar el asa, el inoculo se disemina uniformemente con trazos
perpendiculares a la siembra inicial en toda la placa.
i) Proceder de la misma forma para el agar Mc Conkey.
j) Esterilizar el asa de siembra en el mechero.
k) Concluida la siembra, cerrar la placa y colocarla con la parte que tiene el
medio de cultivo hacia arriba. Incubar la placa de AS y Mc Conkey a 35 - 37°
C en condiciones aeróbicas por 24 horas.

LECTURA

a) Realizar la evaluación a las 24 horas, si no hay crecimiento bacteriano dejar
incubar hasta las 48 horas.
b) La evaluación consiste en el recuento de colonias y se multiplica por el factor
de dilución para obtener las UFC por mL.

INTERPRETACIÓN

a) En pacientes sin sonda vesical, la cuenta significativa de bacterias en orina
5
es la presencia de mas de 10 UFC / mL de un solo germen.
3 4
b) Los recuentos intermedios (10 - 10 UFC / mL) indican infección si el
procedimiento de recolección de orina fue realizado correctamente.
c) Generalmente, el aislamiento de tres o más especies bacterianas indican
que la muestra se ha contaminado por recolección inadecuada o demora en
la siembra.



5
d) En pacientes con sonda vesical, cuentas bacterianas menores de 10 UFC /
mL pueden tener significado, así también se pueden encontrar bacteriurias
polimicrobianas hasta en casi 15% de enfermos.

e) En pacientes sin catéter se puede comprobar si el procedimiento de
obtención de muestra fue realizado correctamente observando la frecuencia
3 4
con la cual se informan recuentos de colonias intermedias entre 10 - 10
UFC / mL. En pacientes sin infecciones del tracto urinario, el recuento es
nulo o se reduce a pocas colonias.

f) En muestras obtenidas por punción suprapúbica, el desarrollo de una sola
colonia en el medio de cultivo indica infección del tracto urinario.

NOTA 1: Se usará asas de siembra 0.001 mL para todas las muestras de orina a
excepción de aquellas procedentes de aspirados suprapúbicos, de infantes, de
niños y de pacientes con tratamiento antimicrobiano, las cuales se inocularán con
asas de 0.01 mL debido a que en dichos pacientes pueden haber infecciones del
5
tracto urinario asociados a recuentos menores de 10 UFC/ mL.

NOTA 2: De no contar con asa calibrada, utilizar tips estériles y micropipeta de
1µL o 10µL.

Sedimento Urinario

Coloración
Gram

Agar
Manitol
Sal

TSA

Agar Mac Agar CLED Agar CLED
Conkey Lactosa (+) Lactosa (-)



Los parámetros utilizados para obtener el recuento de UFC después del período
fueron los siguientes:

Si existía crecimiento en todas las líneas de siembra, se consideraba un recuento
100,000 UFC/ml. Si crecía en la línea central y hasta la mitad de las líneas que
interceptan a ésta, el recuento era de 75,000 UFC/ml.

Si crecía sólo en la línea central era compatible con un recuento de 50,000 UFC/ml.
Cuando se obtenía crecimiento de sólo la mitad de la línea central de siembra, se
consideraba que correspondía a un recuento de 25,000 UFC/ml.



ANTIBIOGRAMA, MÉTODOS DE DILUCIÓN Y DE DIFUSIÓN

INTRODUCCIÓN

En la práctica médica los quimoterápicos y antibióticos se emplean para el
tratamiento de enfermedades infecciosas. Las bacterias se defienden desarrollando
varios mecanismos que los llevan a resistir a los antimicrobianos. En la mayoría de
los casos esta resistencia no es predecible. El laboratorio de microbiología ayuda al
clínico haciéndole reconocer la sensibilidad y resistencia de una determinada
bacteria por medio del Antibiograma.

El antibiograma puede realizarse por métodos de dilución o de disco – difusión.

MÉTODO DE DILUCIÓN

MATERIALES

- Solución de antibiótico que contenga 1000 unidades internacionales o
microgramos.
- Tubos de 13 X 100 estériles.
- Pipetas de 5 mL.
- Cepa bacteriana, que contenga aproximadamente 100, 000 a 1 000, 000
microorganismos por ML.
- Caldo de cultivo.

PROCEDIMIENTO

- Colocar 10 tubos de 13 X 100 estériles y tapados com algodón, enumerados
del 1 al 10.
- Descongelar el antibiótico que contenga mil unidades por mililitro y diluir en
proporción 1:5 en caldo estéril, obteniendo una concentración de 200 unidades
por mililitro.
- Por medio de una técnica aséptica, colocar con una pipeta de 5 mL, 0.5 mL de
caldo de cultivo estéril en los tubos marcados de 2 al 10.
- Agregar 0.5 mL del antibiótico con 200 unidades a los tubos 1 y 2. mezclar el
contenido del 2do tubo y trasvasar 0.5 mL al tubo 3, continuando hasta el 9.
retirar 0.5 mL del tubo 9; el 10 no recibe antibiótico y sirve como control.
- Agregar a todos los tubos 0.5 mL de la cepa bacteriana.
- Incubar a 37° el tiempo necesario para que el tub o control presente turbidez
C
por crecimiento bacteriano, por lo general 12 a 18 horas.

LECTURA E INTERPRETACIÓN

- La concentración de antibiótico va de 100 unidades a 0.3 unidades / mL en
orden decreciente a la mitad.

- El último tubo que no presente turbidez, es la mínima concentración inhibitoria
del antibiótico y se expresa en microgramos o unidades por mL (M.I.C.)



B DILUCIÓN DEL ANTIBIÓTICO
A 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
C
T
E
R 100 50 25 12.5 6.5 3.12 1.56 0.78 0.39 C
I
A

MÉTODO DE DIFUSIÓN

INTRODUCCIÓN

El método de disco difusión en agar es una manera práctica, fácil y rápida de realizar
el antibiograma. El recomendado, es el método de Kirby – Bauer, con el que se ha
logrado uniformizar criterios que toman en cuenta los conceptos de concentración
mínima inhibitoria (M.I.C.) y de la concentración promedio en sangre de las drogas
frecuentemente usadas.

MATERIALES

- Placas petri con agar Mueller – Hinton.
- Torundas estériles.
- Discos impregnados con diferentes antibióticos y quimioterápicos.
- Pinzas estériles.
- Tubos de prueba con 3 mL decaído tripticase soya sembrados con una cepa
bacteriana, con una turbidez (desarrollo comparable con el tubo N° de la
0.5
escala de Mac Farland (150 000, 000 gérmenes/mL)

PROCEDIMIENTO

- Sumergir la torunda en caldo tripticase soya con la cepa bacteriana, escurrir en
las paredes del tubo y extender uniformemente en la superficie de la placa de
agar Mueller – Hinton.
- Colocar con ayuda de pinzas los discos impregnados con diferentes antibióticos
y quimioterápicos sobre la superficie del agar.
- Los discos deben quedar a una distancia de 20 mm entre ellos.
- Incubar a 37C durante 24 horas.
°

LECTURA E INTERPRETACIÓN

- El diámetro de la zona de inhibición se mide con un vernier o una regla
milimetrada, colocada debajo de la placa petri.
- El límite del área de inhibición esta dada por la inhibición completa del
desarrollo tal como se puede apreciar a simple vista.
- Los milímetros de la lectura serán llevados a la tabla para traducir su
interpretación a los términos de susceptible, intermedio y resistente.



Antibióticos y Resultados
Quimioterápicos Susceptible Intermedio Resistente

EPSILON-TEST

Es una técnica que combina los métodos de difusión en agar y dilución para
determinar la CIM. La sistemática es similar al método de difusión en agar pero en
lugar de discos utiliza tiras de E-test. Estas tiras contienen un gradiente del
antimicrobiano en la superficie inferior que difunde en el agar estableciendo un
gradiente continuo del mismo a lo largo de la tira. Después de la incubación se forma
una zona elíptica de inhibición del crecimiento y la CMI corresponde con el punto
donde el área de inhibición del crecimiento intersecciona con la tira. CIM
(concentración inhibitoria mínima): menor concentración de antimicrobiano capaz
de inhibir el desarrollo de una cepa bacteriana dada. CBM (concentración
bactericida mínima): menor concentración de antimicrobiano capaz de destruir una
cepa bacteriana dada.

Método de Kirby – Bauer



UNIDAD II: MICROBIOLOGÍA APLICADA
2.2 MICROBIOLOGÍA ALIMENTARIA



PRACTICA N°
11
ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO DE PRODUCTOS LÁCTEOS

INTRODUCCIÓN

El número total de microorganismos presentes en la leche o sus derivados por
unidad de volumen o de peso es indicativo de las condiciones sanitarias de
producción y conservación, así como de la vida comercial del producto. Recuentos
bacterianos muy altos en leche cruda son indicativos de fuerte contaminación
durante las operaciones de ordeño, manipulación o almacenamiento, o bien de
conservación a temperatura de refrigeración insuficientes para retardar al
crecimiento microbiano. En productos lácteos pasteurizados, altas cuentas
bacterianas indican deficiente procesamientos y/o mala conservación.

Los valores obtenidos en los recuentos bacterianos de estos productos se toman
como base para su clasificación en diferentes grados de calidad. De allí la gran
importancia que esta determinación reviste, tanto desde el punto de vista del control
de calidad a nivel de las industrias del ramo, como del control sanitario de las
agencias gubernamentales.

Los métodos comúnmente utilizados para el recuento total de microorganismo en la
leche y sus productos son el macroscópico en placas de agar y el microscópico
directo. Ambos métodos al igual que otras técnicas microbiológicas aplicadas a
estos productos, generalmente se rigen por las normas establecidas por la
Asociación Americana de Salud Publica (“Standard Methods for the Examination of
Dairy Products”) que a su vez han sido recomendadas y traducidas por la
Organización Panamericana de la Salud (“Normas para el Examen de Productos
Lácteos”).

TOMA DE MUESTRA PARA EL ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO

Cuando las muestras de leche o derivados lácteos se destinan a análisis de tipo
microbiológicos, es necesario tomar una serie de precauciones que además de
garantizar la obtención de muestras verdaderamente representativas, eviten la
contaminación por fuentes externas y la proliferación de la carga bacteriana ya
presente en los productos. Entre esas precauciones destacan las siguientes:

a) Todos los equipos empleados en la toma de muestras deben encontrarse
estériles y desinfectados antes de cada recolección. Por ejemplo, para tomar
varias muestras de leche cruda puede emplearse un probador adecuado que se
va esterilizando en un baño de agua hirviente (1 minuto) o una solución que
contenga 250 a 500 ppm de cloro residual (“esterilización química”) cuyo
exceso se elimina por enjuague en agua estéril a fin de evitar que el
desinfectante contamine el producto, donde actuaría como inhibidor microbiano.

b) Tomar precauciones para evitar la contaminación externa, incluso de las manos
de la persona que hace la operación.



c) Recolectar porciones representativas (no menos de 150 g) directamente de
tanques, recipientes de transporte o pesada, pero no de envases al por menor,
los cuales deben tomarse completos en numero proporcional al lote.

- Cuando el producto se encuentra en lata de tamaño comercial, se deben
recolectar los envases completos cerrados. Una vez en el laboratorio, se eliminan
las etiquetas de papel, se lava el exterior de la lata con agua tibia y jabón o
detergente, y se desinfecta uno de sus extremos con solución de fenol al 5% o
por inmersión durante 2 minutos en una solución de cloro conteniendo 100-200
ppm. Seguidamente la lata se agita, seca y se abre con un punzón previamente
esterilizado en igual forma que la lata, dejando un orificio lo suficientemente
grande como para introducir una pipeta estéril, con la cual se extrae la cantidad
requerida para el análisis, o bien se transfiere el contenido a un frasco estéril.

En esta práctica se aprenderá a:

- Realizar la preparación y dilución de las muestras.
- Realizar el recuento de microorganismos de aeróbios mesófilos viables.
- Identificar patógenos.

MUESTRAS: Leche cruda y pasteurizada, queso de diferentes marcas

1. PREPARACIÓN Y DILUCIÓN DE LAS MUESTRAS DE ALIMENTOS: Método
recomendado por el Internacional Standard organizatión (ISO).

a) EQUIPOS Y MATERIALES

1. Licuadora que alcance velocidades entre 8,000 a 45, 000 rpm.
2. Vasos de licuadora con tapa, resistentes a T° de esterilización. Vaso
estéril por cada muestra de alimento a ser analizado.
3. Balanza de capacidad no inferior a 2,500 g. y una sensibilidad de 0.1 g.
4. Tenedores, cuchillos, pinzas, tijeras, cucharas, espátulas previamente
esterilizadas en autoclave o por aire caliente.
5. Pipetas bacteriológicas de 1 mL graduadas al 0.1
6. Matraces o frascos que contienen 90 mL de diluyente.
7. Tubos (150 X 15 mm) que contienen 9 mL de diluyente.

b) PROCEDIMIENTO

1. Tarar el vaso vacío y pesar en el 10 +/- 0.1 g. representativos de la
muestra del alimento.
2. Añadir un volumen diligente igual a 9 veces la muestra (90 mL). Así se
obtiene la dilución 10-1 (el diluyente puede ser agua tamponada con
fosfato).
3. Hacer funcionar la licuadora un tiempo suficiente según su velocidad
para conseguir 15, 000 – 20, 000 revoluciones, teniendo cuidado que la
duración de la operación no exceda de 2.5 minutos aún a bajas
velocidades.



4. Agitar el homogenizado (dilución 10-1) y pipetear una porción de 1 mL en
un tubo con 9 mL de diluyente, obteniéndose la dilución 10-2
5. Mezclar el líquido cuidadosamente, aspirando 10 veces con pipeta
estéril.
6. Transferir con la misma pipeta 1mL a otro tubo conteniendo 9 mL de
diluyente y mezclar con nueva pipeta estéril y se obtendrá la dilución 10-3
7. Repetir los pasos anteriores hasta conseguir el N°de diluciones
deseadas.

REPRESENTACIÓN ESQUEMÁTICA DE LA TÉCNICA

Muestra 90 mL Diluyente
B = Contiene 9 mL del
Diluyente

1 mL 1 mL 1 mL 1 mL

10 g.

Dilución 10-1
-2 -3 -4 -5
10 10 10 10

Agregar 1mL de cada
dilución a una placa estéril

Agregar 18 mL de Agar TSA
licuado a cada placa

Llevar cada placa a la
incubadora a 37° por 24-48
C
Hrs.



2. NUMERACIÓN DE MICROORGANISMOS AEROBIOS MESOFILOS VIABLES:
MÉTODO: recuento estándar en placa o Pour Plate o recuento en placa por
siembra en profundidad.

- Este método se recomienda para productos lácteos (Standard Methods for
the Examination of Dairy Products 1972) y para alimentos congelados,
enfriados, precocidos o preparados (ADAC, 1975) excepto que el úitimo
especifica la temperatura de incubación de 35°
C.

a) EQUIPOS Y MATERIALES

- Requisitos necesarios para la preparación y dilución de las muestras de
alimentos.
- Placas petri (100 X 15 mm)
- Pipetas bacteriológicas de 1.5 y 10 mL.
- Baño maría regulada a 44 – 46C para mantener el agar licuado.
°
- Incubadora regulada a 29 – 31°C.
- Contador de colonias.
- Agar plate count.

b) PROCEDIMIENTO

1) Preparar y diluir la muestra de alimento por la técnica adecuada.
2) Pipetear por duplicado a las placas petri estériles alícuota de 1 mL a partir
de la dilución 10 -1 10 -2 10 -3 10 -4 10 -5 y una alícuota de 0.1 mL de la
dilución 10 -5 para obtener de 10 -1 a 10 -6 g. o mL. De muestra por placa
petri. Se sugiere esta serie de diluciones sino se conoce el rango
aproximado de N° bacterias.
de
3) Agregar rápidamente a las placas petri 15 mL de agar licuado y
temperado. Entre la preparación y la adición del agar no debe transcurrir
más de 10 minutos.
4) Mezclar inmediatamente las alícuotas con el agar mediante movimientos
de vaivén y rotación de las placas petri, se pueden seguir los siguientes
pasos:
• mover la placa de arriba abajo 5 veces en una dirección.
• Rotar 5 veces la placa en el sentido de las agujas del
reloj.

5) Como control de esterilidad, adicionar a placas petri, agar sin inocular y
agar inoculado con el diluyente.

6) Una vez solidificado el agar, invertir las placas e incubarlas a 29°– 31°
c C
durante 48 +/- 3 horas.
7) Cómputo del recuento Estándar, en placa:

- Seleccionar 2 placas correspondientes a una dilución que contenga
entre 30 y 300 colonias utilizando un contador de colonias.



- Tomar la media aritmética de los recuentos y multiplicar por el factor de
dilución (reciproco de la dilución utilizada). Reportar el resultado como
N° microorganismos aeróbios mesófilos por gramo o mililitro según
de
sea el caso

- Sí las placas de 2 diluciones consecutivas están dentro del rango de 30
– 300, computar el recuento para cada una de las diluciones y
establecer la relación de los 2 recuentos. Si el cociente es menor que
2, reportar el promedio de los 2 valores. Si el recuento mayor contiene
2 veces o más al menor, en este caso se reportará el recuento menor.

8) Computo del estimado del Recuento Standard en placa.

- Si las placas de todas las diluciones muestran más de 300 colonias,
dividir cada duplicado de placas de la dilución, más alta en secciones
radiales convenientes (2, 4, 8) y contar las colonias en una o más
secciones. Multiplicar el total en cada caso por el factor apropiado para
obtener el N° colonias por toda la placa. Promed iar los estimados
de
de las 2 placas duplicadas y multiplicar por la dilución correspondiente.
Reportar el resultado como un estimado del número.

- Si hubiese mas de 200 colonias por 1/8 de sección de la placa,
multiplicar 1,600 (200 X 8) por la dilución y expresar el estimado como
mayor que (>) el N°resultante. Ejem. 1600 X 10 -3 = 1600, 000/g ó mL

- Si no hubiese colonias en placas de la mayor concentración, reportar el
estimado como menor que (<) una vez la dilución. Ejemplo: 10-1 = 0
colonias. Se reporta como < 10/g ó mL. Si se hubiese sembrado 0.1
mL, en este mismo caso se reporta < 100/g ó mL.

9) Expresión de resultados

- Se deberá reportar únicamente 2 dígitos significativos, ellos son el
primero y el segundo (comenzando por la izquierda) del promedio de
los recuentos. Los demás dígitos se reemplazarán por ceros. Ejemplo:
523, 000 se reportará como 520, 000 = 52 X 104 g ó mL de alimento
según sea el caso.

- Si el tercer dígito de la izquierda es 5 ó mayor que 5, adicionar una
unidad al segundo dígito (redondear). Ejemplo: 83, 600 se reportará
como 84, 000 = 84 X 103/ g ó mL de alimento.

- Si el recuento en placa se utiliza para determinar la aceptación o
rechazo de un lote de alimento, únicamente se considerará el recuento
estándar en placa, nunca el estimado del recuento, éste es útil
solamente como una aproximación primaria en la determinación de la
calidad microbiológica.


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