Memoir_Deoudoum Destin_final

ÉTUDE DE LA DYNAMIQUE DU CYANURE DANS L’ENVIRONNEMENT
ET BIOREMÉDIATION: CAS DU SITE D’ORPAILLAGE DE GALGOULI
AU BURKINA FASO.
MEMOIRE POUR L’OBTENTION DU
MASTER EN INGENIERIE DE L'EAU ET DE L'ENVIRONNEMENT
OPTION : EAU ET ASSAINISSEMENT
Présenté et soutenu publiquement le [Date] par:
DEOUDOM Destin
Travaux dirigés par :
Dr Harinaivo A. ANDRIANISA, Enseignant Chercheur à 2iE
Dr Hela KAROUI, Enseignante Chercheure à 2iE
Mme Christine Lovasoa RAZANAMAHANDRY, Doctorante à 2iE
Jury d’évaluation du stage :
Président : Prénom NOM
Membres et correcteurs : Prénom NOM
Prénom NOM
Prénom NOM
Promotion [2014/2015]
Institut International d’Ingénierie de l’Eau et de l’Environnement
Fondation 2iE Rue de la Science - 01 BP 594 - Ouagadougou 01 - BURKINA FASO
Tél. : (+226) 25. 49. 28. 00 - Fax : (+226) 25. 49. 28. 01 - Mail : 2ie@2ie-edu.org - www.2ie-edu.org

« Étude de la dynamique du cyanure dans l’environnement et bioremédiation: cas du site
d’orpaillage de Galgouli au Burkina Faso. »
DEOUDOM DestinM2B Eau et Assainissement/2014-2015 i
CITATION
“Far and away the best prize that life has to
offer is the chance to work hard
at work worth doing.”
Theodore Roosevelt

DEOUDOM DestinM2B Eau et Assainissement/2014-2015 ii
DÉDICACES
À la mémoire de mon père
À ma tendre mère
À ma famille

DEOUDOM DestinM2B Eau et Assainissement/2014-2015 iii
REMERCIEMENTS
Ce mémoire est le résultat d’un travail d’implication directe ou indirecte de plusieurs
personnes. À toutes ces personnes, je témoigne gratitude et reconnaissance.
Je suis reconnaissant au Pr Hamma YACOUBA, directeur de recherche à 2iE et au Dr
Yacouba KONATÉ, responsable du Laboratoire Eau, Dépollution, Écosystème et Santé
(LEDES) de 2iE pour m’avoir offert cette opportunité de stage.
Je suis particulièrement reconnaissant à mes encadreurs: Dr Harinaivo A. ANDRIANISA, Dr
Hela KAROUI, Ing. Marcelin KOUAKOU et Ing. Christine L. RAZANAMAHANDRY pour
la formation, les divers conseils scientifiques et la rigueur dont ils m’ont fait part.
Je remercie Mr Boukary SAWADOGO, Ingénieur de recherche à 2iE pour ses conseils et
orientations. Je remercie vivement Messieurs Noel TINDOURÉ et Souhamai HÉMA pour
leur disponibilité, leur dévouement et leur implication dans les aspects techniques et
analytiques de cette recherche.
Au corps enseignant de 2iE et à toute la promotion M2B/Eau et Assainissement/2014-2015.
Que SAWADOGO Adama et Soumaïla TRAORÉ trouvent ici ma profonde gratitude.
À mes amis, à ma fratrie et plus particulièrement à NGARTOGBÉ D. Maurice,
DJIMRABEYE Doumadingar, ALLARAM Judicaël, NÉMADJILEM Félicité, DJIM-
AMNODJI M. Paulin et MORÉMEM Isabelle pour leur soutien et encouragement pendant
ces moments difficiles.
À toutes les personnes qui ne sont pas nommément citées ici mais qui ont contribué d’une
manière ou d’une autre à la réussite de ce projet.

DEOUDOM DestinM2B Eau et Assainissement/2014-2015 iv
RÉSUMÉ
Au Burkina Faso, l’exploitation minière artisanale est devenue une composante essentielle
dans le développement économique et social du pays. Cependant, le caractère rudimentaire
des activités de l’orpaillage génère une dégradation considérable de l’environnement à travers
l’utilisation inappropriée de divers produits chimiques parmi lesquels le cyanure. Pour aider à
une prise de décision en faveur de l’atténuation de l’impact du cyanure sur l’environnement,
une étude sur sa dynamique dans les eaux et dans le sol ainsi que celle de sa bioremédiation
ont été réalisées. Elles ont pour objectif de quantifier le cyanure des eaux et du sol pour en
évaluer la pollution et d’étudier son comportement dans la nature et rechercher des micro-
organismes capables de le dégrader. Après échantillonnage d’eau et de sol, le cyanure a été
quantifié puis sa dynamique a été étudiée. Des ensemencements dans des milieux sélectifs
ainsi que des tests de biodégradation dans des milieux cyanurés avec et sans nutriments pour
40, 60 et 80 mg/L de KCN et 40 mg/L de K3Fe(CN)6 ont été réalisés. Il en ressort des teneurs
en cyanure libre allant de 0,002 à 0,046 mg/L dans les eaux. Dans le sol où le cyanure a été
quantifié sur une profondeur de 1 m, sa teneur a varié de 0,033 à 1,665 mg/Kg. Son évolution
verticale peut aller au-delà de 1 m et horizontalement, le cyanure peut se répandre très loin de
sa source de pollution. En outre, la présence des micro-organismes dégradeurs de cyanure
avec des colonies variant de 4,45.105
à 1,65.109
UFC/mL dans les eaux et de 1,65.106
à
6,67.106
UFC/Kg dans les sols a été prouvée. En 32 heures, les rendements de dégradation du
cyanure libre dans le milieu avec nutriments étaient respectivement de 96, 55 et 29 % pour
40, 60 et 80 mg/L de KCN et de 60, 43 et 30 % pour les mêmes concentrations dans le milieu
sans nutriments. Environ 1,7% et 2,5% de cyanure libre produit après dégradation de 40 mg/L
de K3Fe(CN)6 ont été respectivement éliminés des milieux avec et sans nutriments. La
dégradation de K3Fe(CN)6 et de KCN a été accompagnée d’une production d’ammonium et
de croissance bactérienne.
Mots Clés:
1. Bioremédiation
2. Cyanure
3. Dynamique
4. Environnement
5. Galgouli

DEOUDOM DestinM2B Eau et Assainissement/2014-2015 v
ABSTRACT
In Burkina Faso, gold washing operation has become a fundamental component in economic
and social development of the country. However, gold washing activities rudimentary nature
produces considerable damage to the environment through inadequate use of various
chemicals among which cyanide. In order for decisions to be made in favor of cyanide impact
attenuation, researches on cyanide dynamic in waters and soil and its bioremediation were
conducted. They aim at quantifying cyanide in waters and soil in order to assess pollution
level, studying its behavior in the environment and searching for micro-organisms capable of
degrading it. Free cyanide dynamics and its levels were analyzed once waters and soil were
sampled. In addition, a number of seedings were made in selective media with 40, 60 and 80
mg/L of KCN and 40 mg/L of K3Fe(CN)6. Biodegradation experiments were realized in
cyanide media with and without broths. Results showed that cyanide contents ranged from
0,002 to 0,046 mg/L in waters while in soil samples taken from a depth of 1 m, they varied
from 0,033 to 1,665 mg/Kg. Its vertical mobility could exceed 1 m whereas horizontally, it
may spread from where it originates. Furthermore, cyanide degrading micro-organisms
presence with 4.45.105
to 6.65.109
CFU/mL in waters and 1.65.106
to 6.67.109
CFU/Kg was
revealed. In 32 hours, cyanide degradation rates in medium with broth were respectively 96,
55 and 29 % for 40, 60 and 80 mg/L of KCN whereas they were 60, 43 and 30 % for the same
concentrations in medium without broth. 98,31 and 97,52% of free cyanide proceeded from
40 mg/L of K3Fe(CN)6 degradation were respectively removed from media with and without
broths. Bacterial growth and ammonium production were concomitant to K3Fe(CN)6 and
KCN degradation
Keywords:
1. Bioremediation
2. Cyanide
3. Dynamics
4. Environment
5. Galgouli

DEOUDOM DestinM2B Eau et Assainissement/2014-2015 vi
LISTE DES ABRÉVIATIONS
2iE : Institut International d’Ingénierie de l’Eau et de l’Environnement
AgCN : Cyanure d’argent
Al(SO4)2.12H2O : Aluminium Sulfate Dodécahydrate
As : Arsenic
ASTM : American Society for Testing and Materials
ATSDR : Agency for Toxic Substances and Disease Registry
BASOL : Base de données des sites faisant l’objet d’une action de la part des
pouvoirs publics à titre préventif ou curatif
BF : Burkina Faso
Ca(CN)2 : Cyanure de Calcium
CaO : Oxyde de Calcium
CE : Commission Européenne
CIRIDD : Centre International de Ressources et d’Innovation pour le
Développement Durable
CN- : Ion cyanure
CNL : Cyanure Libre
CNO : Cyanate
CNT : Cyanure Total
CO : Monoxyde de Carbone
Co(NO3)2.6H2O : Cobalt (II) Nitrate Hexahydrate
CuCN : Cyanure de Cuivre
CuSO4 : Copper Sulfate
FCFA : Franc des Colonies Françaises d’Afrique
FeSO4.7H2O : Iron (II) Sulfate Heptahydrate
HCN : Cyanure d’Hydrogène (Acide cyanhydrique)
Hg : Mercure
Hg(CN)2 : Cyanure de Mercure
INERIS : Institut National de l’Environnement Industriel et des Risques
K2HPO4 : Di-potassium Hydrogen Phosphate
K3Fe(CN)6 : Hexacyanoferrate III
KCN : Cyanure de Potassium

DEOUDOM DestinM2B Eau et Assainissement/2014-2015 vii
Ks : Constante de stabilité
LEDES : Laboratoire Eau, Dépollution, Écosystème et Santé
MECV : Ministère de l’Environnement et du Cadre de Vie
MEDD : Ministère de l’Environnement et du Développement Durable
MgSO4.7H2O : Magnesium Sulfate heptahydrate
Mn : Manganèse
MnSO4.H2O : Manganèse (II) Sulfate Monohydrate
MSM : Solution Minérale Minimale
Na2MoO4
2-.2H2O : Sodium Molybdate Dihydrate
NaCN : Cyanure de Sodium
NaH2PO4.H2O : Sodium Dihydrogen Orthophosphate Monohydrate
NaNO3 : Sodium Nitrate
NaOH : Hydroxyde de Sodium (Soude)
NH4
+ : Ion ammonium
(NH4)2SO4 : Ammonium Sulfate
Ni(CN)2 : Cyanure de Nickel
NQEp : Normes de Qualité Environnementale Provisoires
OMS : Organisation Mondiale de la Santé
p.c. : Poids Corporel
Pb : Plomb
pH : Potentiel Hydrogène
ppm : Partie Par Million
SAM : Spectrophotomètre d’Absorption Moléculaire
SCN : Thiocyanate
UFC/mL : Unités Formant Colonies par millilitre
US : United States
USEPA : United States Environment Protection Agency
UTM : Unite Transverse Mercator
UV : Ultra-Violet
WAD : Weak Acid Dissociable Cyanide
ZnSO4.7H2O : Zinc Sulfate Heptahydrate

DEOUDOM DestinM2B Eau et Assainissement/2014-2015
vii
i
TABLE DES MATIÈRES
CITATION............................................................................................................................................... i
DÉDICACES............................................................................................................................................ii
REMERCIEMENTS ...............................................................................................................................iii
RÉSUMÉ.................................................................................................................................................iv
ABSTRACT.............................................................................................................................................v
LISTE DES ABRÉVIATIONS...............................................................................................................vi
TABLE DES MATIÈRES.....................................................................................................................viii
LISTE DES FIGURES.............................................................................................................................x
INTRODUCTION:.................................................................................................................................. 1
CHAPITRE 1 : REVUE DE LA LITTÉRATURE ................................................................................. 3
1. Généralités....................................................................................................................................... 3
1.1. Sources du cyanure.................................................................................................................. 3
1.2. Chimie du cyanure et sa toxicité ............................................................................................. 3
2. Pollution au cyanure........................................................................................................................ 7
2.1. Pollution au cyanure aux États-Unis ....................................................................................... 7
2.2. Pollution au cyanure en Europe............................................................................................... 7
2.3. Pollution au cyanure au Burkina Faso..................................................................................... 8
2.3.1. Pollution des eaux............................................................................................................ 8
2.3.2. Pollution des sols............................................................................................................. 9
3. Dynamique ...................................................................................................................................... 9
3.1. Définition de la dynamique ..................................................................................................... 9
3.2. Dynamique du cyanure............................................................................................................ 9
3.3. Dynamique du cyanure sur le site de Zougnazagmligne....................................................... 14
4. Bioremediation.............................................................................................................................. 15
4.1. Bioremédiation du cyanure.................................................................................................... 15
4.2. Bioremédiation du site de Zougnazagmligne ........................................................................ 17
4.3. Biodégradation du cyanure total............................................................................................ 18
4.4. Biodégradation des cyanures complexés............................................................................... 18
CHAPITRE 2 : MATÉRIELS ET MÉTHODE..................................................................................... 20
1. Présentation de la zone d’étude..................................................................................................... 20
1.1. Choix du site.......................................................................................................................... 20
1.2. Présentation de la zone d’étude............................................................................................. 20

DEOUDOM DestinM2B Eau et Assainissement/2014-2015 ix
1.2.1. Localisation ................................................................................................................... 20
1.2.2. Caractéristiques de la zone d’étude ............................................................................... 21
2. Points de prélèvement et échantillonnage ..................................................................................... 23
2.1. Prélèvement des échantillons d’eau....................................................................................... 24
2.2. Prélèvement des échantillons de sol...................................................................................... 25
3. Dynamique du cyanure.................................................................................................................. 26
3.1. Mesure des paramètres physico-chimiques de sol................................................................. 26
3.2. Dosage du cyanure libre........................................................................................................ 27
4. Bioremédiation.............................................................................................................................. 27
4.1. Analyse microbiologique....................................................................................................... 27
4.2. Test de biodégradation .......................................................................................................... 30
CHAPITRE 3: RÉSULTATS ET DISCUSSION ................................................................................. 31
1. Analyse des échantillons ............................................................................................................... 31
1.1. Concentration en cyanure dans les eaux................................................................................ 31
1.2. Concentration en cyanure dans le sol .................................................................................... 33
2. Dynamique du cyanure.................................................................................................................. 36
2.1. Distribution verticale............................................................................................................. 36
2.2. Distribution horizontale......................................................................................................... 37
3. Bioremédiation du cyanure............................................................................................................ 39
3.1. Isolation des bactéries dégradeurs de cyanure....................................................................... 39
3.2. Tests de biodégradation du cyanure ...................................................................................... 40
3.2.1. Dégradation de KCN et croissance bactérienne ............................................................ 40
3.2.2. Dégradation de KCN et concentration en ammonium................................................... 42
3.2.3. Dégradation de K3Fe(CN)6 et croissance bactérienne................................................... 44
3.2.4. Dégradation du K3Fe(CN)6 et concentration en ammonium. ........................................ 46
CONCLUSION ..................................................................................................................................... 48
RECOMMANDATIONS:..................................................................................................................... 49
RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES: ............................................................................................. 50
ANNEXES ............................................................................................................................................ 54

DEOUDOM DestinM2B Eau et Assainissement/2014-2015 x
LISTE DES FIGURES
Figure 1: (a) bioremédiation naturelle et (b) bioremédiation assistée par l'homme (A. Malik
2006)...................................................................................................................................................... 15
Figure 2: carte de localisation de Galgouli........................................................................................ 21
Figure 3:carte de prélèvement des points d'eau et de sol................................................................. 24
Figure 4: carottage des échantillons de sol........................................................................................ 25
Figure 5: courbe d'étalonnage représentant l'absorbance en fonction de la concentration (ASTM
688)........................................................................................................................................................ 26
Figure 6: Ensemencement des bactéries dégradeurs de cyanure dans les eaux et dans le sol...... 29
Figure 7: concentration en cyanure dans les échantillons d’eaux................................................... 31
Figure 8: carte des points à teneurs en cyanure au-dessus des normes BF (0,5 mg/Kg de sol)... 33
Figure 9:teneurs en cyanure du sol à différents horizons: A: 0-20 cm, B: 20-40 cm, C: 40-60 cm,
D:60-80 cm et E: 80-100 cm................................................................................................................ 34
Figure 10: distribution horizontale par horizon (cm) du cyanure dans le bassin versant: A: 0-20,
B: 20-40, C: 40-60, D: 80-100.............................................................................................................. 38
Figure 11: vue au microscope des bactéries de cyanure (a) . Dans le sol et (b) Dans les eaux...... 40
Figure 12: Dégradation de KCN et croissance bactérienne (a) Milieu avec nutriments et (b)
sans nutriments.................................................................................................................................... 41
Figure 13 : Dégradation de KCN et concentration en ammonium (a) Milieu avec nutriments et
(b) Milieu sans nutriments.................................................................................................................. 43
Figure 14 : Production de CN- et croissance bactérienne pour 40 mg/L de K3Fe(CN)6 (a) Milieu
avec nutriments et (b) Milieu sans nutriments ................................................................................. 45
Figure 15 : Productions de CN- et de NH4+ pour 40 mg/L de de K3Fe(CN)6 (a) Milieu avec
nutriments et (b) Milieu sans nutriments.......................................................................................... 46

« Étude de la dynamique du cyanure dans l’environnement et bioremédiation: cas du site d’orpaillage
de Galgouli au Burkina Faso. »
DEOUDOM DestinM2B Eau et Assainissement/2014-2015 1
INTRODUCTION:
En Afrique de l’ouest, l’orpaillage est une activité pratiquée depuis des siècles. Source
principale de revenu ou source complémentaire permettant la création d’emplois, l’or a
toujours eu sa place dans le quotidien des populations. Aujourd’hui, cela reste une activité
d’importance majeure générant un apport économique annuel aux personnes pratiquant
l’orpaillage et aux riverains (Gilles, 2012).
Au Burkina Faso, le secteur minier connait un essor durant ces dernières années (Keita, 2002)
et occupe une place capitale dans l’économie du pays. Les recettes générées par le secteur
minier sont passées de 9 milliards de FCFA en 2008 à plus de 189 milliards de FCFA en 2011
(MECV, 2011). S’ajoutant au secteur industriel, l’exploitation artisanale informelle dite
orpaillage s’est largement développée. C’est une activité non planifiée avec des exploitants
artisanaux qui, utilisant des techniques rudimentaires, passent d’un site à un autre. Il est
pratiqué sur presque toute l’étendue du territoire national et on estime que plus de 1 000 000
de personnes y sont directement impliquées (CIRIDD, 2014). Cependant, dans leur chaine
d’activité, les orpailleurs utilisent des produits chimiques comme le mercure, le cyanure et les
acides qui sont très dangereux pour l’environnement (Kumar, Bhalla, & Virender, 2015),
(Kouadio, 2014) et (Roamba, 2014).
Les études préliminaires sur les risques environnementaux et sanitaires sur les sites
d’orpaillage de Zougnazagmligne dans le Centre-Nord et de Galgouli dans la région du Sud-
Ouest du Burkina Faso en 2014 ont révélé que les orpailleurs sont exposés aux maladies de
toutes sortes par manque d’hygiène et exposition aux poussières et à l’humidité dans les trous.
Ces maladies sont des affections pulmonaires à long terme, des affections oculaires et
dermatologiques diverses, les fatigues, les blessures et les tremblements involontaires de
mains (MEDD, 2011). À cela, s’ajoutent les risques liés à l’utilisation du mercure et du
cyanure. Ces deux produits favorisent la mobilisation et la dispersion des métaux dans les
eaux de surface par ruissellement et dans les eaux souterraines par infiltration et selon Tomic
et al. (2011) rapportés par Lankouandé et Maradan, (2013), 2/3 des orpailleurs présenteraient
des symptômes d’exposition chronique au mercure. En outre, les études conduites par
(Lankouandé & Maradan, 2013) ont montré qu’environ 357 000 m3
d’eau sont polluées par an
et que la zone dégradée a été estimée à 100 000 ha en 2011 au Burkina Faso.
L’inadaptation du système de gestion de produits chimiques et le fait que la loi encadrant
l’exploitation minière artisanale ne connait pas une application effective font de l’orpaillage

une activité présentant des risques élevés de contamination de l’environnement et de la
dégradation de la santé humaine (Ousmane et al., 2013).
Au Burkina Faso, les problèmes environnementaux engendrés par la mine artisanale sont
souvent évoqués mais les études concernant leur quantification sont rares et restent
descriptives et qualitatives (Ousmane et al., 2013). Pourtant, le cyanure peut être quantifié au
même titre qu’il peut être remédié à travers différentes méthodes. La voie naturelle la plus
sollicitée pour les pays en développement comme le Burkina Faso est la bioremédiation qui
est une alternative de dépollution faisant appel soit aux microorganismes (Baxter &
Cummings, 2006) soit aux plantes (Yu, Zhou, & Yunda, 2005). À la différence des procédés
conventionnels, la bioremédiation est un procédé naturel économiquement rentable (Nallapan
et al., 2014) qui permet une destruction complète des polluants sans l’intervention des
produits chimiques et nécessitant moins d’effort, peu de temps et plus économique.
Deux études préliminaires portant sur la dynamique du cyanure dans l’environnement et sa
bioremédiation sur les sites d’orpaillage de Zougnazagmligne et de Galgouli ont été menées à
l’échelle du laboratoire en mars 2015. Cette recherche s’inscrit dans le même cadre que celles
déjà réalisées en mars 2015 sur le site d’orpaillage de Zougnazagmligne au Centre-Nord mais
concerne les échantillons de sol et d’eau prélevés en octobre 2015 sur le site d’orpaillage de
Galgouli au Sud-Ouest du Burkina Faso. Elle a pour objectif global d’étudier la dynamique et
la remédiation du cyanure dans l’environnement du site d’orpaillage de Galgouli. De façon
spécifique, l’étude vise d’abord à quantifier le cyanure dans les eaux et dans le sol pour en
évaluer la pollution, ensuite étudier sa dynamique dans le but de déterminer son
comportement dans la nature et enfin rechercher des microorganismes capables de le
dégrader.
Le présent document est divisé en trois (03) chapitres:
 La revue bibliographique
 Les matériels et méthodes
 Les résultats et discussions

CHAPITRE 1 : REVUE DE LA LITTÉRATURE
1. Généralités
1.1. Sources du cyanure
Il existe deux sources de cyanure: le cyanure d’origine anthropique et celui produit
naturellement. Les origines anthropiques du cyanure remontent au XIVème
siècle où
l’extraction de l’or se faisait par le mercure à travers un procédé appelé « amalgamation »
mais cette utilisation a diminué avec le développement du procédé de concentration de l’or
utilisant le cyanure de sodium (NaCN) introduit en Ecosse en 1887 (Ware et al., 2004). Cette
technique hydrométallurgique, efficace et économiquement rentable (Lottermoser, 2010) a
presque immédiatement été utilisée en Afrique du Sud pour extraire de l’or et d’autres
minerais. Il sera proposé aux États-Unis par le Bureau Américain des Mines (US Bureau of
Mines) en 1979 pour l’extraction de l’or et des métaux à cause de sa forte affinité avec ceux-
ci.
En plus de la production anthropique des cyanures, certains organismes vivants ont la capacité
de produire de l’acide cyanhydrique (HCN). Les cyanures sont largement répandus chez les
plantes (Aslani, Mohri, & Chekani, 2006). Ils sont normalement liés à des molécules de sucre
sous la forme de glycosides cyanogènes et servent aux plantes comme source de défense
contre les herbivores. Les racines du manioc ou les graines du lin contiennent des glycosides
cyanogènes (Abraham, Buhrke, & Lampen, 2015) et souvent, il faut les traiter par ébullition
prolongée avant la consommation. Les noyaux des fruits comme les cerises et les abricots
contiennent des cyanures ou des glycosides cyanogènes. Les pépins de pomme en contiennent
également. Outre leur production par les plantes, les cyanures sont également produits par les
bactéries, les moisissures et les algues. Les lépidoptères de la famille des Zygaenidaes
émettent un liquide cyanuré lorsqu’ils sont attaqués. Selon Environnement Canada, (1997),
les émissions des plantes et autres organismes vivants produisent des quantités infimes de
cyanure.
1.2. Chimie du cyanure et sa toxicité
Le terme cyanure désigne le radical anionique −C≡ 𝑁 formé par le carbone et l’azote, radical
avec lequel d’autres produits chimiques peuvent former des composés cyanurés (Lottermoser,
2010). Les composés capables de libérer du cyanure peuvent être de nature organique ou
inorganique (Baxter et Cummings, 2006).

Il existe plusieurs dérivés du cyanure notamment le cyanogène, le chlorure de cyanogène, le
cyanure d’hydrogène, le cyanure de calcium, le cyanure de potassium, le cyanure de sodium
et le cyanure d’ammonium.
Les cyanures rassemblent une famille de composés dont les plus réactifs et les plus toxiques
sont les cyanures libres représentés par l’acide cyanhydrique HCN et l’ion cyanure CN-
.
L’acide cyanhydrique ou acide prussique a été retiré du bleu de Prusse pour la première fois
par le chimiste suédois Scheele en 1786. En 1815, Gay-Lussac a établi sa composition en
préparant du HCN semi-pur qu’il a nommé acide cyanhydrique et a proposé le nom de
cyanogène pour le radical CN. L’acide cyanhydrique et l’ion cyanure forment un couple/acide
(pKa = 9,2 à 25°C) selon la réaction suivante:
HCN ↔ CN−
+ H+
(1)
Le cyanure existe sous 3 formes selon (Scharf et Bremser, 2015): le cyanure libre, les
cyanures simples et les cyanures de complexes métalliques.
 Le cyanure libre (CN-
):
Cette dénomination comprend à la fois le cyanure libre CN-
et le cyanure d’hydrogène HCN. Il
s’agit de la forme la plus toxique des cyanures. Les cyanures peuvent se trouver en phase gazeuse ou
en phase liquide sous forme CN-
ou HCN très volatil. Le cyanure libre donne le cyanure d’hydrogène
par combinaison avec l’hydrogène selon la réaction suivante :
CN−
+ H2O ↔ HCN + OH−
pKa = 9,31 à 20°C (2)
La dissociation du cyanure moléculaire étant fonction du pH, la réaction suivante montre la
perte du cyanure d’hydrogène de la phase aqueuse vers la phase vapeur à travers le processus
de volatilisation lorsque le pH est trop bas.
HCNaq ↔ HCNgaz (3)
Comme cette réaction est à l’équilibre à pH = 9,3, le cyanure sous forme ionique va
prédominer au-dessus de ce pH alors que le cyanure d’hydrogène le sera en dessous. En
conséquence, le cyanure restera en solution approximativement à des pH au-dessus de 11 et à
l’inverse il sera volatilisé en dessous d’un pH de 8 et plus le pH sera bas, plus le taux de
volatilisation sera grand (Moisan et Blanchard, 2012).
Les cyanures simples:
Ce sont des composés ioniques sous forme de sels plus ou moins solubles qui se dissocient en
milieu aqueux en libérant un cation (alcalin, alcalino-terreux ou métallique) et un anion qui

contient l’ion cyanure appelé weak acid disponible (WAD) en anglais qu’on retrouve souvent
dans les eaux naturelles (Infante et al, 2008).
On distingue: les cyanures simples solubles: NaCN, KCN, Ca(CN)2 et Hg(CN)2 et Les
cyanures simples peu solubles: Zn(CN)2, CuCN, Ni(CN)2 et AgCN.
 Les cyanures de complexes métalliques
Les cyanures libres CN-
et HCN réagissent avec les métaux pour former des cyanures
complexes de type AaM(CN)b où A est un cation alcalin et alcalino-terreux de type Na+
, K+
,
Ca++
, etc et M un cation métallique.
AaM(CN)b ↔ aAx−
+ M(CN)b
y−
(4)
La formation des complexes métalliques dans une solution de cyanure est un processus
séquentiel où le métal forme un composé initial de faible solubilité qui à son tour réagit avec
l’ion cyanure excédentaire pour former un complexe soluble plus stable. Les liaisons
covalentes établies avec le métal confèrent à ces composés une certaine stabilité. Le degré de
dissociation d’un complexe à l’équilibre est alors inverse de sa stabilité caractérisée par la
constante de stabilité ou de dissociation Ks. Ces cyanures complexes sont donc classés suivant
leur constante de stabilité Ks et se répartissent en 3 classes:
 Les complexes faiblement liés ou complexes faibles comme par exemple:
Zn(CN)4
2-
, Cd(CN)3-
, Cd(CN)4
2-
où Ks = 1016
,
 Les complexes modérément liés ou complexes moyennement stables:
Cu(CN)2-
, Cu(CN)3
2-
, Ni(CN)4
2-
, Ag(CN)2-
,
 Les complexes fortement liés ou complexes stables:
Fe(CN)6
4-
, Fe(CN)6
3-
, Co(CN)6
4-
, Au(CN)2-
où Ks = 1037
Outre ces 3 grandes familles, il existe:
Les cyanates (CNO-
): de nombreux composés tels que le chlore, l’hypochlorite, l’ozone,
l’oxygène et le peroxyde d’hydrogène convertissent les cyanures en cyanates, produits 1000
fois moins dangereux que les cyanures (Khodadad et al., 2008). Ces réactions constituent la
base des traitements chimiques conventionnels de dépollution des cyanures. Les cyanates ne
sont pas stables. Sous l’action d’oxydants résiduels ou en milieu acide, ils se transforment en
dioxyde de carbone et en ammoniac. Outre ces réactions, ils correspondent également à des
réactions d’oxydation des cyanures libres ou des cyanures simples selon la réaction suivante:
CN−
+ O2−
+ 2H2O ↔ CNO−
+ H2O + 2e−
(5)

Les thiocyanates (SCN-): ils sont produits par réaction entre le cyanure libre, l’oxygène et
des composés renfermant l’ion soufre.
2CN−
+ 2S2−
+ O2 + 2H2O ↔ 2SCN−
+ 4OH−
(6)
S2O3
2−
+ CN−
↔ SCN−
+ SO3
2−
(7)
Les thiocyanates sont beaucoup moins toxiques que l’ion CN−
mais sont plus stables que les
cyanates en solution aqueuse. Ils peuvent se dégrader lentement dans des conditions
faiblement acides et à la suite de l’action microbienne comme par exemple thiobacillus
thiocyanoxidans, lequel, l’oxyde pour former de l’ammoniac et du sulfate. D’autres produits
secondaires sont générés par les procédés employés pour la destruction des cyanures: ce sont
les nitrates NO3
-
, les nitrites NO2
-
et l’ammoniac NH3.
Toxicité du cyanure:
Les cyanures sont des substances létales pour les êtres humains. Les doses létales par voie
orale des composés cyanurés varient normalement de 50 à 200 mg de CN-
(0,7 à 2,9
mg/Kg.p.c) (USEPA, 1985). La dose mortelle des cas de cyanure a été évaluée lors des cas
d’empoisonnement à 1,52 mg/Kg.p.c. (USEPA, 1987). La dose létale la plus faible signalée
chez les humains est de 0,56 mg/Kg (Gettler et al., 1938). La mort se produit normalement
après une heure. L’exposition à des faibles concentrations de cyanure n’est pas mortelle chez
les humains possédant un système de détoxification efficace (OMS, 1984).
Au cours d’une étude de deux années sur la toxicité chronique, on a administré à des rats et
des rates par voie orale des doses de cyanure allant de 7,5 à 10,8 mg/Kg.p.c/jour
respectivement. On a observé aucun effet clinique ni histopathologique (Howard et al., 1955).
Le cyanure inhibe la cytochrome-c-oxydase dans le transport des électrons de la mitochondrie
entravant à la fois le métabolisme oxydatif et la phosphorylation oxydative qui y est associée
(Holland, 1983).
Les effets aigus externes ressemblent à ceux de l’hypoxémie aigue. Toute perturbation du
processus d’oxydation peut aussi provoquer des troubles cardiaques, des convulsions,
l’évanouissement et finalement la mort. Un lien a été établi entre la consommation à long
terme du manioc, un légume à racines tubéreuses contenant des cyanogènes naturels et des
troubles neurologiques et des anomalies thyroïdiennes (Makene et al., 1972).

2. Pollution au cyanure
2.1. Pollution au cyanure aux États-Unis
Les États-Unis et le Canada donnent des valeurs limites de 20 µg/L de cyanure dans les eaux
potables (INERIS, 2011). Pour 61 % des eaux de surface analysées aux États-Unis, les
concentrations moyennes en cyanure ne dépassaient pas 3,5 µg/L et 35 % des teneurs
appartenaient à [3,5; 52 µg/L] (Fiksel, 1981).
En outre, 19 prélèvements dans les eaux souterraines situées à proximité des sites de déchets
dangereux américains ont été effectués en 2005.
De ces analyses, il ressort que les teneurs en cyanure étaient comprises entre 0,02 et 300 000
µg/L avec une valeur médiane de 0,0292 mg/L (ATSDR, 2006).
Dans le sol, les valeurs établies pour les sites non pollués aux États-Unis sont inférieures à
0,005-0,5 mg/Kg de sol (Kjeldsen, 1999). En 2005, 40 échantillons de sédiments (lacs,
ruisseaux, étangs) américains situés à proximité des sites de déchets ont été mesurés. Les
concentrations obtenues étaient comprises entre 30 700 et 0,00006 mg/Kg avec une valeur
médiane de 1,15 mg/Kg (ATSDR, 2006). Dans la même foulée, sur le site chimique de
Greenwood à Albermare en Virginie, une concentration maximale de cyanure total de 2870
mg/Kg de sol a été mesurée en 1989 avec une concentration maximale de 84 mg/Kg dans les
sédiments provenant des lagons des déchets abandonnés (ATSDR, 2006). Aussi, faut-il
ajouter que les sites d’enfouissement, les pesticides et l’utilisation des sels de voirie contenant
des cyanures peuvent être des sources diffuses de cyanures dans les nappes phréatiques, les
eaux de surface et dans les sols (Environnement Canada, 1997). Enfin, ATSDR, (2006), a
rapporté que la teneur en cyanure d’hydrogène dans la troposphère non urbaine de
l’hémisphère Nord était 0,2 µg/m3
.
2.2. Pollution au cyanure en Europe
Alors que les directives de qualité (OMS, 2004) pour l’eau de boisson définissent pour l’ion
cyanure un seuil de 70 µg/L, celles de l’Union Européenne 98/83/CE du conseil du 3
novembre 1998 fixent une teneur en cyanure de 50 µg/L. Par contre, la circulaire du 07/05/07
définissant « les normes de qualité environnementale provisoires (NQEp) » de 41 substances
impliquées dans l’évaluation de l’état chimique des masses d’eau ainsi que des substances
pertinentes du programme national de réduction des substances dangereuses dans l’eau en
France donne une norme de qualité environnementale provisoire dans les eaux de surface
intérieures, de transition et dans les eaux marines intérieures et territoriales de 0,57 µg/L pour

les cyanures libres (INERIS, 2011). Ainsi, les gammes de concentrations maximales mesurées
dans les rivières en France en 2004 et 2005 étaient respectivement de 1,5-1400 µg/L et de
0,005-6280 µg/L. Le site internet de la base de données (BASOL, 2011) a révélé qu’en
France, des sites ou des sols pollués aboutissent à un impact dans les eaux souterraines et à
l’arrêt d’un captage d’alimentation en eau potable. Par ailleurs, le rapport sur les émissions
des stations d’épuration du Netherlands National Water Board (NNWB, 2008) souligne que
les émissions en cyanure d’une station d’épuration urbaine sont évaluées à 51,31 kg/an. En
Roumanie, en 2000, la rupture d’une digue d’un bassin de décantation à la Baia Mare a
entrainé le déversement de 287 500 m3
d’effluents contenant des cyanures (115 t) et des
métaux lourds (Cu, Zn) (INERIS, 2011). La concentration en cyanure atteint 50 mg/L dans la
partie yougoslave et dans sa mobilité horizontale, le cyanure est allé jusqu’à 2000 Km en aval
de la Baia Mare (INERIS, 2011). Selon la Commission Européenne, (2007), les émissions en
cyanure d’hydrogène dans l’air sont de l’ordre de 0,5 à 2 g/tonne de NaCN ou de KCN.
2.3. Pollution au cyanure au Burkina Faso
2.3.1. Pollution des eaux
Au Burkina Faso, les normes établissent un seuil de 0,05 mg/L pour les cyanures (Décret,
2001) dans les eaux destinées à la consommation humaine. En effet, les travaux réalisés par
Kouadio, (2014), sur le site de Galgouli ont montré que les eaux de surface ont des teneurs
respectives de 0,02 et 0,22 mg/L pour les cyanures libre et total.
Dans les échantillons des cours d’eau, Roamba, (2014), a obtenu des teneurs allant de 0,002 à
0,048 mg/L pour le cyanure libre et de 0,118 à 0,22 mg/L pour le cyanure total avec des
échantillons prélevés à Zougnazagmligne. Dans les échantillons d’eau d’un barrage, des
teneurs respectives de 0,024 et de 0,22 mg/L pour les deux types de cyanure ont été
observées. Il s’avère nécessaire de noter que des deux études réalisées, il ressort des teneurs
en cyanures libre et total respectives de 0,118 et de 0,22 mg/L dans les bassins de cyanuration
abandonnés. Au niveau national, les teneurs de 0,118 et de 0,22 mg/L obtenues par Roamba,
(2014), sont au-dessus des objectifs de qualité de 0,1 mg/L définis par les normes de rejet des
eaux usées dans les eaux de surface au Burkina Faso (Décret, 2001).
En outre, les études de quantification du cyanure sur les sites d’orpaillage au Burkina Faso
dans les eaux souterraines notamment les eaux de puits et de forages montrent différentes
tendances. Les travaux réalisés par Roamba, (2014), révèlent des teneurs en cyanure allant de
0,002 à 0,118 mg/L dans les eaux de forage. La valeur de 0,118 mg/L se situe au-dessus de
toutes les valeurs limites définies par les normes nationales (70 µg/L) et internationales (20

µg/L aux USA et 50 µg/L à l’UE). Par contre, dans les échantillons d’eau d’un puits et d’un
forage en aval d’un site d’orpaillage, des teneurs de 0,01 et 0,1 mg/L de cyanures libre et total
ont été respectivement obtenues par (Kouadio, 2014).
2.3.2. Pollution des sols
Dans le sol, les normes nationales du Burkina Faso définissent des objectifs de qualité de 0,25
et 2,5 mg/Kg de sol respectivement pour les cyanures libre et total (Décret, 2001).
Pour la revalorisation des terres en agriculture, les valeurs limites sont respectivement de 0,5
et 50 mg/Kg de sol pour ces deux types de cyanure alors que pour les habitats et les parcs,
elles sont respectivement de 10 et 50 mg/Kg de sol. Enfin, les industries se voient fixer des
seuils de 100 et de 500 mg/Kg de sol pour les cyanures libre et total. Les travaux de Roamba,
(2014), sur les sites d’orpaillage au Centre-Nord ont montré que les teneurs en cyanure libre
ont varié de 0,2 à 3,1 mg/Kg de sol alors que celles du cyanure total allaient de 0,2 à 10,5
mg/Kg de sol. Il est à rappeler que les normes nationales burkinabés n’ont pas défini des
valeurs limites pour la teneur en cyanure dans l’air.
Des normes américaines aux normes burkinabés, les diverses manières par lesquelles
l’homme pollue le sol font état des teneurs en cyanures soit inférieures aux seuils fixés par les
normes soit supérieures aux valeurs limites fixées par celles-ci.
3. Dynamique
3.1. Définition de la dynamique
Selon le petit Larousse illustré de 2012, la dynamique est la partie de la mécanique qui étudie
les relations entre les forces et les mouvements qu’elles produisent. Elle considère les choses
dans leur mouvement et dans leur évolution.
Elle désigne également un ensemble de forces qui concourent à un processus et accélèrent une
évolution. Dans le présent document, la dynamique s’intéresse aux facteurs tels que le pH, le
potentiel redox, la température, l’humidité et toutes autres conditions susceptibles
d’influencer le comportement et la mobilité du cyanure dans l’environnement.
3.2. Dynamique du cyanure
 Dans l’eau
Les cyanures sont présents dans l’eau essentiellement sous forme de HCN. Ils peuvent
également se présenter sous la forme de sels de cyanures, KCN, NaCN, CaCN ou encore sous
la forme de complexes métallo-cyanures de stabilité variable. Les cyanures libres sont en
équilibre en fonction du pH et de la température. À des pH<8, la forme cyanure libre est

retrouvée à plus de 93% (Brignon, 2011). Les formes alcalines complexes métallo-cyanures
sont très solubles dans l’eau et leur dissociation est très rapide. La proportion de HCN formée,
suite à cette dissociation, est fonction du pH: lorsque celui-ci décroit, la proportion de HCN
formée augmente (Moisan et Blanchard, 2012). Dans la plupart des eaux naturelles, la
température n’est pas assez élevée et le pH trop neutre (entre 4 et 9) pour observer une
transformation significative des cyanures et de leurs dérivés.
Dans les eaux souterraines, les cyanures existent aussi sous forme de cyanures ferreux et
ferriques (Yu et al., 2010) mais leur volatilisation est limitée et ils peuvent donc persister dans
ce milieu du fait de son contenu très faible en oxygène. Comme la volatilisation n’est pas un
processus fatal pour les cyanures dans les eaux souterraines, les cyanures persisteront pendant
longtemps dans les aquifères souterrains que dans les eaux de surface et des teneurs
significatives peuvent être retrouvées au droit des sites où les teneurs dans les sols sont
toxiques pour les micro-organismes limitant la biodégradation. Par ailleurs, comme celle des
métaux, la mobilité du cyanure varie en fonction des saisons.
Des études ont été réalisées en Équateur par (Garcia et al., 2012) sur les mines d’or et
d’argent ainsi que les variations saisonnières des concentrations des métaux à différentes
époques de l’année : saison sèche de mai à novembre et une saison de pluie de janvier à avril.
La pluviométrie annuelle dans la zone d’étude était de 1160 mm. Ces études avaient pour
objet, l’étude des variations du pH et de la conductivité ainsi que celles des concentrations des
métaux (Pb, Mn et Hg) et du cyanure durant les deux saisons. Les résultats de cette recherche
ont montré que les pH des échantillons d’eau sont plus élevés en saison sèche qu’en saison de
pluie suite à une augmentation des précipitations.
Alors que la concentration en manganèse est plus élevée en saison de pluie qu’en saison sèche
à cause de la dissolution des roches contenant naturellement du Mn par les eaux de pluies,
celle du plomb reste faible en saison de pluie à cause de la dilution par rapport à sa teneur en
saison sèche sur les sites miniers. Le mercure par contre à une forte teneur en saison de pluie
qu’en saison sèche sachant qu’il est utilisé pour l’amalgamation et que les eaux usées issues
du lavage sont le plus souvent rejetées dans les eaux de surface.
Comparativement au comportement de ces métaux, les travaux réalisés par Guimaraes et al.,
(2011), sur la mobilité du cyanure en saison sèche et en saison de pluie dans la même région
font ressortir que les teneurs en cyanure des eaux de surface varient très peu à ces deux
époques de l’année. En effet, ces études révèlent que lorsque la dilution des effluents miniers

est réduite et que les activités sont intenses en saison sèche, la concentration en cyanure des
eaux de surface en aval de la rivière de Puyango reste élevée jusqu’à 280 µg/L alors qu’en
saison de pluies, la forte turbulence des eaux n’est pas assez suffisante pour oxyder
l’ensemble du cyanure libre des eaux qui atteint 48 µg/L en aval et fait qu’il peut se répandre
jusqu’à plus de 100 km.
 Dans le sol
Les principaux processus qui affectent le transport et la répartition des cyanures dans les sols
sont la volatilisation et la biodégradation. Les ions cyanures peuvent aussi former des
complexes avec des métaux lourds, particulièrement le fer (Yu et al., 2010). Le cyanure
d’hydrogène n’est pas susceptible d’être photolysé dans le sol mais les cyanures complexes
comme les ferrocyanures et les ferricyanures peuvent se photodissocier rapidement et dégager
du cyanure libre lorsqu’ils sont exposés aux rayons solaires (Hernández et al., 2008). Les
études empiriques sur la répartition du cyanure d’hydrogène entre la phase gazeuse et la
solution des sols non saturés ont révélé que sa migration dans le sol se fait par diffusion
gazeuse et que sa dégradation naturelle dans les sols est plus faible que celle dans les eaux
(Shehong et al., 2005).
La mobilité des composés de cyanure dans le sol dépend des caractéristiques de stabilité et de
dissociation du composé, du type de sol, de la perméabilité du sol, de la chimie du sol et de la
présence des micro-organismes aérobies et anaérobies (Fuller, 1984).
En conditions aérobies, la mobilité du cyanure est grandement réduite à cause des taux élevés
de biodégradation (Fuller, 1984).
La présence de microbes aérobies dans le sol est donc particulièrement importante pour
l’atténuation du cyanure. Les études expérimentales menées sur la mobilité du cyanure dans
les sols anaérobies saturés ont montré que les cyanures simples aqueux et les ferricyanures
aqueux ont tendance à être très mobiles. La quantité du cyanure lessivé vers la nappe est plus
grande en conditions anaérobies (Fuller, 1984).
Une étude sur la mobilité des cyanures complexes de fer dans des couches arables des sols
riches en humus dans des conditions variées de pH et de potentiel redox, réalisée par Rennert
et al., (2008) a montré que la matière organique joue un rôle très important dans le devenir des
cyanures de fer dans le sol. La matière organique favorise la sorption des cyanures complexes,
particulièrement dans les fluvisols. La destruction des matières organiques réduit la sorption
de 99 % (Mansfeldt et al., 2001). La sorption des cyanures complexes à la surface des sols

contenant moins de 10g/Kg de carbone organique est contrôlée par les argiles et le pH. Ces
argiles sont principalement: la gibbsite [Al(OH)3(s)], les oxydes d’aluminium [γ-Al2O3(s)] et
la goethite [α-FeOOH]. Avec comme ordre d’adsorption [γ-Al2O3(s)]>[α-
FeOOH]>[Al(OH)3(s)] (Mansfeldt et al., 2001), ces argiles adsorbent les complexes cyanurés
de fer à des pH faibles et réduisent la translocation de ceux-ci aux eaux souterraines.
Quand le pH augmente, l’adsorption diminue. Jusqu’au pH=6, l’adsorption des ferrocyanures
continue. Les sols acides adsorbent une quantité importante d’anions que les sols neutres et
alcalins.
Dans les sols à pH neutre, les cyanures ne s’adsorbent pas sur des sols sableux (Ghosh et al.,
1999). Cette adsorption à des pH faibles suggère qu’il y a interaction électrostatique aux
surfaces externes des argiles. Aussi, faut-il ajouter qu’il existe une affinité particulière entre la
matière organique et les cyanures complexes probablement à cause de l’azote N des cyanures
et des groupes réactifs de la matière organique (Rennert et al., 2008). Ces constituants
incluant le cyanure ainsi adsorbés en saison sèche peuvent être facilement remobilisés par les
prochaines pluies (Meeussen, 1994). À des pH faibles, les ferrocyanures [Fe(CN)6
4-
]
montrent une forte affinité pour les argiles comparés aux ferricyanures[Fe(CN)6
3-
] indiquant
une compétition externe entre ces deux formes de cyanure. Cette petite différence observée
par Cheng et Huang, (1996), confirme l’hypothèse selon laquelle les ferricyanures sont les
plus mobiles des cyanures de fer sur les sites des sols acides contaminés.
Il existe plusieurs scénarii par lesquels le cyanure libre peut réapparaitre avec la diminution
du pH. Ce sont par exemple, le vieillissement des déchets lixiviés, le mélange des solutions
alcalines avec les eaux de pluie (Craig, 2014) et la solubilité du Bleu Prussien
[Fe4(Fe(CN)6)3(s)] (Meussen, 1992). La solubilité du bleu prussien augmente avec le pH. Les
produits de précipitation du bleu prussien sont les ferrocyanures et les ferricyanures. La
dissolution du bleu prussien produit les ions H+
et partant l’acidité (Meeussen et al., 1994). La
remobilisation des ferrocyanures et des ferricyanures par les eaux d’infiltration dépend de la
capacité de l’environnement local à neutraliser cette acidité. Une forte capacité de
neutralisation de l’acidité tendrait à tamponner le pH de la solution et favoriserait la
dissolution continue du bleu prussien alors qu’une faible capacité de neutralisation de cette
acidité permettrait aux ions H+
de persister, diminuant le pH et stabilisant le reste du bleu
prussien. La formation du bleu prussien peut être bénéfique si sa solubilité dans les eaux

d’infiltration est faible. Ceci garantirait que la concentration des ferrocyanures et des
ferricyanures dans les sols est faible et que la production du cyanure libre devient minimale.
Dans les sols contaminés, la solubilité du bleu prussien peut être suffisamment élevée de telle
sorte que sa formation devienne dangereuse pour l’environnement. Sur ces sites, le cyanure
est lixivié depuis la surface des sols contaminés et entrainé en profondeur par les eaux
d’infiltration (Meeussen et al., 1994).
Il peut également précipiter jusqu’à une certaine profondeur dans un profil de sol
correspondant à une variation saisonnière des eaux de surface. Dans ce cas, les précipités sont
lentement dissouts et contribuent à renforcer les fortes concentrations des ferrocyanures et des
ferricyanures dans les eaux souterraines plusieurs années après la contamination des sols. Ce
type de mobilité de cyanure a aussi été prouvé par Rennert et Mansfeldt, (2004) à travers une
étude de comparaison des méthodes d’extraction de cyanure d’un sol contaminé. Ils ont
montré que la plupart des échantillons de sol prélevés sont acides avec des pH variant de 2,1 à
8. Les pH élevés (7,3 à 8) ont été notés pour des échantillons prélevés sous des sédiments
calcaires. Les teneurs en cyanure du sol variaient de 9 à 70,45 mg/Kg. Même dans les
échantillons prélevés à des profondeurs > 300 cm, de fortes concentrations de cyanures ont
été détectées indiquant un transport vertical des cyanures. Sur 23 échantillons prélevés, 3 ont
justifié ce transport vertical des cyanures de 300 jusqu’à 750 cm en profondeur (Rennert et
Mansfeldt, 2008).
 Dans l’air
Dans l’atmosphère, les cyanures se présentent sous la forme essentiellement gazeuse HCN.
Ce composé présente un faible taux de dégradation dans l’air et est résistant à la photolyse.
Les réactions de dégradation les plus importantes sont celles avec les radicaux hydroxylés
générés photo-chimiquement, suivies par une oxydation rapide conduisant à la production du
monoxyde de carbone et de l’oxyde nitrique. Il est également faiblement redéposé sous forme
solide. La demi-vie de HCN dans l’atmosphère est évaluée entre 1.4 et 2.9 années (ATSDR,
1997). Par ce que le HCN gazeux a un faible taux de dégradation dans l’air, l’atmosphère est
un évier final pour ce composé. Il demeure dans les basses altitudes de la troposphère et
seulement 2% de sa teneur dans la troposphère partent dans la stratosphère. Les cyanures ont
la capacité d’être transportés très loin de leur source d’émission.

3.3. Dynamique du cyanure sur le site de Zougnazagmligne
Sur le site d’orpaillage de Zougnazagmligne au Centre-Nord du Burkina Faso, Sawadogo A.,
(2015), a étudié la dynamique du cyanure dans l’environnement. Cette étude a permis de
quantifier la contamination au cyanure des sols et des eaux puis d’établir les distributions
verticale et horizontale sur l’ensemble du bassin hydrographique du site.
Ses résultats ont montré que les eaux souterraines ont une faible concentration en cyanure et
que les concentrations obtenues pour les forages sont inférieures à 0,07 mg/L, seuil établi par
la norme OMS/BF.
Les conclusions de sa recherche ont donné des teneurs allant de 0,0002 à 0,0112 mg/L dans
les eaux et que deux forages et le barrage du site ont été contaminés. Dans les échantillons de
sol, certains points ont présenté des concentrations supérieures au seuil défini par les normes
de réutilisation des sols en agriculture au Burkina Faso qui est de 0,5 mg/Kg. D’autres, par
contre, ont présenté des concentrations voisines de 0,5 mg/Kg. Dans ses mobilités verticale et
horizontale, le cyanure peut être entrainé par ruissellement ou infiltration à une certaine
distance de sa source de pollution.
La distribution horizontale a révélé la présence du cyanure dans tout le bassin. Cette
distribution suit le lit du cours d’eau principal et de ses ramifications pour évoluer vers
l’exutoire. Un apport venant des affluents a été constaté suggérant le transport du cyanure par
l’eau et de la stagnation des eaux à l’intersection des cours d’eau où les crevasses se sont
formées. Il est allé dans sa mobilité horizontale jusqu’à plus de 7 km de sa source de
pollution.
La distribution verticale a montré la présence du cyanure à toutes les couches. Dans le sol, le
cyanure s’est infiltré mais avec de faibles concentrations en surface. La zone de
contamination s’est étendue et la concentration du cyanure a diminué avec la profondeur sous
l’effet des phénomènes de dégradation du cyanure au cours de son infiltration dans le sol. En
outre, la présence du cyanure a été constatée dans un trou de 10 m de profondeur. Ce
comportement du cyanure dans les eaux et dans le sol laisse présager des menaces sur les
populations riveraines et des habitats lointains sachant que l’agriculture, le maraichage et
l’orpaillage sont des activités entreprises en alternance dans les villages selon qu’il s’agisse de
la saison sèche ou de la saison des pluies.

4. Bioremediation
La bioremédiation est une technique consistant à augmenter la biodégradation ou la
biotransformation en inoculant des micro-organismes spécifiques par bioaugmentation ou en
stimulant l’activité des populations microbiennes indigènes par biostimulation, par apport de
nutriments et par ajustement des conditions du milieu. Elle implique l’utilisation
d’organismes (Nallapan et al., 2014) pour supprimer ou neutraliser les polluants et/ou
contaminants à partir d’un site contaminé. Une fois la capacité des micro-organismes à
biodégrader le cyanure testée au laboratoire, les technologies à mettre en œuvre seront
choisies. Elles sont généralement classées comme in situ ou ex situ. La bioremédiation in situ
consiste à traiter le matériel contaminé sur le site tandis que celle ex situ implique
l’enlèvement de la matière contaminée et son traitement hors site.
La Figure 1 ci-dessous est un exemple de mécanisme de bioremédiation mettant en évidence
les différentes technologies qui lui sont associées. Il s’agit ici de deux types de mécanismes:
l’un (a) montre la biodégradation naturelle pouvant durer des années et l’autre (b) traduit la
biodégradation assistée par l’homme.
Figure 1: (a) bioremédiation naturelle et (b) bioremédiation assistée par l'homme (A. Malik
2006).
4.1. Bioremédiation du cyanure
La bioremédiation est un mécanisme important pour la transformation de cyanure dans les
eaux de surface (ATSDR, 1997). La biodégradation est contrôlée par la concentration en
cyanure, le pH, la température, la concentration et la disponibilité des nutriments pour les
souches dégradantes. Concernant la concentration en cyanure, Chew et al., (1999) ont

mentionné qu’elle doit être au maximum de 50 mg/L pour que la biodégradation soit efficace.
Par analogie, la dégradation du cyanure dans les sols est comparable à celle dans les eaux et
contrôlée par les mêmes facteurs. Dans les sols, les cyanures présents à faible concentration se
dégradent avec formation initiale d’ammoniac transformé en nitrites et nitrates par les
bactéries nitrifiantes (INERIS, 2011). En milieu anaérobie, les produits directs de la
dégradation du cyanure sont le bicarbonate et le formiate. Dans les sols et en conditions
anaérobies, les cyanures se dénitrifient en azote gazeux (ATSDR, 1997).
De nombreuses études ont été réalisées sur la bioremédiation. En effet, Maniyam et al., (2013)
ont étudié la biodégradation des sols cyanurés par une souche de Rhodococcus UKMP-5M.
Utilisant le glucose comme milieu de culture, il ressort que la croissance bactérienne n’a pas
été affectée et que cette souche de bactérie était capable de dégrader complètement 0,1 mM de
KCN en 24 heures. Les produits finaux de cette biodégradation étaient l’ion ammonium
(NH4
+
) et l’ion formiate (HCOO-
). Cette souche de bactérie a utilisé le cyanure comme source
d’azote.
Dans une autre étude où 0,05 % (KH2PO4), 0,15 % (K2HPO4), 1 mM (MgCl2), 1 mM (FeCl3),
0,1 % (NH4Cl) et 0,1 % (glycérol) ont été utilisés comme milieu de culture, (Wu et al., 2014)
ont montré que Bacillus sp CN-22 a été capable de dégrader 200 mg/L de cyanure libre des
eaux usées jusqu’à 6,62 mg/L en 72h. La croissance bactérienne n’a pas aussi été affectée et
les produits finaux de la réaction étaient le NH4
+
et le CO2. Plus la teneur en cyanure est
élevée, plus la période de latence s’étend suggérant ainsi l’effet inhibiteur de la croissance
bactérienne par de fortes concentrations de cyanure (Panos et Bellini, 1999). Au cours des
tests de biodégradation, les réactions d’hydrolyse sont principalement caractérisées par la
formation directe de l’acide formique et de l’ammonium qui sont moins toxiques que le
cyanure et peuvent servir à la croissance bactérienne (Huertas et al., 2006).
Dans une étude conduite par (Mekuto et al., 2015), il a été démontré que le consortium de
bactéries dominé par Bacillus sp était capable de tolérer jusqu’à 500 ppm de cyanure libre. La
dégradation du cyanure se produit parallèlement à la croissance bactérienne et atteint 96 %
durant la phase exponentielle.
Le fort taux de croissance bactérienne de 1,23 108
UFC/mL a été obtenu après 4 jours. Dans
un autre article, Mekuto et al., (2013) ont fait remarquer que ces mêmes souches de bactéries
peuvent éliminer en 8 jours, 65 et 44,3 % des solutions de cyanure de concentrations
respectives 200 et 400 mg/L. Selon Akcil et al., (2003), la concentration maximale en cyanure

libre que les bactéries sont capables d’assimiler et de dégrader est de 200 mg/L. Ainsi, la
dégradation du cyanure libre était accompagnée d’une croissance bactérienne qui a atteint
2.108
UFC/mL avec 200 mg/L de cyanure libre. Ces mêmes auteurs ont démontré que la
croissance bactérienne et l’élimination du cyanure sont corrélées.
Par ailleurs, les micro-organismes capables d’assimiler le cyanure peuvent l’utiliser comme
source d’azote. En effet, dans la molécule du cyanure, l’état d’oxydation du carbone (+II
comme celui de CO) et N (-III comme celui de NH4
+
) fait de ce composé une mauvaise source
de carbone mais une bonne source d’azote pour la croissance bactérienne. Parmar et al.,
(2012) ont révélé que la biodégradation laisse présager la diminution de la concentration en
cyanure et la production de NH4
+
ou une augmentation de la biomasse microbienne.
En effet, la concentration en NH4
+
peut fluctuer au cours de la biodégradation et sa fluctuation
est soumise à l’hypothèse d’être largement dépendante de l’utilisation d’ammonium par les
micro-organismes. Il peut arriver qu’au cours des tests de biodégradation, les bactéries
préfèrent l’ammonium au cyanure lorsque les nutriments utilisés sont une source d’azote. Un
tel phénomène entrainera la formation et la dégradation consécutive de NH4
+
par des bactéries
nitrifiantes et fera baisser le taux de dégradation du cyanure libre.
La dégradation du cyanure et de l’ammonium par Bacillus sp a montré que ces bactéries
formant des endospores sont à la fois des bactéries dégradeurs de cyanure et des bactéries
nitrifiantes qui peuvent cependant être utilisées pour la réduction de NH4
+
. Les micro-
organismes dégradant le cyanure peuvent alterner leur métabolisme selon la présence du
cyanure ou de l’ammonium utilisant ainsi ces deux substrats pour l’activation ou la
désactivation du type de métabolisme selon le substrat disponible.
4.2. Bioremédiation du site de Zougnazagmligne
Cette recherche a été réalisée par Sawadogo N., (2015) à 2iE (LEDES) et a pour objet
d’étudier la biodégradation au laboratoire du cyanure libre par les bactéries isolées des
échantillons d’eau prélevée sur ledit site. Son expérimentation d’une durée de 30 heures a
porté sur le cyanure libre de concentrations 40, 60 et 80 mg/L. Avec un milieu de culture
spécifique aux bactéries dégradeurs de cyanure, les résultats de ses ensemencements ont
révélé la présence des bactéries sur l’ensemble des points de prélèvement d’eau et leur
concentration allait jusqu’à 11500 UFC/mL. Les caractéristiques physiques de ces bactéries
ont été observées au microscope. Certaines sont blanchâtres, d’autres luminescentes et en
forme de chainette, sont de taille variable. Ces colonies appartiennent à plusieurs familles de

par leurs différences physiques. Ces micro-organismes dont la présence a été prouvée ont
préféré le cyanure aux autres nutriments comme le glucose. Au bout de 27 heures, un
abattement en cyanure libre variant de 95 à 99 % a été obtenu et la concentration optimale de
biodégradation était de 60 mg/L selon qu’il s’agisse du milieu avec ou sans nutriments. Les
micro-organismes utilisés ont montré une croissance considérable dans les trois solutions de
cyanure libre après une période de latence de 3 heures. Ses travaux ont par ailleurs montré
qu’au-delà de 80 mg/L de cyanure libre, la croissance bactérienne est inhibée et que 100 mg/L
était la dose létale. En outre, l’ammonium libéré suite à la biodégradation du cyanure
constitue une source d’azote ou de carbone et que le taux de dégradation du cyanure dans le
milieu avec nutriments est plus élevé que dans celui sans nutriments sachant qu’elle est
responsable de l’accélération du métabolisme de dégradation des bactéries et de leur
multiplication.
En outre, la présence des bactéries nitrifiantes a été prouvée. Ces souches ont préféré
l’ammonium au cyanure et font que la production du NH4
+
connait des fluctuations.
4.3. Biodégradation du cyanure total
De publications rapportées par (C. Boucabeille, Olivier, & Michelle, 1994) sur la
biodégradation des cyanures totaux ont montré qu’il existe des espèces de Pseudomonas
capables de les dégrader. Cette étude a porté sur les cyanures total et disponible ainsi que les
thiocyanates. Il en ressort une élimination complète de 40 mg/L des cyanures disponibles en 6
jours. Alors que les cyanures de fer avaient connu une élimination marginale, 75 à 80 % de
cyanure de cuivre et de nickel étaient éliminés en 2 jours. En outre, la dégradation du cyanure
a été accompagnée de la production d’ammonium et des sulfates respectivement pour les
cyanures disponibles, les cyanures totaux et les thiocyanates. La production de NH4
+
a débuté
après 2 jours et est devenue nulle après 16 jours de test. Ces auteurs ont souligné que la
diminution de la teneur en NH4
+
au cours des analyses aurait été due à la présence des
bactéries nitrifiantes.
4.4. Biodégradation des cyanures complexés
Les cyanures complexés sont plus résistants à la biodégradation que les cyanures libres
(Aronstéin et al., 1994). Cependant, quelques recherches ont montré la capacité de certaines
bactéries et champignons à dégrader cette forme de cyanure. Cherryholmes et al., (1985) ont
observé que l’hexacyanoferrate (III) de potassium K3Fe(CN)6, maintenu dans la noirceur et en
présence des bactéries P. aerogunos et E. coli, se décomposait en donnant lieu aux cyanures

libres. En 25 jours, la concentration des cyanures libres avait atteint 1460 µg/L alors que dans
les contrôles stériles, elle demeurait sous le seuil de 16 µg/L. La concentration initiale de
K3Fe(CN)6 était de 3293 mg/L. Un groupe de chercheurs Barclay et al., (1998) a démontré la
capacité d’une culture pure et mixte de champignons à dégrader chacun de K4Fe(CN)6,
K3Fe(CN)6 et K2Ni(CN)4 en les utilisant comme source unique d’azote. Les concentrations de
ces trois complexes de cyanures étaient respectivement de 0,5 mM, 0,5 mM et 0,25 mM.
Après 34 jours d’incubation, approximativement 90% de chacun des ferrocyanures et
cyanures totaux ont été dégradés. Le CO2 a été identifié comme produit final de
biodégradation. Par ailleurs, Silva-Avalos et al., (1990), ont étudié la biodégradation du
tetracyanonickelate de potassium K2Ni(CN)4 par des bactéries comprenant les espèces
Pseudomonas et Klebsiella. Ces bactéries utilisaient le tetracyanonickelate comme source
unique d’azote. Le métabolite de biodégradation était le Ni(CN)2.
Parallèlement à la dégradation du cyanure, Théis et al., (1994) ont souligné que l’apparition
de l’ammoniaque pourrait provenir des réactions physico-chimiques des complexes aminés. Il
convient de rappeler que la dissolution d’un complexe métallique cyanuré ne libère pas d’ions
CN-
comme les cyanures simples; le métal de transition et les cyanures restent combinés
ensemble sous la forme d’un anion complexe comme le montre l’équation suivante
(Cherryholmes et al., 1985):
K3Fe(CN6) ↔ 3K+
+ Fe(CN)6
3−
(8)
Le niveau de dissociation de l’anion complexe varie en fonction du cation métallique central
du complexe, du pH et du potentiel redox.

CHAPITRE 2 : MATÉRIELS ET MÉTHODE
1. Présentation de la zone d’étude
1.1. Choix du site
La justification du choix de ce site a fait l’objet des travaux antérieurs réalisés par (Kouadio,
2014) sur la base d’une enquête et de collecte d’informations à partir d’un tableau de critères
et de scores permettant de mettre en adéquation les objectifs de la recherche avec les
caractéristiques des sites d’orpaillage en pleine activité dans la commune de Kampti. Ces
critères étaient basés essentiellement sur l’accessibilité au comptoir, aux puits et aux bassins
de cyanuration, la taille du site et sa structuration ainsi que les infrastructures du site. En
rappel, cette étude avait pour objectif d’évaluer les risques environnementaux et sanitaires liés
à l’utilisation des produits chimiques dans l’orpaillage: cas du mercure et du cyanure. De ces
travaux, il ressort qu’outre Fofora (Sawadogo E. , 2011), Galgouli au Sud-Ouest du pays fait
preuve d’une occupation structurée et bien organisée en fonction des phases de l’orpaillage.
1.2. Présentation de la zone d’étude
1.2.1. Localisation
Dans la province de Poni au Sud-Ouest, le département de Kampti situé sur la route nationale
RN12 et d’une superficie de 1 381 Km2
, est une commune rurale comportant 5 secteurs et 110
villages. Avec environ 40 874 habitants, le département de Kampti est situé à 366 m
d’altitude. Ses coordonnées géographiques sont le 10°7'60"N et 3°27'0"W. Il se trouve à
environ 420 km de la capitale Ouagadougou. Les coordonnées géographiques du site de
Galgouli sont le 9°58’0N et le 3°27'0W. Il se situe à une altitude de 352 m. La Figure 2
présente la carte de location du site d’orpaillage de Galgouli.

Figure 2: carte de localisation de Galgouli.
1.2.2. Caractéristiques de la zone d’étude
Cadre physique
Les travaux réalisés par (Sawadogo E. , 2011) ont permis de dégager les caractéristiques
édapho-climatiques de la province de Poni. Le Burkina Faso est sous l’influence d’un climat
du type sahélo-soudanien. Du Nord au Sud, on rencontre le climat sahélien et sahélo-
soudanien dont les composantes sont le climat soudano-sahélien et soudanien. Le Sud-Ouest,
de par sa situation géographique, appartient au climat soudanien. Il est sous l’influence de
deux saisons: une saison sèche allant de novembre à mars et une saison de pluie d’avril à
octobre. Les températures moyennes annuelles sont comprises entre 17 et 36°C. Située entre
les isohyètes 1000 et 1200 m, la province de Poni est relativement bien arrosée par les pluies.
Le Sud-Ouest du pays oscille entre 250 et 300 m d’altitude et son point culminant est le mont
Koyo ou Nouéhé (592 m). Les principaux massifs sont situés dans le Karangasso, dans la
région de Gaoua, au Sud de Kampti, au Sud de Batié et au Sud de Kpéré. Dans le département
de Kampti, les reliefs mous et discontinus sont marqués par des filons de quartz.
Les types de sols issus de la conjugaison de la géomorphologie et des facteurs climatiques se
regroupent en plusieurs catégories occupant chacune environ 20% de la superficie
provinciale. Dans le département de Kampti, trois principaux types de sols sont rencontrés:
les sols sablonneux, les sols gravillonnaires et les sols argileux.

Les sols sablonneux sont les plus répandus, riches en silice et à tendance acide. Relativement
pauvres et aptes à la culture des céréales, ces sols permettent un transfert d’éléments traces
métalliques comme le mercure, le cadmium, le nickel vers les légumineuses et des céréales.
Les sols gravillonnaires, moins répandus, se rencontrent en zone de collines et sont favorables
à la culture du sorgho. Ces sols fertiles peuvent être reboisés mais difficiles à travailler. Leur
fonçage use facilement le matériel de creusage.
Les sols argileux se retrouvent en zone de bas-fonds et se subdivisent en deux sous-groupes:
les limono-argileux et les sablo-argileux. Les premiers permettent des cultures de maïs, de
sorgho, d’igname et de patate alors que les seconds se prêtent à toute sorte de culture. Ces sols
compacts résistent mieux à l’érosion et rendent difficiles le fonçage.
Le réseau hydrographique de la province de Poni s’organise autour du fleuve Mouhoun et de
Poni son affluent. Ce réseau bénéficie d’une quantité abondante d’eau de surface en raison de
la bonne pluviométrie (750 et 1 300 mm) et de l’existence d’autres sources. En dehors de ces
deux grands cours d’eau, de nombreux petits cours d’eau temporaires sillonnent les plaines et
les plateaux de la province. Le département de Kampti dispose de 4 principales rivières et de
3 marigots dans les villages de Toroyini, Niamina, Logolana qui sont temporaires, d’un
barrage et d’une retenue d’eau naturelle. Les eaux de pluie qui ruissellent des collines du
département vers le Déko, cours d’eau quadrillant le site d’orpaillage de Galgouli, rejoignent
le Poni puis le Mouhoun. Enfin, la combinaison de la bonne pluviométrie et des sols d’assez
bonnes qualités offre des conditions favorables à l’éclosion d’un couvert végétal consistant
avec des espèces ligneuses diverses, caractéristiques du domaine Sud-Soudanien.
La végétation du département de Kampti est constituée d’une forêt galerie le long des cours
d’eau, d’une savane arborée composée d’arbres de taille moyenne et de savane boisée
guinéenne plus dense. Avec l’avènement de l’orpaillage dans le département, une forte
pression est exercée sur ces formations végétales de sorte que beaucoup de surfaces sont
fréquemment dénudées. Il est important de rappeler que le Néré et le Karité, plantes utiles en
pays lobi, servent très souvent de soutènement aux puits et galeries des orpailleurs du fait de
leur forte résistance.

Cadre humain
La population du Sud-Ouest est constituée d’autochtones Lobi, Birifor et Dagara. Elle est
aussi constituée de Loron, Gan, Dian, Teguessié et Koulanga. On y rencontre des immigrés
Dioula et Mossi, essentiels commerçants et éleveurs peuhls. Selon (Rouville, 1987), les Lobi,
les Dagara et les Birifor partagent le même fond d’institution et de culture. De nos jours,
l’orpaillage a favorisé l’installation d’une population cosmopolite qui habite les sites d’or et le
chef-lieu du département de Kampti. Les populations des sites d’or sont constituées
essentiellement de Mossi, de Bissa, de Gourounsi, de Daffin et de plus en plus d’autochtones
(Rouville, 1987). 90% de la population est animiste et surtout autochtone. Les 10 % constitués
d’étrangers sont des musulmans et des chrétiens. La très grande mobilité des orpailleurs fait
qu’il n’existe pas de données statistiques sur le site de Galgouli.
Les orpailleurs sont le plus souvent organisés en de petits groupes d’extraction de minerai
filonien. Ces groupes sont constitués par affinité et sont le plus souvent dirigés par un chef de
puits. Ce chef de puits est à son tour sous la direction d’un employeur qui finance les
dépenses de l’extraction du minerai. Cet employeur est généralement un acheteur d’or.
Du point de vue spatial, le site d’orpaillage est constitué:
 D’une zone d’habitation composée de logements, d’une zone de commercialisation et
d’une zone de restauration
 D’un espace de mouture composé de moulins à gasoil et de boutiques de vente
d’hydrocarbures
 D’un comptoir d’achat au sein duquel se trouvent les hangars de lavage et de raffinage
 De puits d’extraction du minerai et de lavage du stérile, situés dans les périphéries
 D’espaces de cyanuration situés autour du campement.
En cas de problème, les orpailleurs sont représentés auprès des autorités par un responsable
qui est le coordonnateur des activités du comptoir.
2. Points de prélèvement et échantillonnage
Les prélèvements d’eau et de sol ont été faits non seulement en fonction de la qualité de
réponse du lieu mais aussi en tenant compte du sens d’écoulement de l’eau, de l’exutoire et de
la position des bassins de cyanuration qui sont considérés comme des sources potentielles de
pollution de manière à étudier la propagation du cyanure à partir de ceux-ci. Outre ces
critères, les critères d’échantillonnage et d’analyse des sols pollués établis par (Mathilde et al.,
2008) de l’Institut de veille sanitaire ont été appliqués.

Ces critères soulignent que: « lorsqu’un site qui a contaminé le sol se situe sur la rive d’une
rivière, il n’apparait pas nécessaire de faire réaliser des mesures sur l’impact de la
contamination des sols situés sur l’autre rive puisque les eaux contaminées par le site ne
devraient pas contaminer la rive d’en face mais la rivière.». La Figure 3 présente une carte de
prélèvement des échantillons d’eau et de sol.
Figure 3:carte de prélèvement des points d'eau et de sol.
2.1. Prélèvement des échantillons d’eau
17 échantillons d’eau ont été prélevés grâce aux flacons en verre borosilicaté, préalablement
stérilisés à 160°C pendant 20 minutes et étiquetés après chaque prélèvement. Ces échantillons
ont été pris à différents endroits dont les coordonnées ont été levées au GPS Garmin au même
titre que ceux du sol selon les objectifs qui orientent notre recherche à savoir quantifier le
cyanure et étudier sa dynamique sur l’ensemble du bassin hydrographique du site puis révéler
la présence de la flore bactérienne capable de le dégrader. Ces points de prélèvement sont
entre autres des puits au comptoir, des forages modernes, des points d’intersection des
rivières, des points le long des rivières, des points aux entrée et sortie du barrage et à l’entrée
du village. Rappelons que le pH, la température, le potentiel redox et la conductivité de
chacun de ces échantillons d’eau ont été évalués in situ et que des pastilles de NaOH ont été
ajoutées à ceux-ci après lecture pour éviter la volatilisation du cyanure. Deux glacières
munies de barres de glace ont permis le conditionnement, le transport et la conservation de la

qualité des échantillons d’eau et de sol du site jusqu’au laboratoire où ils seront traités et
analysés.
2.2. Prélèvement des échantillons de sol
À l’aide d’une tarière de 1 m d’envergure et d’un marteau, 115 échantillons de sol ont été
prélevés sur 29 points et ce, à chaque 20 cm soit 5 échantillons par endroit si le contexte
géophysique du sol le permet sinon 2 à 3 échantillons seulement ont été obtenus sur des points
à structure rocailleuse. La Figure 4 ci-dessous montre un exemple de prélèvement des
échantillons de sol.
Figure 4: carottage des échantillons de sol.
Les prélèvements ont été faits sur les points de fonçage, les flancs des bassins de cyanuration,
les lits des rivières, les intersections des rivières et les entrée et sortie du barrage dudit village.
Pour éviter la photodégradation du cyanure des échantillons du sol, des emballages noirs en
polyéthylène, régulièrement étiquetés ont servi à leur conditionnement. Leurs paramètres
physico-chimiques ont été évalués ex situ. En fonction d’une plage de valeurs de température,
un facteur de correction a permis de corriger les différentes valeurs de conductivité. Sa valeur
s’obtient par l’expression suivante:
Conductivité = conductivité mesurée × K × facteur de correction (Source LEDES).
Où K = 1,413 mS/cm est la valeur de la sonde du conductivimètre utilisé (Annexe 1).

3. Dynamique du cyanure
Avant la détermination des absorbances des échantillons, un test de sensibilité de l’appareil de
mesure du cyanure libre a été réalisé pour obtenir une courbe d’étalonnage.
À cet effet, des solutions de cyanure pur CN-
de concentrations respectives 0, 50, 100, 150 et
200 mg/L ont été préparées. Après réaction de ces solutions avec les cyaniver 3, 4 et 5
conformément au protocole HACH adapté, leurs absorbances respectives ont été lues à l’aide
du spectrophotomètre d’absorption moléculaire (SAM) HACH DR 5000 à une longueur
d’onde de 612 nm. Grâce à l’équation 𝑦 = 0,0062𝑥 (𝑅2
= 0,997) où y désigne l’absorbance
et x la concentration comme le montre la Figure 5, les concentrations des échantillons d’eau et
du sol ont été obtenues.
Figure 5: courbe d'étalonnage représentant l'absorbance en fonction de la concentration
(ASTM 688).
3.1. Mesure des paramètres physico-chimiques de sol
5 g de chacun des échantillons du sol ont été pesés avec la balance à précision Sartorius
Universal puis introduits dans des béchers en plastique de 100 mL. 12,5 mL d’eau distillée y
sont ensuite ajoutés puis homogénéisés. Après homogénéisation, le pH et le potentiel redox
des échantillons ont été respectivement mesurés grâce à la fonction « mode » du pH-mètre
3310 SET 1 qui permet de passer d’un paramètre à l’autre. Une fois le pH et le potentiel redox
mesurés, les volumes qui étaient de 12,5 mL au départ sont portés à 25 mL et l’ensemble
échantillon de sol-eau distillée est une nouvelle fois homogénéisé. Par une lecture directe au
Conductivimètre 3310 SET 1, la conductivité et la température ont été évaluées.

3.2. Dosage du cyanure libre
Les échantillons d’eau ont été filtrés à l’aide d’une pompe à filtration et des filtres de 0,45mm
de porosité avant leur dosage. Des cuves de 10 mL ont permis de doser le cyanure libre. Les
réactifs utilisés étaient le cyaniver 3, cyaniver 4 et cyaniver 5.
Dans cet ordre, les réactifs ont été ajoutés respectivement aux échantillons après des temps
d’attente de 30, 10 et 10secondes. À une longueur d’onde de 612 nm, les absorbances des
échantillons ont été lues.
Pour le sol, 1 g du poids humide de chacun des 115 échantillons prélevés a été pesé à l’aide de
la même balance que précédemment. Ces échantillons ont été séchés puis 24h plus tard, leurs
poids respectifs ont été évalués dans le but de déterminer le taux d’humidité dans chacun
d’eux. Dans des tubes coniques, les échantillons séchés ont été transférés puis complétés à 10
mL avec une solution de NaOH à 0,05 N. À une vitesse de 1000 rpm et pendant 10 minutes,
les échantillons ont été centrifugés à l’aide de la centrifugeuse VWR himac CT6EL.
À l’issue de la centrifugation, conformément à la méthode ASTM 688, c’est le surnageant
représentant la phase liquide des échantillons qui a été recueilli pour le dosage du cyanure
libre. Les mêmes réactifs utilisés pour doser le cyanure dans les eaux ont été employés et le
reste de la procédure d’analyse des échantillons de sol est identique à celle des échantillons
d’eau. Il convient de noter que le manque d’appareillage pour le dosage du cyanure total nous
a amené à n’analyser que le cyanure libre.
4. Bioremédiation
4.1. Analyse microbiologique
L’analyse microbiologique de la flore bactérienne des eaux et du sol de notre site d’étude s’est
déroulée suivant une procédure intégrant la préparation du milieu de culture, un ajustement du
pH et un ensemencement en surface.
 Préparation du milieu de culture
Un milieu tampon de deux différents mélanges à base de sels minéraux MSMA et MSMB a été
utilisé pour la culture des bactéries dégradeurs du cyanure. En effet, le MSMA est un milieu
comprenant des sources d’azote, de phosphore et des oligo-éléments alors que le MSMB
contient les métaux traces. Les deux milieux constituant le MSM (Solution Minérale
Minimale) sont le plus souvent utilisés en assainissement et gestion de site (Houdjehani,
2000). Rappelons que l’eau utilisée pour la préparation du milieu de culture était l’eau ultra-
pure.

Dans des fioles de 100 mL, différentes quantités des composés permettant d’obtenir le
MSMA, milieu sélectif avec des sels suivants ont été utilisés: 0,88 g (NaH2PO4, H2O), 2,26 g
(K2HPO4), 2,05 g [(NH4)2SO4], 0,052 g (MgSO4, 7H2O) et 1 g (NaNO3). Le MSMB, constitué
de métaux traces a été par contre préparé dans une fiole unique de 100 mL. Il a été fait de:
29,03 mg (CoSO4, 7H2O), 47,43 mg [Al(SO4)2, 12H2O], 15,96 mg (CuSO4), 28,75 mg
(ZnSO4, 7H2O), 278,01 mg (FeSO4, 7H2O), 169,02 mg (MnSO4, H2O) et 48,39 mg
(Na2MoO4
2-
, 2H2O).
Dans une fiole de 1 L d’eau ultra-pure, les volumes des sels du MSMA utilisés étaient: 9,6 mL
(NaH2PO4, H2O)+19,49 mL (K2HPO4)+12,49 mL[(NH4)2SO4]+0,59 mL(MgSO4,
7H2O)+17,69 mL (NaNO3). Ce mélange a été complété avec 1 mL du MSMB et 20 g d’Agar-
agar technique puis agité et homogénéisé pendant 4-5 minutes sur une plaque chauffante. Une
fois homogénéisé, le milieu sera autoclavé à 121°C pendant au moins 3 h puis refroidi à une
température de versement d’environ 50°C avant l’ajustement de son pH.
 Ajustement du pH
L’ajustement du pH se fait en milieu stérile sous la hotte ventilée Telstar Bio II A. Il consiste à
noter le pH initial du milieu de culture, ajouter des gouttes de NaOH de concentration 10 N
pour l’élever à 8,5 puis ajouter une solution de cyanure de potassium KCN de concentration
23 mg/L pour le rehausser à 8,7. Enfin les gouttes de NaOH seront une fois de plus ajoutées
pour conditionner le pH final à 9,2. Il convient de noter que l’ajout des gouttes de NaOH
permet de stabiliser le cyanure et partant éviter sa volatilisation.
Dans le cadre de cette présente recherche, le pH initial de notre milieu de culture est égal à
6,742. Après ajout des gouttes de NaOH à l’aide d’un embout de 100 µL, le pH est passé à 8,5
et s’est élevé à 8,63 quand le cyanure de potassium de concentration C = 23 mg/L a été ajouté
au milieu. À l’étape finale, les gouttes de NaOH le porteront à 9,359 et le milieu sera coulé
dans des boites de Pétri qui seront ensemencées 24h plus tard.
 Ensemencement des bactéries
L’ensemencement des bactéries susceptibles de dépolluer le sol contaminé au cyanure a lieu
après un traitement particulier des échantillons de sol. 5 g de chaque échantillon de sol ont été
pesés et introduits dans des béchers puis complétés jusqu’à 50 mL avec de l’eau peptone,
bouillon de culture permettant d’arracher les bactéries de leur support et faciliter leur
ensemencement. Alors que les embouts de 1000 µL ont été utilisés pour des séries de dilution
permettant d’avoir des colonies bactériennes comprises entre 30 et 300, ceux de 100 µL ont

servi à un ensemencement en surface des boites de Pétri (Erreur ! Source du renvoi
introuvable. et Erreur ! Source du renvoi introuvable.). Des tiges d’étalement ont permis
d’homogénéiser le mélange extrait du sol avec le milieu de culture et favoriser la croissance
bactérienne. Après ensemencement, les boites de Pétri seront introduites dans l’incubateur
memmert à une température de 28°C. Le dénombrement des bactéries qui ont poussé a été fait
après 7 jours à l’aide de Colony Counter Digital S. Il est à relever que l’isolation des bactéries
d’eau suit les mêmes procédures que celui de la flore bactérienne du sol mais cependant,
ceux-ci n’ont subi aucun traitement préalable à l’eau peptone. Ils ont été directement prélevés
après agitation.
(a) Ensemencement des bactéries dégradeurs de cyanure dans le sol.
(b) Ensemencement des bactéries dégradeurs de cyanure dans l'eau.
Figure 6: Ensemencement des bactéries dégradeurs de cyanure dans les eaux et dans le sol.
 Repiquage des bactéries de l’eau
Avant le repiquage, une sélection des boites de Pétri représentatives d’une bonne croissance
bactérienne a été faite. Deux milieux différents ont été utilisés pour le repiquage: l’un à base
de cyanure de concentration 60 mg/L et l’autre avec le bouillon nutritif.
Des anses en platine et le stérilisateur Stéri Max WLD-TE ont permis d’isoler les bactéries et
de les repiquer dans lesdits milieux.
 La croissance bactérienne:
Au cours de nos analyses, la croissance bactérienne a été évaluée par deux méthodes. L’une a
consisté à lire la densité optique des bactéries à une longueur d’onde de 600 nm et la convertir

grâce aux méthodes classiques en UFC/mL selon la relation: une unité d’absorbance
correspond à 5.108
UFC/mL (Rambach, 1990). L’autre a consisté à déterminer le nombre de
bactéries pour 100 mL après ensemencement dans des boites de Pétri. La formule utilisée à
cet effet est la suivante:
𝑁 =
𝑛 ∗ 100
𝑉 ∗ 𝑑
N = nombre de bactéries pour 100 mL
D = taux de dilution de l’échantillon ensemencé
N = nombre de colonies comptées sur la boite de Pétri
4.2. Test de biodégradation
Ce test a pour objectif de déterminer la densité bactérienne, la teneur en ammonium (NH4
+
) et
le taux de dégradation du cyanure de potassium et de l’hexacyanoferrate (III) par les bactéries
en fonction du temps. Elle s’est déroulée selon la procédure suivante.
Des concentrations initiales de 40, 60 et 80 mg/L de cyanure de potassium KCN et de
l’hexacyanoferrate (III) K3Fe(CN)6 ainsi que deux milieux avec et sans nutriments ont été
utilisés. Le milieu avec nutriments est celui dans lequel on a ajouté 3 mL de bouillon nutritif
alors que l’autre n’a connu aucune amélioration nutritive. Dans des erlenmeyers de 250 mL
contenant ces différentes concentrations de KCN et de K3Fe(CN)6 avec et sans nutriments, 1
mL du milieu des bactéries issues du repiquage a été ajouté. L’ensemble de la préparation a
lieu sous une hotte ventilée où les milieux avec et sans nutriments étaient en agitation
permanente durant les analyses.
Des cuves de 25 mL ont servi à la lecture de la densité bactérienne et les ions ammonium
alors que ceux de 10 mL ont permis de lire les concentrations de KCN et de K3Fe(CN)6. La
densité bactérienne, la teneur en ammonium et les concentrations en cyanure ont été évaluées
au spectrophotomètre d’absorption moléculaire HACH DR 5000.
La densité bactérienne a été analysée directement à une longueur de 600 nm. La teneur en
ammonium a été lue après ajout de trois réactifs selon l’ordre suivant: 3 gouttes du minéral
stabilisateur +3 gouttes de polyvinyle d’alcool + 1 mL de Nessler. Les valeurs de
concentrations en ammonium ont été obtenues à une longueur d’onde de 380 nm. Enfin, les
niveaux de KCN et de K3Fe(CN)6 ont été déterminés à une longueur d’onde de 612 nm après
réaction avec les mêmes réactifs que précédemment mais à un temps d’attente de 30 mn. Il
convient de noter que tous ces paramètres ont été analysés à des intervalles réguliers de 2
heures.

Pour le traitement des données et des résultats, plusieurs logiciels ont été utilisés. Il s’agit de:
 Excel 2013: calcul des teneurs en cyanure, ammonium, densité optique, rendements
 Origin6: tracé des graphes de biodégradation
 Arcview 3.2: cartographie des concentrations en cyanure.
CHAPITRE 3: RÉSULTATS ET DISCUSSION
1. Analyse des échantillons
1.1. Concentration en cyanure dans les eaux
La Figure 7 ci-dessous présente les niveaux de cyanure dans les échantillons d’eau du site.
Soulignons que la plupart des échantillons d’eau prélevée ont un pH acide. 88,24 % ont un pH
< 7 et 11,76 % ont un pH > 7. Cette tendance confirme les résultats des travaux de Garcia et
al., ( 2012), qui suggèrent que les pH sont plus élevés en saison sèche qu’en saison de pluies
suite à une augmentation des précipitations.
Figure 7: concentration en cyanure dans les échantillons d’eaux.
Après analyse des échantillons et dosage du cyanure, il ressort qu’aucun échantillon d’eau sur
les 17 prélevés n’a présenté une concentration en cyanure libre supérieure à la norme
OMS/BF qui est de 0,07 mg/L (Annexe 2). La plus forte teneur en cyanure libre est de 0,046
mg/L au point E2 qui est un bassin de cyanuration. Ceci s’expliquerait par le fait que les
activités de concentration et de récupération de l’or génèrent continuellement du cyanure et
contribuent à augmenter sa teneur à cet endroit (Environnement Canada, 1997). La plus faible
teneur de 0,002 mg/L a été observée en E5, E14 et E15, qui sont des eaux des rivières et d’un

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