3. III
Résumé
L’obésité se caractérise par un excès de masse adipeuse corporelle. Elle est due à un
déséquilibre de la balance énergétique qui dépend de l’apport énergétique et les dépenses
énergétiques, notamment via la thermogenèse du tissu adipeux brun (brown adipose tissue —
BAT). Le BAT est sous l’influence de différents systèmes de neurotransmetteurs au sein du
système nerveux central et en particulier au niveau de l’hypothalamus par le système
mélanocortines (SM). Cependant, le rôle du SM dans l’hypothalamus sur le contrôle du BAT
reste à éclaircir. Les travaux présentés dans cette thèse visaient à i) montrer que le noyau
paraventriculaire de l’hypothalamus (PVH) est au centre de la modulation des effets du SM sur la
thermogenèse du BAT par le système endocannabinoïde (SE) et ii) mettre en évidence que le
noyau préoptique médial (MPO) est un site d’activation de la thermogenèse par les
mélanocortines dépendant d’un relais dans le noyau dorsomédian de l’hypothalamus (DMH).
Nous avons observé que l’injection intra-cérébro-ventriculaire de MTII, un agoniste des
récepteurs aux mélanocortines, augmente la dépense énergétique via la thermogenèse du BAT.
D’autre part, les effets du MTII sur le BAT sont inhibés ou partiellement potentialisés par
l’injection respective d’un agoniste (Δ9
-THC) ou d’un antagoniste (AM251) du SE. Par la suite,
nous avons mis en évidence que ces observations font intervenir spécifiquement le récepteur aux
mélanocortines 4 et le récepteur aux cannabinoïdes de type 1. Enfin, notre étude a montré que des
neurones du PVH co-expriment ces deux récepteurs et que les effets sur la thermogenèse de
l’injection de MTII dans le PVH, sont totalement inhibés par l’administration de Δ9
-THC dans le
4éme
ventricule, suggérant donc, que la modulation du SM par le SE a lieu au sein de neurones du
PVH projetant vers la moëlle épinière. D’autre part, l’injection de MTII dans le MPO stimule la
thermogenèse du BAT. Toutefois, des lésions du DMH causées par l’acide kaïnique inhibent les
effets du MTII. De plus, l’expression de gènes impliqués dans le métabolisme du tissu adipeux
blanc inguinal est stimulée par le MTII, mais seulement chez les rats lésés. Ces résultats
permettent donc d’établir que le duo MPO-DMH est une cible importante dans la modulation de
l’homéostasie énergétique par les mélanocortines. L’ensemble de ces résultats montre le rôle
majeur du SM au sein de l’hypothalamus dans le contrôle de l’activité thermogène du BAT.
Cependant, la compréhension des réseaux neuronaux impliquant le SM et ses co-régulateurs reste
à éclaircir avant d’envisager un traitement thérapeutique de l’obésité via le SM.
4.
5. V
Abstract
Obesity is characterized by an adiposity excess. It is due to an imbalance between energy
intake and energy expenditure, which includes a few components including brown adipose tissue
(BAT) thermogenesis. BAT is controlled by different neuronal systems of the central nervous
system, including the melanocortin system (MS). However, the role of the hypothalamic
melanocortin system in the control of BAT thermogeneis remains unclear. The studies presented
in this thesis were designed to study i) that the paraventricular nucleus of the hypothalamus
(PVH) is central for modulating the effects of MS on BAT thermogenesis by the
endocannabinoid system (ES) and ii) to highlight the influence of the medial preoptic nucleus
(MPO) as a site of the thermogenic action of MS and exploring the role played by the
dorsomedial nucleus of the hypothalamus (DMH) in this action.
We observed that intracerebroventricular (i.c.v) injection of melanocotin II (MTII), a
melanocortin receptor agonist, increased energy expenditure through BAT thermogenesis. The
MTII effects on BAT were inhibited or partially potentiated by an injection of ES agonist (Δ9-
THC) or antagonist (AM251) respectively. Subsequently, we demonstrated that the melanocortin
4 receptor and the cannabinoid receptor type 1 were specifically involved in these observations.
Finally, our study showed that PVH neurons co-expressed both these receptors and the effects on
thermogenesis of the MTII injection into the PVH were completely inhibited by the
administration of Δ9-THC in the 4th
ventricle, suggesting that the modulation of MS by the ES
occurred through PVH neurons projecting to the spinal cord. On the other hand, the injection of
MTII in MPO stimulated BAT thermogenesis. Nonetheless, DMH lesions caused by kainic acid
inhibited the effects of MTII. Furthermore, the gene expression involved in inguinal white
adipose tissue metabolism were stimulated by MTII, but only in lesioned rats. These results
indicate that the MPO-DMH duet is an important target in the modulation of energy homeostasis
by the melanocortins. All of these results show the major role of MS within the hypothalamus in
the control of BAT thermogenic activity. However, understanding of neural networks involving
the MS and its co-regulators remains to be clarified before considering therapeutic treatment of
obesity through the activation of MS.
6.
7. VII
Tables des matières
RESUME
.......................................................................................................................................................
III
ABSTRACT
....................................................................................................................................................
V
TABLES
DES
MATIERES
........................................................................................................................
VII
LISTE
DES
TABLEAUX
..............................................................................................................................
XI
LISTE
DES
FIGURES
...............................................................................................................................
XIII
LISTE
DES
ABREVIATIONS
...................................................................................................................
XV
REMERCIEMENTS
...................................................................................................................................
XXI
AVANT-‐PROPOS
..................................................................................................................................
XXIII
INTRODUCTION
..........................................................................................................................................
1
1
LA
REGULATION
DE
L’HOMEOSTASIE
ENERGETIQUE.
......................................................................................
5
1.1
Les
signaux
périphériques
régulant
l’homéostasie
énergétique.
.............................................
6
1.1.1
Les
signaux
sensoriels
et
la
phase
céphalique.
.........................................................................................................
8
1.1.2
L’effet
des
signaux
digestifs
et
des
métabolites
sur
la
prise
alimentaire.
.....................................................
8
1.1.2.1
Les
signaux
gastro-‐intestinaux.
.............................................................................................................................
9
1.1.2.2
L’effet
des
métabolites.
..........................................................................................................................................
11
1.1.3
Les
signaux
postprandiaux.
............................................................................................................................................
13
1.1.3.1
L’insuline.
.....................................................................................................................................................................
13
1.1.3.2
La
leptine.
....................................................................................................................................................................
14
1.2
La
régulation
centrale
de
l’homéostasie
énergétique.
...............................................................
15
1.2.1
Le
rôle
de
l’hypothalamus
dans
l’homéostasie
énergétique.
...........................................................................
15
1.2.1.1
Les
neurones
de
premier
ordre
du
noyau
arqué.
.......................................................................................
17
1.2.1.2
Les
neurones
de
second
ordre.
...........................................................................................................................
21
1.2.2
Le
rôle
du
NTS
dans
la
régulation
de
l’homéostasie.
..........................................................................................
23
1.2.2.1
Le
NTS
est
le
centre
de
l’activité
du
SNA.
.......................................................................................................
24
1.2.2.2
Les
interactions
du
NTS
et
de
l’hypothalamus
dans
la
régulation
de
l’homéostasie.
.................
24
2
LA
THERMOGENESE
DU
TISSU
ADIPEUX
BRUN.
..............................................................................................
27
2.1
Le
tissu
adipeux
brun.
...............................................................................................................................
28
2.1.1
Les
caractéristiques
du
tissu
adipeux
brun.
...........................................................................................................
28
2.1.1.1
Origine
et
développement
du
tissu
adipeux
brun.
.....................................................................................
28
2.1.1.2
Localisation
du
tissu
adipeux
brun
chez
le
rat
et
l’homme.
...................................................................
31
2.1.1.3
Le
secrétome
du
tissu
adipeux
brun.
...............................................................................................................
31
2.1.1.4
Les
adipocytes
beiges.
............................................................................................................................................
33
2.1.1.5
La
lipogenèse
et
la
lipolyse
une
compétence
commune
à
tous
les
adipocytes.
.............................
33
8. VIII
2.1.2
Les
mécanismes
cellulaires
permettant
la
production
de
chaleur.
..............................................................
35
2.1.2.1
L’activation
de
l’adipocyte
brun
:
la
cascade
adrénergique.
..................................................................
35
2.1.2.2
Les
mécanismes
de
l’activité
thermogène.
....................................................................................................
38
2.1.2.3
Les
mécanismes
de
la
capacité
thermogène.
................................................................................................
39
2.1.2.4
Les
facteurs
endocriniens
périphériques
influençant
l’adipocyte
brun.
..........................................
40
2.2
Le
contrôle
central
de
l’activité
thermogène
du
tissu
adipeux
brun.
..................................
42
2.2.1
Le
contrôle
central
du
tissu
adipeux
brun
lors
de
la
thermorégulation.
....................................................
42
2.2.1.1
Les
afférences
de
la
perception
thermique
cutanée
et
centrale.
.........................................................
43
2.2.1.2
Les
mécanismes
hypothalamiques
impliqués
dans
le
contrôle
du
BAT.
..........................................
45
2.2.1.3
Le
système
nerveux
sympathique.
....................................................................................................................
48
2.2.2
Les
autres
mécanismes
impliqués
dans
le
contrôle
central
de
l’activité
du
iBAT.
.................................
50
2.2.2.1
Rythme
ultradien
et
stress
:
rôle
de
l’orexine.
.............................................................................................
50
2.2.2.2
La
fièvre.
.......................................................................................................................................................................
51
2.2.2.3
L’hypoglycémie
.........................................................................................................................................................
52
2.2.2.4
L’hypoxie.
.....................................................................................................................................................................
52
3
IMPLICATION
DU
SYSTEME
MELANOCORTINE
DANS
LA
REGULATION
DE
L’HOMEOSTASIE
ENERGETIQUE
:
SON
ROLE
DANS
LA
THERMOGENESE.
......................................................................................................
55
3.1
Le
système
mélanocortine.
.....................................................................................................................
55
3.1.1
Ses
principaux
acteurs.
....................................................................................................................................................
55
3.1.1.1
Localisation
et
synthèse
des
ligands
endogènes.
.......................................................................................
55
3.1.1.2
Localisation
et
fonction
des
récepteurs.
.........................................................................................................
56
3.1.2
Ses
partenaires
dans
le
contrôle
de
la
prise
alimentaire.
.................................................................................
58
3.1.2.1
L’effet
de
la
leptine
et
de
l’insuline
sur
l’expression
de
la
POMC.
.......................................................
58
3.1.2.2
Les
endocannabïnoides.
........................................................................................................................................
59
3.2
La
thermogenèse
induite
par
l’alimentation
.................................................................................
60
3.3
La
mise
en
évidence
de
l’implication
du
système
mélanocortine
dans
le
contrôle
de
la
thermogenèse.
......................................................................................................................................................................
61
3.3.1
Les
évidences
génétiques
................................................................................................................................................
62
3.3.2
Les
évidences
pharmacologiques.
...............................................................................................................................
62
3.3.3
Les
évidences
anatomo-‐fonctionnelles.
....................................................................................................................
63
PROBLEMATIQUE
ET
OBJECTIFS
GENERAUX
DES
TRAVAUX.
...................................................
67
Problématique.
........................................................................................................................................................................
69
Objectifs
généraux
des
travaux.
.......................................................................................................................................
71
Objectifs
spécifiques.
............................................................................................................................................................
71
CHAPITRE
1
...............................................................................................................................................
73
THE
CANNABINOID
RECEPTOR
1
IS
INVOLVED
IN
THERMOGENESIS
INDUCED
BY
THE
BRAIN
STIMULATION
OF
THE
MELANOCORTIN-‐4
RECEPTOR
IN
MALE
RATS.
..............................
75
9. IX
Résumé
.......................................................................................................................................................................................
77
Abstract
......................................................................................................................................................................................
79
Introduction
.............................................................................................................................................................................
81
Research
Design
and
Methods
.........................................................................................................................................
83
Results
.........................................................................................................................................................................................
91
Discussion
.................................................................................................................................................................................
93
Acknowledgements
...............................................................................................................................................................
95
References
.................................................................................................................................................................................
97
Tables
........................................................................................................................................................................................
103
Figure
Legends
......................................................................................................................................................................
105
Figures
......................................................................................................................................................................................
109
CHAPITRE
2
............................................................................................................................................
117
THE
MEDIAL
PREOPTIC
NUCLEUS
AS
A
SITE
OF
THE
THERMOGENIC
AND
METABOLIC
ACTIONS
OF
MELANOTAN
II
IN
MALE
RATS.
...........................................................................................
119
Résumé
.....................................................................................................................................................................................
121
Abstract
....................................................................................................................................................................................
123
Introduction
...........................................................................................................................................................................
125
Research
Design
and
Methods
.......................................................................................................................................
127
Results
.......................................................................................................................................................................................
131
Discussion
...............................................................................................................................................................................
133
Acknowledgements
.............................................................................................................................................................
137
References
...............................................................................................................................................................................
139
Tables
........................................................................................................................................................................................
143
Figure
Legends
......................................................................................................................................................................
145
Figures
......................................................................................................................................................................................
147
DISCUSSION
GENERALE,
PERSPECTIVES
DE
RECHERCHE
ET
CONCLUSION.
.....................
151
Chapitre
1
................................................................................................................................................................................
153
Chapitre
2
................................................................................................................................................................................
157
Perceptives
de
recherche
et
conclusion
.....................................................................................................................
161
REFERENCES.
..........................................................................................................................................
165
10.
11. XI
Liste des tableaux
Introduction.
Tableau 1: Principaux facteurs hypothalamiques impliqués dans la régulation de l’homéostasie
énergétique. ............................................................................................................................18
Tableau 2: Résumé des principales fonctions, sites d’expression et de l’affinité des ligands pour
les récepteurs aux mélanocortines..........................................................................................57
Chapitre 1.
Table 1: qPCR gene information..................................................................................................103
Table 2: probes characterizations.................................................................................................103
Chapitre 2.
Table 1: qPCR gene information..................................................................................................143
Table 2: Effects of MTII infusion in MPO on blood variation of insulin, NEFA and triglycerides
in DMH-lesioned rats...........................................................................................................144
12.
13. XIII
Liste des Figures
Introduction.
Figure 1: Régulation de l’homéostasie énergétique. ........................................................................6
Figure 2: Représentation spatiotemporelle des différentes phases d’un cycle de prise alimentaire.6
Figure 3: Modèle d’intégration des signaux d'adiposité et de satiété...............................................7
Figure 4: Section sagittale du cerveau de rat montrant l'emplacement de l'hypothalamus............16
Figure 5: Représentation tridimensionnelle de l'hémisphère droit de l'hypothalamus du rat. .......16
Figure 6: La régulation centrale de la balance énergétique............................................................26
Figure 7: Representation schématique de la différenciation des adipocytes..................................30
Figure 8: Localisation du tissu adipeux brun chez le rat et l’homme. ...........................................33
Figure 9: L’activation de l’adipocyte brun.....................................................................................36
Figure 10: Représentation de la circuiterie neuronale contrôlant l’activité du iBAT. ...................42
Chapitre 1.
Figure 1: Experimental protocol. .................................................................................................109
Figure 2: Effects of Δ9
-THC and AM251 on the MTII effects on whole body thermogenesis..110
Figure 3: Effects of Δ9
-THC and AM251 on the MTII effects on iBAT thermogenesis, whole
body thermogenesis and metabolic activity. ........................................................................111
Figure 4: Effects of Δ9
-THC and AM251 on the MTII effects on iBAT gene expression.........112
Figure 5: Effect of HS024 or Δ9
-THC and AM251 on the MTII effects on iBAT thermogenesis,
whole body thermogenesis and metabolic activity. .............................................................113
14. XIV
Figure 6: Colocalization of MC4R with CB1 and VGLUT2 mRNA in the PVH. ......................114
Figure 7: Effect of Δ9
-THC on the PVH MTII infusion effect on iBAT thermogenic activity and
capacity.................................................................................................................................115
Chapitre 2.
Figure 1: Histological verification. ..............................................................................................147
Figure 2: Effects of the MPO infusion of MTII in Sham- and DMH-lesioned rats on iBAT and
whole body thermogenesis...................................................................................................148
Figure 3: Effects of the MPO infusion of MTII on iBAT, iWAT, liver and heart metabolic
activity in Sham- and DMH-lesioned rats............................................................................149
Figure 4: Effects of the MPO infusion of MTII on iBAT and iWAT gene expression in Sham-
and DMH-lesioned rats. .......................................................................................................150
15. XV
Liste des abréviations
Abréviation Définition
2-AG 2-Arachidonylglycerol
α-MSH Alpha-melanocyte-stimulating hormone
β-MSH Beta-melanocyte-stimulating hormone
γ-MSH Gamma-melanocyte-stimulating hormone
Δ9
-THC Delta-9-tetrahydrocannabinol
ACC Acétyl-coenzyme A carboxylase
aCSF Artificial cerebrospinal fluid
ACTH Adrénocorticotrophine
ADRB3 Récepteur β-3 adrénergique
ADP Adénosine diphosphate
AEA Anandamide
AGL Acides gras libres
AGLC-
AGL à longue chaine chargée négativement
AGPAT Acylglycérol-phosphate acyltransférase
AgRP Agouti-releated peptide
ALP Acide lysophosphatidique
AMPc Adénosine monophosphate cyclique
ANP Atrial natriuretic peptide
AP Area postrema
APp Acide phosphatidique
ARC Noyau arqué de l’hypothalamus
ARN Acide ribonucléique
16. XVI
ARNm ARN messager
ATF2 Activating-transcription factor-2
ATGL Lipase des TG du tissu adipeux
ATP Adénosine triphosphate
BAT Tissu adipeux brun
BDNF Brain-derived neurotrophic factor
BMP-7 Bone morphogenetic protein-7
BMP-8b Bone morphogenetic protein-8b
BNP Brain-derived natriuretic peptide
C/EBPβ CCAAT/enhancer-binding protein-β
CART Cocaine- and amphetamine- regulated transcript
CB1 Récepteur aux cannabinoïdes de type 1
CCK Cholécystokinine
CNP C-type natriuretic peptide
CPT1β Carnitine palmitoyl transférase 1β
CRE cAMP response element
CRH Corticotropin-releasing hormone
DG Diglycéride
DGAT Diacylglycérol acyltransférase
DIO2 Deiodinase iodothyronine 2
DMH Noyau dorsomédian de l’hypothalamus
DPP-4 Dipeptidyl-peptidase 4
En1 Engrailed-1
EP3-R Récepteur 3 aux prostaglandines E
17. XVII
FADH2 Flavine adénine dinucléotide H2
FAS Acides gras synthetase
FATP1 Protéine transporteuse d’acide gras 1
FDG Fluoro-deoxyglucose
FGF-2 Fibroblast growth factor-2
FGF-21 Fibroblast growth factor-21
FOXC2 Forkhead box C2
FOXO1 Forkhead box containing protein 1
G3P Glycerol-3-phosphate
GHS-R Récepteur de la ghréline
GLP-1 Glucagon-like peptide 1
GLUT4 Transporteur au glucose de type 4
GPAT Glycérol-phosphate acyltransférase
H+
Protons
HSL Lipase sensible aux hormones
iBAT BAT interscapulaire
i.c.v. Intra-cérébro-ventriculaire
IGF-1 Insulin-like growth factor-1
IL-6 Interleukine-6
IML Colonne intermediolatérale de la moelle épinière
INS-R Récepteur de l’insuline
Jak2 Janus kinase 2
L-PGDS Lipocalin prostaglandin D synthase
LCR Liquide céphalorachidien
19. XIX
PBLle PBL latéral externe
PC Pro-hormones convertases
PGC1α PPAR-γ co-activator 1α
PGE2 Prostaglandine
PKA Protéine kinase A
PLA2 Phospholipase A2
PI3K Phosphatidylinositol-3-kinase
PNs Peptides natriurétiques
POMC Pro-opiomélanocortine
PP Polypeptide pancréatique
PPAR-γ Peroxisome-proliferator-activated receptor-γ
PPRE PPAR response element
pRB Retinoblastoma protein
PRDM16 PRD1-BF1-RIZ1 homologous domain-containing-16
pSTAT-3 Phosphorylated signal transducer and activator of transcription 3
PVH Noyau paraventriculaire de l’hypothalamus
PYY Peptide YY
PYY (1-36) Peptide YY (1-36)
PYY (3-36) Peptide YY (3-36)
RARE Retinoic acid response elements
RBP-4 Retinol-binding protein-4
RIP40 Receptor-interacting protein 140
RPa Noyau du raphé pallidus
RPar RPa rostral
20. XX
SNA Système nerveux autonome
SNC Système nerveux central
SNS Système nerveux sympathique
T3 Triiodothyronine
T4 Thyroxine
TEP Tomographie par émission de positrons
TG Triglycéride
TIA Thermogenèse induite par l’alimentation
TRE Thyroid response element
TRH Thyrotropin-releasing hormone
TRP Transient receptor potential family of cation channels
UCP-1 Uncoupling protein 1
VEGF-A Vascular endothelial growth factor-A
VMH Noyau ventromédian de l’hypothalamus
Y1 Récepteurs du NPY de types 1
Y2 Récepteurs du NPY de types 2
Y5 Récepteurs du NPY de types 5
21. XXI
Remerciements
Je tiens tous d’abord à remercier mon directeur de recherche, le professeur Denis Richard
pour m’avoir accueilli au sein de son équipe de recherche et soutenu lors de mes années d’études
doctorales. J’ai beaucoup apprécié son encadrement bienveillant ainsi que la confiance qu’il m’a
accordée lors de la réalisation de mes travaux. Enfin je le remercie pour ces paroles stimulantes
qui surent m’amener au bout de mon aventure doctorale ; il restera un modèle d’engagement et
d’éthique scientifique.
Je remercie sincèrement le Dr Elena Timofeeva, le Dr David Saint-Pierre et le Dr Yves
Deshaies d’avoir accepté d’examiner cette thèse et de siéger parmi les membres du jury.
J’aimerais remercier particulièrement le Dr Elena Timofeeva pour son soutien et ses conseils lors
de mes travaux et le Dr Yves Deshaies pour ces conseils et son soutien dans mes choix d’avenir
mais aussi pour nos quelques discussions fortement inspirantes sur la place et le rôle d’un
scientifique dans notre société.
Je tiens aussi à remercier chaleureusement et amicalement tous les membres des équipes du
Dr Yves Deshaies, Dr Mathieu Laplante, Dr Fréderic Picard, Dr Elena Timofeeva et Dr Denis
Richard avec qui j’ai eu le grand plaisir de travailler. J’aimerais remercier Julie Plamondon,
Marie Claude Roy, Pierre Samson et Yves Gélinas pour leur soutien et leurs conseils dans mon
travail au laboratoire, pour leur générosité, pour leur accueil et de m’avoir offert leur amitié. Je
remercie aussi Cynthia Bouchard et Audrey Chalifoux pour leur aide à l’animalerie et leurs
sourires. Un grand merci à Annie Moreau pour sa disponibilité et son assistance. J’aimerais par la
suite remercier mes collègues et amis étudiants, à commencer par Alexandre Caron, le Dr
Sébastien Labbé, le Dr Pierre-Gilles Blanchard pour leur aide et leurs précieux conseils. Enfin
pour finir la section collègues de travail, je souhaite remercier plus qu’un collègue, un ami, le Dr
Damien Lanfray, qui m’a apporté son aide et son soutien dans la rédaction de ce manuscrit et
avec qui j’ai partagé en compagnie d’Émilie sa conjointe de nombreux bons moments et bons
repas qui vont me manquer. Merci à vous deux.
Je tiens à remercier mes amis dont certains sont mentionnés ci-dessus et ma famille.
J’exprime toute ma gratitude à mes parents, ma mère et Yann qui m’ont encouragé tout au long
de mes études et de cette aventure. Merci à Estelle et Nicolas qui nous ont permis ces moments
22. XXII
de détente nécessaire à l’accomplissement d’un doctorat. Enfin, je remercie Agathe ma conjointe,
le mot est faible et je n’aurais pas assez de mots pour lui témoigner toute ma reconnaissance et
mon amour pour être présente à mes cotés. Sans elle rien n’aurait été possible.
Je dédie cette thèse à mon grand-père et ma grand-mère disparus pendant la réalisation de
celle-ci.
23. XXIII
Avant-propos
Le dépôt de cette thèse à la Faculté des études supérieures et postdoctorales de l’Université
Laval signifie l’évaluation finale en vue de l’obtention du grade de Philosophae doctor ès
Sciences (Ph.D.). Ce manuscrit vise à montrer l’implication du système mélanocortine dans le
contrôle central de l’activité thermogène du tissu adipeux brun. La première section de cet
ouvrage est constituée d’une introduction générale rédigée en français abordant les
caractéristiques du système mélanocortine et des ses partenaires neuronaux impliqués dans la
régulation de la balance énergétique, ainsi que l’innervation sympathique et les caractéristiques
du tissu adipeux brun. Les chapitres 1 et 2 constituent la seconde section, celle-ci s’intéresse aux
travaux dans le domaine sus-cité que j’ai réalisés au cours de ces dernières années dans le
laboratoire de Dr Denis Richard. Étant déjà soumis dans des journaux scientifiques spécialisés
dans le domaine des neurosciences et de la physiologie, ces chapitres prennent la forme d’articles
scientifiques rédigés en langue anglaise, conformément aux exigences éditoriales. La dernière
section de cette thèse discute des résultats, dans le but de démontrer leur nouveauté, leur
pertinence et de proposer de nouvelles orientations de recherche susceptibles de contribuer à
l’avancement des connaissances dans le domaine de la neurobiologie de l’obésité.
Articles présentés
Lors de mon séjour dans le laboratoire du Dr Denis Richard, j’ai eu la chance et le plaisir
d’être sollicité pour contribuer aux travaux de quelques étudiants-chercheurs de talent. Ces
collaborations avec mes collègues ont abouti à la parution de nombreux articles dans des
journaux à fort impact, en plus de diversifier les champs de compétences de chacun d’entre nous.
Cependant, les articles formant le cœur de cette thèse et présentés ici sont l’expression des projets
de recherche pour lesquels j’ai oeuvré à la direction des travaux, de la planification initiale des
hypothèses de travail et des expérimentations à la rédaction, en passant par la mise au point des
protocoles.
La liste des articles qui suit retranscrit mes activités de recherche lors de mes études
doctorales. Les études précédées d'un astérisque et en caractère gras sont celles qui ont été
insérées dans cet ouvrage, elles sont accompagnées d’un avant-propos spécifique aux travaux
qu’elles détaillent.
24. XXIV
Lanfray, D., Arthaud, S., Ouellet, J., Compère, V., Do Rego, J.-L., Leprince, J.,
Lefranc, B., Castel, H., Bouchard, C., Monge-Roffarello, B., Richard, D., pelletier, G.,
Vaudry, H., Tonon, M-C., Morin, F. (2013). Gliotransmission and Brain Glucose-Sensing:
Critical Role of Endozepines. Diabetes. 62(3):801-10
Lopez, C.A., Guesdon, B., Baraboi, E.-D., Roffarello, B.M., Hétu, M., and Richard,
D. (2011). Involvement of the opioid system in the orexigenic and hedonic effects of
melanin-concentrating hormone. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 301, R1105–
11.
Richard, D., Monge-Roffarello, B., Chechi, K., Labbé, S.M., and Turcotte, E.E.
(2012). Control and physiological determinants of sympathetically mediated brown adipose
tissue thermogenesis. Front Endocrinol (Lausanne) 3, 36.
* Monge-Roffarello, B.*, Labbe, S.M.*, Roy, M-C., Lemay, M-L., Coneggo, E., Sanson,
P., Lanfray, D., Richard D. (2014). The cannabinoid receptor 1 is involved in thermogenesis
induced by the brain stimulation of the melanocortin-4 receptor in male rats.
Endocrinology. 155(9): 3448-58.
Les travaux présentés dans ce premier chapitre sont le fruit d’une collaboration de
nombreux membres de l’équipe du Dr Richard : Dr Sébastien M. Labbé (stagiaire postdoctoral),
Marie-Claude Roy (M. Sc., Assistante de recherche), Marie-Laurence Lemay (stagiaire d’été,
étudiante en pharmacologie à l’université Laval), Estelle Coneggo (Stage de fin d’étude,
Étudiante à l’école d’ingénieur polytech de l’université de Nice Sophia Antipolis) et le Dr
Damien Lanfray (Stagiaire postdoctoral). Estelle Coneggo a participé aux expériences
d’injections chroniques, ainsi qu’au soin des animaux de laboratoire nécessaires à ces
expériences. Marie-Laurence Lemay a assuré la préparation logistique et le soin des animaux de
laboratoire nécessaires aux expériences de mesure de température du iBAT et injection de traceur
radioactif. Marie-Claude Roy a apporté sa précieuse aide lors du sacrifice des animaux de
25. XXV
laboratoire et à la lyse des tissus dans le cadre des mesures de captage de C14
-bromopalmitate et
de H3
-deoxyglucose. Le Dr Damien Lanfray a participé à la lyse des tissus dans le cadre des
mesures de captage de C14
-bromopalmitate et de H3
-deoxyglucose, mais a surtout partagé son
savoir-faire dans la quantification d’ARNm. Enfin, le Dr Sébastien M. Labbé c’est très
activement impliqué dans les expériences de mesure de température du iBAT ; il a aussi apporté
son expertise lors des injections de traceurs radioactifs et m’a conseillé tout au long des travaux.
Personnellement, ma participation s’est échelonnée tout au long du projet. J’ai participé à
sa conceptualisation avec le Dr Richard, réalisé les chirurgies stéréotaxiques et les injections
centrales. J’ai aussi eu à développer et mettre au point une méthode fiable afin de mesurer la
température du iBAT, ainsi que des procédures d’hybridation in situ couplées à une
immunohistochimie. Enfin, j’ai participé à l’ensemble des mesures effectuées, à la compilation, à
l’analyse des résultats, et finalement à la rédaction du manuscrit. Les Drs Richard et Labbé m’ont
ensuite fait part de leurs corrections qui ont grandement amélioré le manuscrit, qui a été soumis
en décembre 2013 à la revue Endocrinology. La révision de l’article qui a surtout consisté à
retirer les éléments portant sur la colocalisation de MC4R et de CB1 dans le PVH.
* Monge-Roffarello, B., Labbe, S.M., Lenglos, C., Caron, A., Lanfray, D., Samson, P.,
Richard D. (2014). The medial preoptic nucleus as a site of the thermogenic and metabolic
actions of Melanotan II in male rats. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 307(2):
R158-66.
Les travaux présentés dans ce second chapitre sont le fruit d’une collaboration de nombreux
membres de l’équipe du Dr Richard : le Dr Sébastien M. Labbé (stagiaire postdoctoral), Mr
Alexandre Caron (étudiant au doctorat), le Dr Damien Lanfray (Stagiaire postdoctoral) et Mr
Pierre Samson (professionnel de recherche). Mr Pierre Samson a participé à l’étalonnage et à
l’entretien du système permettant d’évaluer la quantité de CO2 exhalée par les animaux lors des
expériences de mesure de température du iBAT et d’injection de traceur radioactif. Le Dr Damien
Lanfray a apporté sa précieuse aide lors de la lyse des tissus dans le cadre des mesures de captage
de 14
C-bromopalmitate et de 3
H-deoxyglucose, mais a surtout partagé son savoir faire dans la
quantification des ARNm.
26. XXVI
Personnellement, ma participation s’est échelonnée toute au long du projet. J’ai participé à
sa conceptualisation avec le Dr Richard, réalisé les chirurgies stéréotaxiques et les injections
centrales. J’ai utilisé mes connaissances acquises lors des études réalisées dans le chapitre 1 pour
réaliser l’ensemble des procédures expérimentales chez l’animal de manière autonome. Enfin, j’ai
participé à l’ensemble des mesures effectuées, à la compilation et à l’analyse des résultats, et
finalement à la rédaction du manuscrit dont Mr Alexandre Caron a effectué des relectures qui ont
amélioré la qualité de l’anglais. Par la suite, les Dr Richard et Labbé m’ont fait part de leurs
corrections qui ont grandement amélioré le manuscrit, qui a été soumis en février dernier à la
revue American Journal of Physiology⎯Regulatory, Integrative and Comparative Physiology.
La révision de l’article a consisté à améliorer la figure 1 en ajoutant un gradient de couleur
permettant d’évaluer l’effet de chacun des sites d’injections de Mélanotane II sur l’élévation de la
température du tissu adipeux brun.
29. 3
L’obésité est définie par un excès de tissu adipeux blanc. Elle a pour origine une
dérégulation à long terme du bilan d’énergie et a des conséquences majeures sur la santé des
sujets atteints. L’obésité a pris une dimension pandémique au cours des 40 dernières années. En
effet, dans les années 70 la prévalence de l’obésité était de 10% au Canada pour atteindre 26% en
2010, une augmentation qui a des conséquences importantes sur la mortalité précoce (environ
20% des cas sont imputables à l’obésité des sujets) et les hospitalisations. Effectivement,
certaines pathologies sont reconnues comme étant une conséquence directe de l’obésité. Parmi
celles-ci, on compte environ 70 % des cas de diabète de type 2, 25 % des cas d’ostéoarthrite, 18
% des cancers colorectaux et 12 % des cas de dépression (Janssen, 2013).
L’augmentation de la prévalence de l’obésité a des conséquences économiques direct et
indirect important. En effet, les patients obèses sont souvent atteints de complications générées
par les facteurs de comorbidités associés aux pathologies citées précédemment, avec pour
conséquence 3,9 milliards de dollars de dépense dans les soins de santé directs en 2006 pour les
hospitalisations, les médicaments, les visites chez le médecin et les services d’urgences. De plus,
Il faut ajouter 3,2 milliards de dollars de coûts indirects reliés à l’incapacité et à la perte de
productivité en raison de la maladie ou de décès prématurés.
Dans ce contexte, l’amélioration du niveau de compréhension des mécanismes qui
aboutissent à la dérégulation du bilan d’énergie apparaît primordiale. La question des
mécanismes contrôlant la prise alimentaire a été largement discutée. Or, celle ayant attrait à la
dépense énergétique fut peu étudiée jusqu'à la mise en évidence de la présence du tissu adipeux
brun (Brown Adipose Tissue — BAT) fonctionnel chez l’adulte, celui-ci participant la
thermogenèse et donc la dépense d’énergie. Il apparaît donc qu’une meilleure compréhension des
mécanismes centraux contrôlant le BAT représente une nouvelle voie de recherche majeure dans
la lutte contre l’obésité.
L’introduction générale de cette thèse se propose donc de s’intéresser à la régulation du bilan
d’énergie, et plus particulièrement au contrôle des deux principaux acteurs qui y participent, la
prise alimentaire et la thermogenèse. Dans les lignes qui vont suivre, nous allons aborder la
régulation du bilan d’énergie, puis nous mettrons l’emphase sur le BAT principal effecteur de la
thermogenèse et son contrôle central lui permettant d’assurer cette fonction. Enfin, nous
détaillerons l’importance du système mélanocortine dans le contrôle de la thermogenèse.
30.
31. 5
1 La régulation de l’homéostasie énergétique.
L’homéostasie énergétique de l’organisme est finement régulée par le contrôle des apports
et de la dépense énergétique. La prise alimentaire constitue l’unique composante de l’apport
exogène tandis que la dépense énergétique correspond à la somme des dépenses liées aux
métabolisme basal, à l’activité physique volontaire et à la thermogenèse (Richard, 2007). Le bilan
énergétique de l’organisme correspond à la différence entre l’apport et la dépense d’énergie.
Ainsi, dans des conditions d’homéostasie énergétique, cette valeur est égale à zéro, on parle alors
de bilan d’énergie nul. Lorsque le bilan d’énergie est positif, c’est-à-dire que l’apport est
supérieur à la dépense énergétique, l’excès calorique est alors stocké sous forme de graisse. Afin
d’éviter l’accumulation excessive de tissu adipeux, des signaux provenant de la périphérie vont
informer le système nerveux central (SNC) du bilan d’énergie et de l’état des réserves de
l’organisme. Par la suite, le SNC et plus particulièrement l’hypothalamus via des neuropeptides
anaboliques et cataboliques ajuste l’apport en énergie. Parallèlement, le système de récompense
réduit la satiété, alors que le système nerveux sympathique (SNS) stimule la thermogenèse, Ainsi,
la complémentarité de ces systèmes permet une régulation fine du poids corporel (Figure 1.).
(tractus((
gastro+intes/nal)(
Ghréline,(GLP+1(
(pancréas,((
Tissu(adipeux)((
Insuline,(lep/ne((
Réserves d’énergie (graisse)
Prise
alimentaire
Anabolique catabolique
NPY(
AgRP(
MCH(
Endocannabïnoides(
α+MSH(
CART(
CRH,(TRH(
Sérotonine((
Cerveau
Hypothalamus
Système de la récompense
Complexe dorso-vagal
(
Environnement
Production
de chaleur
gas (
Gh ( (Gh ( (
R
chale
g (g (
re
g (g (
Pro
dede
SNS(
Thermogénèse((
(BAT,(UCP+1)(
32. 6
Figure 1: Régulation de l’homéostasie énergétique.
Abréviations : α-MSH, Alpha-Melanocyte-Stimulating Hormone; AgRP, Agouti-Releated Peptide;
BAT, tissu adipeux brun; CART, Cocaine- and Amphetamine-Regulated Transcript; CRH, Corticotropin-
Releasing Hormone; GLP-1, Glucagon-Like Peptide 1; MCH, Melanin-Concentrating Hormone; NPY,
Neuropeptide Y; SNS, Système Nerveux Sympathique; TRH, Thyrotropin-Releasing Hormone; UCP-1,
Uncoupling Protein 1. Traduit et adapté de Richard and Boisvert., The neurobiology of obesity, Obesity
supp vol. 14, 2006.
1.1 Les signaux périphériques régulant l’homéostasie énergétique.
Les signaux périphériques régulant l’homéostasie énergétique sont libérés de manière
séquentielle par différents organes durant ou consécutivement à l’ingestion de nourriture. Aussi,
selon le moment où ils sont mis en action, on distingue les stimuli de la phase céphalique
(sensoriels), de la phase gastrique (mécaniques, chimiques et hormonaux) et de la phase
postprandiale (nutriments et hormones) (Berthoud, 2002). (Figures 2 et 3.).
Figure 2: Représentation spatiotemporelle des différentes phases d’un cycle de prise
alimentaire.
Le dégradé de noir et blanc représente l’intensité de la sensation de satiété et de faim.
Abréviation : DR, début du repas; FR, fin du repas; PRC, Phase de réponses céphaliques; PSC,
poursuite de stimulation céphalique. Traduit de (Smeets et al., 2010).
PRC$ PSC$
Phase$céphalique$
Phase$gastrique$
Inges6on$$$$$$Diges6on$$$$$$$$Absorp6on$
Sa6a6on$$$$$$$$$$$$$$$$$$$$$$$$$$$$Sa6été$
Faim$
DR$ FR$ DR$FR$ DR$DR$intervalle$entre$les$repas$$
$ striq $
distension$de$l’estomac,$détec6on$des$nutriments$$
et$libéra6on$d’hormones$
PRC$ PSC$
La$pensée,$l’an6cipa6on,$la$vision,$l’odorat,$le$gout$et$les$sensa6ons$oropharyngées$$$
33. 7
Figure 3: Modèle d’intégration des signaux d'adiposité et de satiété.
Abréviation : AP, l’area postrema; CCK, la cholécystokinine; GLP-1, Glucagon-Like Peptide 1; NTS, le
noyau du tractus solitaire; OXM, l’oxyntomoduline; PP, le polypeptide pancréatique; PYY (3-36), le
peptide yy (3-36). Traduit de (Wren and Bloom, 2007).
Afférences
vagales
Intestin
Pancréas
Tissu
adipeux
estomac
étirement
nutriments
Ghréline
insuline
leptine
Adiponectine
Visfatine
Resistine
34. 8
1.1.1 Les signaux sensoriels et la phase céphalique.
Avant la phase d’ingestion, les signaux sensoriels visuels, olfactifs, tactiles et gustatifs vont
guider nos choix alimentaires. En effet, au cours de l’apprentissage, ces différents sens font appel
à la partie hédonique du SNC, dans le but d’attribuer une valeur palatable aux aliments. Il a été
montré chez l’humain et d’autres primates que l’information visuelle est intégrée avec les
informations provenant de l’olfaction et du goût pour former des associations polymodales au
niveau du cortex (Berthoud, 2002). De plus, l’activation de ces sens influe sur la physiologie
digestive en permettant d’initier la digestion céphalique, qui prépare le tractus gastro-intestinal,
afin d’optimiser notamment la digestion et l’absorption des nutriments. Enfin, la phase
céphalique permet à l’organisme d’anticiper l’élévation de la glycémie (Smeets et al., 2010), et
intervient également dans l’activation de la thermogenèse (LeBlanc, 2000).
1.1.2 L’effet des signaux digestifs et des métabolites sur la prise alimentaire.
Les signaux digestifs sont secrétés en fonction de la nature physico-chimique du bol
alimentaire. En effet, les caractéristiques physiques du bol alimentaire sont détectées par les
mécanorécepteurs du tube digestif, qui remplissent une fonction très importante dans le contrôle
de la prise alimentaire (Powley and Phillips, 2004). Lors de la distension gastrique, consécutive
au passage du bol alimentaire dans l’estomac, les mécanorécepteurs de la paroi gastrique
stimulent le nerf vague qui communique avec le SNC pour mettre en place une réponse
anorexigène chez le rat (Phillips and Powley, 1996; Berthoud et al., 2001). Ainsi, il a été montré
que l’ingestion d’un bol alimentaire volumineux mais à faible valeur calorique chez l’humain a
un court effet inhibiteur sur la réalimentation (Kral and Rolls, 2004).
Parallèlement, l’intestin est également capable d’intégrer les caractéristiques chimiques du
bol alimentaires. En effet, dans l’intestin les aliments sont dégradés en macro- et
micronutriments, facilement transportables et assimilables par l’organisme. La nature de ces
nutriments peut être détectée grâce à des chémorécepteurs spécifiques présents sur les différents
types de cellules de l’épithélium intestinal (Powley and Phillips, 2004).
L’activation de ces cellules par leur nutriment respectif entraîne une sécrétion d’hormones
anorexigènes (Badman and Flier, 2005) (Figure 3.). D’autre part, les nutriments que sont les
35. 9
métabolites, c’est à dire le glucose, les acides aminés et les acides gras, peuvent agir directement
sur le SNC (Blouet and Schwartz, 2010). De ce fait, l’augmentation de leurs concentrations
plasmatiques, s’accompagne d’une inhibition proportionnelle de la prise alimentaire.
1.1.2.1 Les signaux gastro-intestinaux.
Le tractus gastro-intestinal est l’organe endocrinien le plus volumineux de l’organisme.
Celui-ci synthétise de nombreuses hormones d’environ 10 à 50 acides aminés qui participent au
contrôle de la prise alimentaire et de la dépense énergétique (Lancha et al., 2012). Parmi celles-ci,
la ghréline qui est synthétisée par l’estomac est la seule hormone orexigène circulante connue à
ce jour (Wren et al., 2001). De plus, les signaux anorexigènes comme la cholécystokinine (CCK),
le glucagon-like peptide 1 (GLP-1) et le peptide YY (PYY) sont secrétés par l’intestin (Troke et
al., 2014).
L’estomac.
La ghréline constitue la principale hormone libérée dans la circulation sanguine par
l’estomac. Celle-ci est sécrétée par les cellules X/A du fundus de l’estomac. Son taux
plasmatique augmente consécutivement au jeûne et diminue dès l’absorption de nutriments. Des
études réalisées chez l’Homme et le rongeur indiquent qu’une injection chronique de ghréline par
voie sanguine s’accompagne d’une augmentation de la masse adipeuse (Tschöp et al., 2000;
Wren et al., 2001; Rodríguez et al., 2009) et dont l’augmentation dans le sang chez l’Homme est
corrélé avec une diminution de la dépense énergétique (St-Pierre et al., 2004), indiquant que cette
hormone exerce des effets pro-anaboliques. De plus, des études réalisées chez le rongeur
montrent que les effets de cette hormone sont également observés suite à une injection centrale,
suggérant que les effets de la ghréline sont relayés en partie par le SNC (Tschöp et al., 2000;
Asakawa et al., 2001). Par ailleurs des études réalisées par Chen et ses collaborateurs indiquent
que la ghréline constitue à ce jour l’une des rares hormones orexigènes identifiées, capable de
stimuler l’activité des neurones à neuropeptide Y (NPY) et/ou à agouti-related peptide (AgRP)
situés dans le noyau arqué de l’hypothalamus (ARC) (Chen et al., 2004a), suggérant que les
effets pro-anaboliques sont relayés en partie par l’activation de cette population de neurones.
Enfin, il a été montré chez la souris que l’effet négatif de la ghréline sur la dépense énergétique
est relayé par l’activation du récepteur de la ghréline (GHS-R) présent au niveau du BAT (Lin
36. 10
and Sun, 2012), suggérant que la ghréline exerce ces effets via l’activation simultanée de cibles
centrales et périphérique via le BAT.
L’intestin.
L’intestin est subdivisé en plusieurs parties, incluant le duodénum, situé juste après le
pylore gastrique, puis le jéjunum, l’iléon et le colon qui est relié au rectum.
Au niveau du duodénum et du jéjunum, les cellules de type I libèrent de la CCK en réponse
aux lipides et aux protéines contenus dans le bol alimentaire. La CCK fut la première hormone
gastro-intestinale anorexigène à être identifiée chez le rat (Gibbs et al., 1973). Ainsi, des travaux
réalisé chez l’homme montrent que l’injection périphérique de CCK induit une diminution dose
dépendante de la prise de nourriture (Lieverse et al., 1995). Des études réalisées chez le rongeur
suggèrent de plus que ces effets anorexigènes passent par l’activation des récepteurs CCK 1 et 2
situés sur le nerf vague et dans de nombreuses régions cérébrales (Moran et al., 1997).
Cependant, à long terme les animaux vont compenser l’effet anorexigène aigu observé. Par
ailleurs, des études réalisées par Smith et ses collaborateurs chez le rat, montrent que la CCK ne
modifie pas le comportement alimentaire chez des animaux ayant préalablement subi une
vagotomie, indiquant que les effets anorexigènes de la CCK sont relayés par le nerf vague (Smith
et al., 1981). Enfin, des travaux plus récents indiquent que l’injection périphérique/centrale de la
CCK pourrait également stimuler la dépense énergétique (Lo et al., 2010), toutefois la nature des
voies impliquées dans cette réponse pro-anabolique est actuellement indéterminée.
Plus en aval dans l’intestin, les cellules L de l’iléon secrètent du GLP-1 consécutivement au
passage du bol alimentaire. Celui-ci, en plus d’activer les voies anorexigènes centrales, participe
également à la régulation (i) de la sécrétion d’insuline par les cellules β pancréatiques, (ii) de la
motilité gastrique et (iii) de la concentration plasmatique de glucagon (Drucker, 2005). Le GLP-1
est une hormone essentielle dans la régulation de l’homéostasie énergétique, car en agissant
positivement et rapidement sur la satiété, elle permet de limiter la quantité d’aliments ingérés et
d’augmenter le délai entre les repas (Williams et al., 2009). Enfin, des études réalisées chez le rat
montrent que l’injection intraveineuse de GLP-1 s’accompagne d’une augmentation de la
consommation d’oxygène (Osaka et al., 2005). Toutefois, des études réalisées par la suite chez la
souris montrent que l’invalidation du gène codant pour le récepteur de GLP-1 (GLP-1R) ou bien
37. 11
l’administration périphérique d’un antagoniste de ce récepteur s’accompagnent d’une
augmentation de la dépense énergétique (Hansotia et al., 2007; Knauf et al., 2008), indiquant que
les mécanismes de régulation de ce récepteur nécessite d’être mieux appréhendé.
Enfin, suite au passage du bol alimentaire dans la partie distale de l’intestin, les cellules de
type L localisées au niveau du colon secrètent du PYY dans la circulation sanguine. Le PYY est
une hormone présente chez tous les vertébrés et codée par un gène paralogue au NPY (Tatemoto
and Mutt, 1980). Le PYY est secrété sous deux formes aux caractéristiques pharmacologiques
distinctes, le PYY (1-36) et le PYY (3-36) qui constitue la forme majoritaire (Grandt et al., 1994;
Kirchner et al., 2010). Ainsi, des travaux réalisés chez le rongeur indiquent que le PYY1-36 exerce
des effets orexigènes en se liant spécifiquement aux récepteurs du NPY de types 1 (Y1) et 5 (Y5)
(Kanatani et al., 2000). Toutefois, des études réalisées chez le rongeur et l’homme indiquent que
le PYY (3-36) exerce quant à lui des effets anorexigènes et pro-anaboliques via l’activation du
récepteur du NPY de type 2 (Y2), (Dumont et al., 1995; Batterham et al., 2002; Sloth et al., 2007;
De Silva et al., 2011) dans l’ARC (Teubner and Bartness, 2013). Enfin, la sécrétion de la forme
clivée de PYY est sous le contrôle de la dipeptidyl-peptidase 4 (DPP-4), suggérant que synthèse
de DPP-4 est essentiels dans la régulation de la balance énergétique (Troke et al., 2014).
1.1.2.2 L’effet des métabolites.
Les métabolites, tel que le glucose, les acides aminés et les acides gras, sont issus de la
dégradation des aliments par les processus de digestion et peuvent être stockés puis libérés par le
tissu adipeux et le foie lors d’un jeûne prolongé et même le muscle squelettique dans des cas
extrêmes. Les variations de taux circulants des différents métabolites sont détectées au niveau de
l’hypothalamus afin de déterminer le statut énergétique de l’organisme.
Le glucose.
Les premières études visant à évaluer la capacité du SNC à intégrer les variations de la
glycémie, ont montré qu’une altération centrale de la glycémie s’accompagne d’une diminution
de la dépense énergétique et d’une augmentation de la consommation de nourriture chez le
rongeur (Müller et al., 1973). Des expériences réalisées par la suite chez les rongeurs montrent
que la prise de nourriture consécutive à une période d’hypoglycémie est inhibée par l’injection
38. 12
périphérique de glucose (Campfield et al., 1985), suggérant que le glucose constitue à lui seul un
signal anorexigène. Par ailleurs, une étude réalisée chez le rongeur indique que la prise
alimentaire peut être stimulée par l’injection centrale de 2-deoxyglucose, un analogue non
métabolisable du glucose, chez des animaux nourris ad libitum (Berthoud and Mogenson, 1977).
Enfin, des travaux réalisés en collaboration avec notre laboratoire montrent que l’intégration par
le SNC des variations de la glycémie impliquent la libération d’endozépines par les cellules
astrogliales hypothalamiques (Lanfray et al., 2012).
Les acides aminés.
Au milieu du siècle dernier, Mellinkoff suggéra l’existence d’une relation directe entre les
taux circulants d’acides aminés et le sentiment de satiété (Mellinkoff et al., 1956). Plus tard, des
études ont mis en évidence qu’un régime alimentaire riche en protéines est suivi, dès le premier
jour, par une diminution de la prise alimentaire et une augmentation de la concentration en acides
aminés dans le sang et dans le liquide céphalorachidien (Peters and Harper, 1987; Harper and
Peters, 1989). Par la suite, il a été montré par microdialyse, que les concentrations en acides
aminés essentiels, telles que la leucine, sont augmentées dans certains noyaux hypothalamiques
consécutivement à la prise d’un repas hyper-protéiné (Currie et al., 1995), suggérant que les
variations de leurs concentrations plasmatiques peuvent être intégrées par certaines structures du
SNC. Ainsi, des travaux réalisés par Cota et ses collaborateurs ont montré que l’injection centrale
de leucine induit une diminution de la prise alimentaire chez des rats à jeun (Cota et al., 2006).
Enfin, les travaux de Schwartz et ses collaborateurs ont montré que les effets satiétogènes d’une
injection centrale de leucine sont relayés par l’activation des neurones à pro-opiomélanocortine
(POMC)/ cocaine- and amphetamine- regulated transcript (CART) du ARC et s’accompagnent
d’une stimulation des neurones à ocytocine, du noyau paraventriculaire de l’hypothalamus (PVH)
et des fibres sympathiques du noyau du tractus solitaire (NTS) (Blouet et al., 2009).
Les acides gras.
À la même époque que Mellinkoff, Kennedy suggéra que les acides gras circulants sont
impliqués dans le contrôle de la prise alimentaire (Kennedy, 1953). De nos jours, il est bien établi
que l’intégration centrale des variations de la lipidémie plasmatique participe à la régulation (i)
du comportement alimentaire, (ii) de la sécrétion d’insuline ainsi que (iii) de la production
39. 13
hépatique de glucose. Ainsi, des travaux réalisés chez le rat par Obici et Schwinkendorf ont
montré que l’injection centrale d’acide oléique induit une diminution de la prise alimentaire et de
la production hépatique de glucose (Obici et al., 2002). Ces effets pro-cataboliques
s’accompagnent d’une stimulation des neurones à POMC/CART et d’une inhibition de l’activité
des neurones à NPY/AgRP (Obici et al., 2002; Schwinkendorf et al., 2011), suggérant que ces
populations neuronales participent à l’intégration centrale des variations de la lipidémie.
1.1.3 Les signaux postprandiaux.
Les signaux postprandiaux participant à la régulation de l’homéostasie énergétique sont
libérés par différents tissus en réponse aux variations des taux circulant de métabolites. Les deux
signaux post-prandiaux les mieux caractérisés sont l’insuline et la leptine, qui sont
respectivement produits par le pancréas et le tissu adipeux blanc.
1.1.3.1 L’insuline.
L’insuline est secrétée par les cellules β du pancréas lors de l’augmentation de la glycémie
en condition postprandiale (Granger and Kushner, 2009). L’insuline est une hormone
hypoglycémiante dont les effets sont opposés à ceux du glucagon produit par les cellules α
pancréatiques, et qui permet de maintenir la glycémie proche d’une valeur moyenne de 5 mM
chez le rongeur et l’homme (Jiang and Zhang, 2003). Des études de liaison radioactive, réalisées
au début des années 70, ont permis d’identifier le récepteur de l’insuline (INS-R), un récepteur
ubiquitaire présent chez tous les vertébrés (Freychet et al., 1971). Par la suite, des résultats ont
montré que l’injection centrale d’insuline induit une diminution de la prise alimentaire ainsi
qu’une augmentation de la dépense énergétique chez le singe (Woods et al., 1979), suggérant que
l’insuline est capable d’activer certaines voies neuronales pro-cataboliques. Par ailleurs, des
expériences réalisées chez le rongeur indiquent que l’injection intrapéritonéale d’insuline stimule
l’expression de la POMC dans le ARC, suggérant que cette hormone est capable de traverser la
barrière hémato-encéphalique et exerce ses effets anorexigènes via l’activation de la voie du
système mélanocortine (Kim et al., 1999). Enfin, une étude réalisée chez le rat montre que l’effet
anorexigène d’une injection centrale d’insuline est bloqué par un antagoniste des récepteurs aux
mélanocortines 3 et 4 (MC3/4R) (Benoit et al., 2002), confirmant ainsi que l’effet satiétogène de
l’insuline est relayé par l’activation du système mélanocortinique.
40. 14
1.1.3.2 La leptine.
La leptine est une adipokine de 16 kDa codée par le gène ob (Zhang et al., 1994),
principalement produite par les adipocytes blancs (Ahima and Osei, 2004). Les taux circulants de
cette adipokine sont proportionnels à la quantité de tissu adipeux et reflètent de ce fait le statut
énergétique de l’organisme. Les obeses présentent par conséquent des taux sanguins de leptine
supérieur à la normale, qui a pour conséquence la mise en place à long terme d’une résistance à la
leptine (Carter et al., 2013). Les modèles transgéniques murins déficients pour le gène de la
leptine (souris ob/ob) ou pour le gène du récepteur de la leptine (souris db/db) présentent un
phénotype obèse caractérisé par une augmentation de la prise alimentaire et une diminution de la
dépense énergétique (Friedman and Halaas, 1998). L’administration chronique de leptine à des
souris ob/ob entraîne une réduction de la prise alimentaire, une augmentation de la dépense
énergétique et une réduction rapide de la masse corporelle (Weigle et al., 1995). Le gène db qui
code pour le récepteur de la leptine permet, par des mécanismes d’épissage alternatif, la synthèse
de plusieurs isoformes (courtes, longues et secrétées) (Moran and Phillip, 2003). Au niveau du
SNC, la leptine se lie à la forme longue Ob-Rb dont l’expression est très élevée dans
l’hypothalamus ventromédian (Funahashi et al., 2003). L’invalidation du gène db, spécifiquement
dans le SNC, induit un phénotype obèse, hyperphage et hypométabolique (Seeley et al., 1996).
Enfin, l’administration de leptine diminue l’expression des acides ribonucléiques messagers
(ARNm) codant pour les gènes NPY et AgRP, tout en augmentant ceux codant pour le gène de la
POMC (Cowley et al., 2001), suggérant que les effets de la leptine sont relayés par la stimulation
et l’inhibition des voies neuronales hypothalamiques respectivement anorexigènes et orexigènes.
Par ailleurs, de nombreuses adipokines tels que l’adiponectine, la resistine et l’acylation
stimulating protein issues elles aussi du tissu adipeux blanc semblent également impliquées dans
la régulation de l’homéostasie énergétique (Lancha et al., 2012), toutefois l’importance de ces
adipokines in vivo reste à être déterminée sachant que leurs secrétions n’est pas synchrone avec la
phase postprandiale.
41. 15
1.2 La régulation centrale de l’homéostasie énergétique.
Le système nerveux central (SNC) est le siège de l’intégration des différents signaux
périphériques relatifs au statut énergétique de l’organisme. Chacun des signaux périphériques
mobilise une ou plusieurs voies neuronales spécifiques afin de générer une multitude de réponses
contrôlant les deux leviers de la régulation de l’homéostasie énergétique. Parmi les différentes
structures du SNC impliquées dans ces réponses, l’hypothalamus est considéré comme le
principal centre intégrateur régulant l’homéostasie énergétique. Néanmoins, d’autres structures,
tels que le noyau du tractus solitaire (NTS), une structure de la région pontique contrôlant
l’activité du système nerveux autonome (SNA) et le métabolisme périphérique (Schwartz et al.,
2000; Myers and Olson, 2012), agissent en synergie avec l’hypothalamus afin de réguler la
balance énergétique.
1.2.1 Le rôle de l’hypothalamus dans l’homéostasie énergétique.
L’hypothalamus est la partie antéro-inférieure du diencéphale. Il est délimité dans sa partie
rostrale par le chiasma optique, la lamina terminalis et la commissure antérieure, alors que dans
sa partie caudale il est circonscrit par un plan vertical postérieur aux corps mamillaires. Au
niveau dorsal, il est bordé par le thalamus, alors que du côté ventral le plancher hypothalamique
est en contacte direct avec le liquide céphalorachidien (LCR) (figure 3).
Le rôle essentiel de l’hypothalamus dans le contrôle de l’homéostasie énergétique fut
suggéré dès les années 40, par des travaux montrant que la lésion du noyau ventromédian
entrainait une hyperphagie et une obésité alors qu’une lésion de l’hypothalamus latéral conduisait
à une réduction de la prise alimentaire et à la perte de poids chez le rat (Hetherington and Ranson,
1940; Anand and Brobeck, 1951). Par la suite, de nombreuses études ont montré l’implication de
l’ARC dans la régulation de l’homéostasie énergétique.
42. 16
Figure 4: Section sagittale du cerveau de rat montrant l'emplacement de l'hypothalamus.
Figure 5: Représentation tridimensionnelle de l'hémisphère droit de l'hypothalamus du rat.
Abréviations : AHA, aire hypothalamique antérieure; ARC, noyau arqué; AV3V, aire
antéroventrale du 3éme
ventricule; CI, capsule interne; DP, sous noyau parvocellulaire dorsal du noyau
paraventriculaire (PVH); DMH, noyau dorsomédian; F, fornix; LHA, aire latérale; LM, sous noyau
magnocellulaire latéral du PVH; LPOA, l’aire préoptique latérale; ME, éminence médiane; MP, sous
noyau parvocellulaire médial du PVH; MPO, noyau préoptique médial; OT, tractus optique; SCh, noyau
suprachiasmatique; SON, noyau supraoptique; SI, substantia inomminata; ST, noyau sous-thalamique;
VMH, noyau ventromédian; VP, sous noyau parvocellulaire ventral du PVH. Tirée de (Berthoud, 2002).
43. 17
L’ARC est situé immédiatement au-dessus de l’éminence médiane, un organe circum-
ventriculaire permettant le passage des hormones et des nutriments du sang vers le LCR, et est en
mesure de percevoir les modifications du statut énergétique de l’organisme (Schwartz et al.,
2000; Dhillo, 2007). L’ARC est un noyau composé notamment de deux populations de neurones
distinctes dites de premier ordre, agissant de façon opposée sur la prise alimentaire. L’une
exprime la POMC, le précurseur de l’alpha melanocyte-stimulating hormone (α-MSH) (Poggioli
et al., 1986) et le cocaine and amphetamine-regulated transcript (CART) (Kristensen et al.,
1998; Elias et al., 1998b) qui sont des neuropeptides anorexigènes, tandis que l’autre produit le
NPY (Stanley et al., 1986; Hahn et al., 1998) et l’agouti-related protein (AgRP) (Hahn et al.,
1998; Broberger et al., 1998a), deux neuropeptides orexigènes. Ces deux populations neuronales
projettent vers différents neurones dits de second ordre, situés dans l’ensemble de l’hypothalamus
et notamment dans le noyau paraventriculaire (PVH), l’aire latérale (LHA), le noyau
ventromédian (VMH) et le noyau dorsomédian (DMH) de l’hypothalamus. Ces derniers sont
largement impliqués dans le contrôle de la prise alimentaire et/ou dans la régulation de
l’homéostasie énergétique (DeFalco et al., 2001; Berthoud, 2002; Myers and Olson, 2012; Parker
and Bloom, 2012). Les principaux peptides identifiés comme impliqués dans le contrôle de la
prise alimentaire sont recensés dans le tableau 1.
1.2.1.1 Les neurones de premier ordre du noyau arqué.
Les neurones POMC/CART.
Bien que l’α-MSH ai été découverte à la fin des années 50 (Harris, 1959), son précurseur, la
POMC, ainsi que son principal lieu de synthèse, l’ARC, ne furent identifiés qu’à la fin des années
70 (Mains et al., 1977; Jacobowitz and O'Donohue, 1978). Durant la première moitié des années
90, 5 récepteurs aux mélanocortines (MCR) furent caractérisés (Mountjoy et al., 1992; Chhajlani
et al., 1993; Gantz et al., 1993a; 1993b; Labbé et al., 1994), dont notamment les MCR de types 3
et 4, deux récepteurs présents exclusivement au niveau du SNC (Mountjoy, 2010) (Cf. 3.1.1.2).
Des expériences, réalisées à l’aide de la technique d’hybridation in situ chez le rongeur, indiquent
que le jeûne aigu ou chronique s’accompagne d’une diminution des taux d’ARNm codant la
POMC au niveau de l’ARC, et que ces effets sont renversés suite à la réalimentation des
44. 18
Tableau 1: Principaux facteurs hypothalamiques impliqués dans la régulation de
l’homéostasie énergétique.
peptides
Récepteur(s)
impliqué(s)
Site(s)
d’expression
dans
l’hypothalamus
références
Facteurs
orexigènes
AgRP
MC3-‐R,
MC4-‐R
ARC
(Fong
et
al.,
1997)
Beacon
N.D.
ARC,
LHA,
PVH
(Collier
et
al.,
2000)
Dynorphine
Kappa
PVH
(Lambert
et
al.,
1993)
GABA
GABAa,
GABAb
ARC,
VMH
(Patel
and
Ebenezer,
2004)
Galanine
Gal-‐R1,
-‐R2,
-‐R3
ARC,
DMH,
LHA
(Branchek
et
al.,
2000)
Galanin-‐like
peptide
Gal-‐R2
ARC,
PVH
(Seth
et
al.,
2004)
Ghréline
GHS-‐R
ARC
(Wren
et
al.,
2001)
MCH
MCH1-‐R,
MCH2-‐R
LHA
(Qu
et
al.,
1996)
Neuropeptide
Y
Y1-‐R,
Y2-‐R,
Y5-‐R
ARC,
DMH,
VMH
(Erickson
et
al.,
1996)
Nociceptine
ORL-‐1
ARC
(Polidori
et
al.,
2000)
Orexine
A
Ox1-‐R,
Ox2-‐R
LHA
(Haynes
et
al.,
1999;
Shiraishi
et
al.,
2000)
VGF
N.D.
ARC
(Hahm
et
al.,
2002)
amandamine
CB1R
ARC,
LHA,
VMH,
DMH,
PVH
(Ameri,
1999)
26RFa/43RFa
GPR103
LHA
(do
Rego
et
al.,
2006)
Facteurs
anorexigènes
α-‐MSH
MC3-‐R,
MC4-‐R
ARC
(Fan
et
al.,
1997;
Yaswen
et
al.,
1999)
Apéline
APJ
ARC,
PVH
(Reaux
et
al.,
2002)
BDNF
TrkB
VMH
(Xu
et
al.,
2003)
Bombésine/GRP
GRP-‐R
PVH
(Wada
et
al.,
1998)
CART
N.D.
ARC,
DMH,
LHA
(Bannon
et
al.,
2000)
CGRP
CGRP-‐R
ARC,
LHA
(Dhillo
et
al.,
2003)
CRH
CRH1-‐R,
CRH2-‐R
PVH
(Richard
et
al.,
2000)
ODN
RCPG
de
l’ODN
ARC
(do
Rego
et
al.,
2007)
Dopamine
D1,
D2
ARC,
DMH
(Ladurelle
et
al.,
1991)
GLP-‐1
GLP1-‐R
ARC,
DMH,
LHA,
PVH,
VMH
(Tang-‐Christensen
et
al.,
1996;
Peters
et
al.,
2001)
GLP-‐2
GLP2-‐R
DMH
(Tang-‐Christensen
et
al.,
2000)
Nesfatine-‐1
N.D.
ARC,
PVH
(Kohno
et
al.,
2008)
Neuromédine
S
NMU2R
PVH
(Ida
et
al.,
2005)
Neuromédine
U
NMU2R
VMH
(Kowalski
et
al.,
2005)
Neuropeptide
B
et
W
GPR7
PVH
(Ishii
et
al.,
2003)
Neurotensine
NTR-‐1
ARC,
DMH,
PVH,
VMH
(Remaury
et
al.,
2002)
NPFF
NPFF-‐1,
NPFF-‐2
VMH,
DMH
(Sunter
et
al.,
2001)
Ocytocine
OXT-‐R
PVH
(Arletti
et
al.,
1989;
Olson
et
al.,
1991)
PACAP
N.D.
ARC,
VMH
(Chance
et
al.,
1995;
Mizuno
et
al.,
1998)
PrRP
GPR10
DMH
(Gu
et
al.,
2004)
Sérotonine
5HT1,
5HT2
PVH
(Dourish,
1995;
Currie
et
al.,
2002)
Somatostatine
N.D.
ARC,
VMH
(Scalera
and
Tarozzi,
1998)
TRH
TRH-‐R1
PVH
(Kow
and
Pfaff,
1991)
Urocortine
CRH2-‐R
VMH,
LHA
(Ohata
et
al.,
2000;
Reyes
et
al.,
2001)
Abreviations: ARC, noyau arqué de l’hypothalamus; DMH, noyau dorsomédian de l’hypothalamus; LHA,
l’aire latérale de l’hypothalamus; PVH, noyau paraventriculaire de l’hypothalamus; VMH, noyau
ventromédian de l’hypothalamus.
45. 19
animaux, indiquant que l’expression de la POMC au niveau de l’ARC est fonction du statut
énergétique de l’organisme (Swart et al., 2002).
Chez la souris, l’invalidation du gène de la POMC induit un phénotype obèse, hyperphage
et hypométabolique, indiquant que la POMC et ses dérivés jouent un rôle essentiel dans le
maintien de l’homéostasie énergétique chez le rongeur (Yaswen et al., 1999; Challis et al., 2004).
De même, plusieurs cas d’obésité sévère diagnostiqués chez l’homme sont associés à la présence
de mutations sur le gène codant pour la POMC (Krude et al., 1998), néanmoins les cas de perte
de fonction complète ont très rarement été répertoriés (Farooqi and O'Rahilly, 2006).
Les premières études pharmacologiques réalisées via l’injection intra-cérébro-ventriculaire
(i.c.v.) d’α-MSH, ou de son analogue cyclique synthétique, le melanotan-II (MTII), montrent une
diminution de la prise alimentaire, qui s’accompagne d’une perte de poids lors d’un traitement
chronique chez le rongeur (Fan et al., 1997), indiquant que l’α-MSH est un puissant facteur
anorexigène. D’autre part, des études réalisées chez le rongeur indiquent que les effets du MTII
sur la prise alimentaire peuvent être abolis par la co-injection d’un antagoniste des MC3/4R
(Rossi et al., 1998). L’utilisation de modèles génétiques a permis de mettre en évidence
l’importance de MC4R dans le contrôle de la prise alimentaire et dans la régulation de la balance
énergétique. En effet, les souris ayant une délétion du gène codant pour MC4R présentent une
hyperphagie accompagnée d’une obésité sévère (Huszar et al., 1997), ainsi qu’une absence
d’inhibition de la prise alimentaire lors de l’administration d’un agoniste aux MC3/4R (Chen et
al., 2000b). D’autre part, la délétion du gène codant MC3R n’entraine par de modification du
comportement alimentaire, cependant ces souris sont obèses, suggérant ainsi un rôle dans la
régulation du métabolisme périphérique (Chen et al., 2000a). Par ailleurs, la présence du MC3R
sur les neurones POMC de l’ARC, suggère que MC3R est un autorécepteur qui module la
synthèse de son propre agoniste, l’α-MSH (Jégou et al., 2000; Lee et al., 2008). Cependant,
l’implication exacte de cette fonction d’autorécepteur dans le métabolisme périphérique reste à
être précisée. Enfin, la double délétion de MC3/4R conduit à une hyperphagie importante et une
obésité extrême chez la souris, démontrant ainsi le rôle primordial du système mélanocortinique
dans la régulation de l’homéostasie énergétique de l’organisme (Atalayer et al., 2010). Chez
l’Homme, les mutations du gène codant pour MC3R sont associées avec de rares cas d’obésités
46. 20
sévères, tandis que des mutations du gène codant pour MC4R sont à l’origine de 5 à 6 % des cas
d’obésité morbide (Yeo et al., 1998; Farooqi and O'Rahilly, 2006).
Le CART est exprimé dans l’ARC au sein des mêmes neurones que la POMC (Elias et al.,
1998a). De façon similaire à la POMC, il voit ses niveaux d’expression diminués chez des rats
soumis à une privation aigue, ainsi que chez plusieurs modèles de souris obèses (Kristensen et al.,
1998), tandis que l’administration de la leptine augmente l’expression de l’ARNm du CART dans
l’ARC (Kristensen et al., 1998). L’administration centrale de CART chez les rongeurs diminue la
prise alimentaire, tandis que l’injection d’anticorps anti-CART l’augmente, démontrant ainsi le
rôle anorexigène de CART (Lambert et al., 1998). De plus, l’injection i.c.v. de CART inhibe
l’effet orexigène du NPY (Kristensen et al., 1998; Lambert et al., 1998). De façon surprenante,
l’injection de CART dans l’ARC augmente la prise de nourriture chez le rongeur (Abbott et al.,
2001). Ces résultats contradictoires suggèrent qu’il existe plusieurs populations neuronales
exprimant le CART et qu’elles exercent des rôles différents dans le contrôle de l’homéostasie
énergétique. Cependant, le récepteur du peptide CART reste à être élucidé (Harrold et al., 2012).
Les neurones NPY/AgRP.
Le NPY est un peptide de 36 acides aminés, dont les extrémités N- et C- terminales sont
constituées de tyrosine (Tatemoto et al., 1982). L’expression de l’ARNm de NPY au niveau de
l’ARC est doublée lors d’un jeûne, aigu ou chronique, puis on observe un retour vers des valeurs
basales après réalimentation des animaux (Sahu et al., 1988; Sanacora et al., 1990; Swart et al.,
2002). L’injection de NPY centralement, ou directement dans le PVH ou le LHA, initie la prise
d’un repas, dont la taille et la durée sont plus importantes que la normale (Stanley et al., 1985).
Par ailleurs, l’injection chronique de NPY chez le rat induit une obésité (Zarjevski et al., 1993).
L’ensemble des effets orexigènes du NPY sont relayés par les récepteurs Y1 et Y5 que l’on
retrouve dans differentes noyaux hypothalamiques et notamment dans le PVH et le LHA (Kopp
et al., 2002; Morin and Gehlert, 2006). Ces résultats montrent l’importance du NPY dans le
contrôle de la prise alimentaire. Cependant, des études sur les modèles de souris transgéniques
n’exprimant pas le NPY montrent que celles-ci ont un poids corporel et une masse adipeuse
normaux, s’ils reçoivent une diète de laboratoire standard (Thorsell and Heilig, 2002), alors que
les animaux nourris avec une diète riche en gras sont résistants à l’obésité (Patel et al., 2006).
47. 21
L’absence d’un phénotype «maigre» chez ces souris transgéniques suggère la présence de
mécanismes orexigènes compensatoires. En effet, une étude réalisée sur ce modèle montre qu’un
jeûne augmente l’expression du gène codant pour l’AgRP dans les neurones de l’ARC et que
l’injection de ce peptide entraine une augmentation importante de la prise alimentaire
comparativement à la souris sauvage (Marsh et al., 1999), indiquant que l’action de ce peptide
pourrait compenser l’absence de NPY chez le rongeur.
L’AgRP fut découverte sur un modèle de souris obèse, hyperphagique et avec un pelage
jaune, dont le phénotype est dû à la surexpression de la protéine agouti, dans l’ensemble de
l’organisme (Lu et al., 1994). Au sein du SNC, l’AgRP est exclusivement synthétisée par des
neurones de l’ARC et 95 % d’entre eux co-expriment le NPY (Broberger et al., 1998b). Lors d’un
jeûne de 24 h l’expression de l’AgRP est augmentée chez la souris suggérant ainsi son
implication dans le contrôle de la prise alimentaire (Swart et al., 2002). En effet, Il a été montré
que comme le NPY, l’AgRP induit des effets orexigènes lorsqu’il est injecté en i.c.v. (Rossi et
al., 1998) ou directement dans le PVH ou le DMH (Kim et al., 2000). L’action de l’AgRP a la
particularité d’être soutenue dans le temps, en effet, l’hyperphagie occasionnée chez le rat peut
durer jusqu'à 7 jours (Hagan et al., 2000). De la même façon que la protéine agouti, l’AgRP agit
comme un antagoniste naturel des récepteurs MC3/4R (Ollmann et al., 1997), le MC4R étant
constitutivement actif en absence de tout ligand, l’AgRP joue conséquemment le rôle d’agoniste
inverse (Nijenhuis et al., 2001).
1.2.1.2 Les neurones de second ordre.
Les principales populations neuronales de second ordre expriment les récepteurs MC3/4R,
Y1 et Y5 et sont présentes dans le LHA, le PVH, le VMH et le DMH.
Dans le LHA, les axones des neurones POMC/CART et NPY/AgRP de l’ARC forment des
contacts synaptiques avec différents neurones secrétant des neuropeptides tels que la melanin-
concentrating hormone (MCH) et l’orexine (Badami et al., 2010). En effet, dès 1998 Broberger et
ses collaborateurs ont montré que les neurones exprimant la MCH et l’orexine dans le LHA sont
les cibles des neurones NPY/AgRP de l’ARC (Broberger et al., 1998a). Par la suite, il a été
montré que l’injection centrale d’AgRP chez des souris nourries ad libitum stimule l’expression
de la MCH, cependant l’AgRP n’a pas d’effet sur l’expression de l’orexine. D’autre part,
48. 22
l’injection i.c.v. d’α-MSH inhibe l’expression de l’orexine sans modifier celle de la MCH dans le
LHA (Hanada et al., 2000). De même, les souris qui présentent une délétion du gène codant pour
la POMC montrent une surexpression de l’orexine dans le LHA (López et al., 2007). L’ensemble
des éléments précédemment cités démontre de façon évidente l’impact des neurones de premier
ordre de l’ARC sur l’expression de la MCH et de l’orexine dans le LHA. Par ailleurs, des études
réalisées à l’aide de certains modèles de souris transgéniques ont permis de mettre en évidence
l’importance de la MCH et de l’orexine dans la régulation de l’homéostasie énergétique. En effet,
la délétion du gène codant pour la MCH entraine une hypophagie chez des souris conduisant à un
phénotype mince (Shimada et al., 1998). De même, l’invalidation du gène codant l’orexine
s’accompagne d’une diminution de la prise de nourriture chez la souris (Hara et al., 2001).
Toutefois, ces souris orexine-/-
sont obèses, suggérant une diminution en parallèle de la dépense
énergétique (Cf. 2.2.2.1). Enfin d’un point de vue pharmacologique, il a été montré que ces deux
neuropeptides augmentent la prise de nourriture chez le rongeur, lorsqu’ils sont injectés par voie
i.c.v. (Qu et al., 1996; Székely et al., 2002).
Par ailleurs, la MCH est également secrétée par des neurones du DMH (Badami et al.,
2010). Ces neurones reçoivent également des projections venant des neurones de premier ordre
de l’ARC (Kalra et al., 1999). À leur tour, les neurones à MCH projettent vers différentes
structures du SNC, notamment le PVH et le VMH (Wynne et al., 2005), et ces connexions
pourraient constituer des boucles de rétrocontrôle. Cependant, la population neuronale la mieux
décrite à ce jour dans le DMH est constituée de neurones exprimant le NPY; celle-ci est connue
pour avoir un impact majeur sur la régulation de l’homéostasie énergétique. En effet, l’injection
d’un adenovirus associé avec l’ARNc antisens de NPY dans le DMH inhibe spécifiquement
l’expression de NPY dans le DMH et entraine une diminution de l’hyperphagie et de l’obésité
chez le rat OLETF (Otsuka Long Evans Tokushima Fatty), dont la spécificité est d’être
hyperphage, obèse et diabétique (Yang et al., 2009b; Bi et al., 2012).
Les axones des neurones POMC/CART et NPY/AgRP émettent également des contacts
synaptiques avec d’autres populations neuronales situées dans le PVH. Celles-ci produisent des
neuropeptides anorexigènes tels que la thyréolibérine ou Thyrotropin-Releasing Hormone (TRH)
(Fekete et al., 2000; Harris et al., 2001), la corticolibérine ou Corticotropin-Releasing Hormone
(CRH) (Suda et al., 1993; Valassi et al., 2008) et l’ocytocine (Choy and Watkins, 1977; Parker
49. 23
and Bloom, 2012). Des expériences réalisées chez le rongeur, montrent que l’expression de ces
trois neuropeptides est modifiée suite à une variation du statut énergétique ou à l’injection d’un
agent pharmacologique mimant ce phénomène. En effet, l’expression de l’ARNm de la TRH dans
le PVH est augmentée par l’injection d’α-MSH ou lors d’un jeûne (Fekete et al., 2000), tandis
qu’elle est diminuée après l’administration d’AgRP ou de NPY (Fekete et al., 2004; Valassi et al.,
2008). Par ailleurs, l’infusion de leptine augmente l’expression de l’ARNm de CRH (Masaki et
al., 2003). Ou encore, l’activité des neurones exprimant l’ocytocine est augmentée lors de la prise
d’un repas (Johnstone et al., 2006). De plus, l’injection centrale de TRH ou de CRH chez le rat
diminue sa prise alimentaire et son poids corporel (Valassi et al., 2008). De même, l’injection
centrale d’ocytocine en i.c.v. inhibe la prise de nourriture (Arletti et al., 1989). Il apparaît donc
clairement que le PVH, via la libération de ces neuropeptides dans différentes structures du SNC
est le siège d’une activité neuronale anorexigène.
Au niveau du VMH, les fibres des neurones POMC/CART et NPY/AgRP de l’ARC
forment des contacts synaptiques avec une population de neurones synthétisant un neuropeptide
anorexigène, le brain-derived neurotrophic factor (BDNF) (Rios et al., 2001; Xu et al., 2003;
Sternson et al., 2005). Il a été montré que la délétion du gène codant pour le BDNF chez l’homme
ou le rongeur, s’accompagne d’une hyperphagie et d’une obésité morbide (Lyons et al., 1999;
Yeo et al., 2004). De plus, chez la souris avec une délétion du gène MC4R, l’expression de
BDNF est réduite dans le VMH suggérant ainsi que l’effet satiétogène induit par le système
mélanocortinique passe par des neurones exprimant le BDNF (Xu et al., 2003). Enfin, les
neurones exprimant le BDNF émettent des projections vers plusieurs structures du SNC,
notamment vers le PVH, le LHA, le DMH et vers le NTS, démontrant ainsi le rôle de modulateur
du VMH dans la régulation du bilan d’énergie (McClellan et al., 2006).
1.2.2 Le rôle du NTS dans la régulation de l’homéostasie.
Le NTS se situe dans le tronc cérébral, où il organise l’action du SNA afin de contrôler
l’activité des différents organes périphériques impliqués dans la régulation de l’homéostasie
(Nonogaki, 1999). Il reçoit aussi un grand nombre d’afférences provenant de différents noyaux
hypothalamiques afin de moduler son activité pour réguler le métabolisme énergétique
périphérique (Horst et al., 1989; Schwartz et al., 2000). Cependant, certaines caractéristiques
50. 24
évoquées précédemment lui permettent d’intégrer les signaux périphériques et de participer avec
l’hypothalamus au contrôle la prise alimentaire (Schwartz, 2006).
1.2.2.1 Le NTS est le centre de l’activité du SNA.
Le SNA est contrôlé par le tronc cérébral et plus particulièrement par le NTS, dont les
projections innervent les neurones préganglionnaires des fibres sympathiques (ou
orthosympathiques) et parasympathiques, qui ont un effet opposé sur les organes cibles
(Robertson et al., 2011). Les fibres ortho- et parasympathiques, dont les neuromédiateurs sont
respectivement la noradrénaline et l’acétylcholine, innervent la plupart des organes périphériques
dont notamment le foie, le pancréas, les muscles squelettiques et les adipocytes (Robertson et al.,
2011). Ces organes sont responsables de la mise en réserve, ainsi que de la mise à disposition du
glucose et des acides gras en périphérie. Ainsi, le système parasympathique favorise le stockage
du glucose et des acides gras libres tandis que le SNS favorise leur libération (Scheurink and
Nolan, 1996).
1.2.2.2 Les interactions du NTS et de l’hypothalamus dans la régulation de l’homéostasie.
Le NTS est plus qu’un simple relais pour les entrées viscérales et gustatives. En effet, de
nombreuses études réalisées notamment chez le rongeur indiquent que le NTS, tout comme
l’ARC, présente des neurones à NPY/AgRP et à POMC/CART (Mountjoy et al., 1994; Wynne et
al., 2005; Morin and Gehlert, 2006). Le NTS a une seconde similitude avec l’ARC, car il est
adossé à une petite structure nommée l’area postrema (AP) qui constitue également un organe
circum-ventriculaire (Blouet and Schwartz, 2012). De par ses caractéristiques morphologiques
l’AP est capable de détecter les hormones circulantes et notamment les hormones gastro-
intestinales telles que la CCK (Hill et al., 1987), le GLP1 (Merchenthaler et al., 1999) ou le PYY
(Stanić et al., 2006). Ainsi, l’AP qui possède des connexions directes avec le NTS l’informe de
l’état du système digestif (Berthoud, 2002). De plus, grâce à ses nombreuses interconnexions
avec l’hypothalamus, il intervient dans la régulation de la balance énergétique (Berthoud, 2002).
A titre d’exemple, des expériences réalisées chez le rongeur ont montré que les neurones du
PVH exprimant de l’ocytocine et innervant le NTS (Blevins et al., 2003) sont capables de
moduler la prise alimentaire (Maejima et al., 2009), indiquant l’existence d’une communication
51. 25
bilatérale entre ces deux structures. D’autres études on mis en évidence que l’activation des
neurones situés dans le LHA stimule l’activité du SNA, alors que la modification de l’activité du
SNA par des organes cibles tels que les intestins et le foie, modulerait en retour, via le NTS,
l’activité électrique des populations neuronales du LHA (Kirchgessner, 2002). Enfin, l’activation
des récepteurs MCR4 exprimés sur les neurones de l’ARC qui se projettent vers le NTS diminue
l’appétit via l’activation du nerf vague (Williams et al., 2000).
52. 26
Figure 6: La régulation centrale de la balance énergétique.
Schéma illustrant l’ensemble des connaissances actuelles sur les relations entre les structures du SNC, les
neuropeptides et leurs récepteurs impliqués dans la régulation de l’homéostasie énergétique.
Abréviations : liste des structures cérébrales; Acb, le noyau accumbens; Am, l’amygdale; ARC, le noyau
arqué de l’hypothalamus; DMH, le noyau dorsomédian de l’hypothalamus; DMV, le noyau moteur dorsal du nerf
vague; IML, la colonne intermédiolatérale de la moelle épinière; LHA, l’hypothalamus latéral; NTS, le noyau du
tractus solitaire; PB, le noyau parabrachial; PVH, le noyau paraventriculaire de l’hypothalamus; SCH, le noyau
suprachiasmatique ; VMH, le noyau ventromédian de l’hypothalamus; VTA, l’aire tegmentale ventrale. Les triangles
représentent des récepteurs aux neuropeptides et les losanges représentent des récepteurs aux signaux périphériques
à l’exception du losange vert qui est un transporteur. Liste des récepteurs; CB1, le récepteur aux cannabinoïdes de
type 1; MC3R et MC4R, les récepteurs aux mélanocortines de type 3 et 4; NPY1R et NPY5R, les récepteurs au
neuropeptide Y de type 1 et 5 et le récepteur au Glucagon-Like Peptide-1 (R GLP-1). Les cercles représentent des
neuropeptides. Liste des neuropeptides : AgRP, Agouti-Related Peptide; CART, Cocaine- and Amphetamine-
Regulated Transcript; CRH, Corticotropin-Releasing Hormone; GABA, Acide γ-aminobutyrique; MCH, Melanin-
Concentrating Hormone; NPY, Neuropeptide Y; POMC, Pro-opiomélanocortine; TRH, Thyrotropin-Releasing
Hormone. Les hormones secrétées par la tige pituitaire; TSH, Thyroid-Stimulating Hormone; ACTH,
Adrenocorticotropic hormone. Les hormones secrétées par la thyroïde; T4, la thyroxine; T3, triiodothyronine.
Traduit du Metabolic Syndrome Eposter de Chun-Xia Yi, Lori Zeltser and Matthias Tschöp dans Nature Medecine.
Tige%
pituitaire%
Cortex% Hippocampe%
Glande%surrénale%
Bulbe%
olfac:f%
Muscle%
Pancréas%
Foie%
Tractus%%
gastro>intes:nal%% Tissu%adipeux%
blanc%
Tissu%adipeux%
brun%
Senseur%de%l’adiposité%et%de%la%sa:été%
Contrôle%autonome%du%métabolisme%
Contrôle%comportementale%de%l’alimenta:on%
Régulateur%et%senseur%glycémique%
Horloge%et%synchronisa:on%du%métabolisme%
Contrôle%neuroendocrinien%du%métabolisme%
Glande%
thyroïdienne%
Transporteurs%du%glucose%dédié%à%sa%percep:on%%
R%lep:ne%
R%insuline%
R%ghréline%
R%GLP>1%
R%estrogène%
MC3R%
MC4R%
NPY1R%
NPY5R%
CB1%
Dopamine%
Ocytocine%
Vasopressine%
TRH%
CRH%
Glutamate%
Acétylcholine%
NPY/AGRP/GABA%
POMC%
CART%
Orexine%
MCH%
Dynorphine%
GABA%
Hormones%%
de%croissance% Innerva:on%%
parasympathique%
Innerva:on%%
sympathique%
T4/T3%
ACTH%
TSH%
Adrénaline%
Cor:sol%
ARC%
DMH%PVH%
VTA%LHA%
Am% VMH%
SCH%
Acb%
PB%
NTS%
DMV%
IML%
